Interprétations générales du système

Quelques conclusions peuvent être tirées de l’analyse structurale du système récepteur- ligand. L’interprétation de ces résultats se fait à deux niveaux : site de liaison et ligand.

E

A _B

74 II.3.2.1 Analyse du site de liaison

Les récepteurs aux œstrogènes sont des protéines avec des sites de liaison flexibles pouvant intégrer une variété de composés stéroïdiens et/ou non stéroïdiens. En conséquence, le site actif n’a pas une topologie invariante mais elle sera corrélée à la taille et à la fonction du ligand (agoniste ou antagoniste). Dans le but de comprendre la dynamique de ce site, la surface des REs a été découpée transversalement et le site est divisé en quatre régions principales (Figure 35) :

 Une cavité (poche) essentielle (A) où l’œstradiol se loge dans le plan horizontal.

 Un canal où une molécule d’eau est quasiment présente et co-cristallisée avec le complexe. Ce canal est souvent ouvert lorsque le ligand est plus grand que l’EST.

 une deuxième poche à la sortie du canal qui est plus petite que la poche A dans le cas du REα mais généralement plus grande dans le cas du REβ, c’est la cavité B.

 Dans certains cas, la poche A possède des extensions vers le plan vertical surtout lorsque le ligand est un antagoniste de grande taille. Cette extension est attribuée à une troisième poche, la cavité C.

Figure 35 : Organisation du site de liaison des REs.

Ces régions seront discutées plus tard lors de la réalisation d’expériences d’arrimage moléculaire. Les récepteurs aux œstrogènes présentent un site de liaison assez vaste et flexible, pouvant acquérir des conformations variables, ce qui explique le choix de se limiter à des conformations canoniques pour envisager les calculs du docking. La classification des chaînes protéiques et des ligands a permis alors d’accéder à une représentation globale de toutes les

Poche C

Poche A

Canal Poche B

75 conformations possibles, présentes dans la cristallographie, adoptées par les récepteurs lors de la fixation du ligand.

L'hypothèse émise, est que cette classification sépare les sites à tendance agonistes de ceux à tendance antagonistes ; ce qui fait que les ligands agonistes préfèrent se loger dans des conformations agonistes tandis que les ligands antagonistes préfèrent des conformations antagonistes. En conclusion, le docking pourrait reproduire les données expérimentales, au moins en termes de caractère agoniste et antagoniste des ligands.

Pour les calculs de l’arrimage moléculaire, chaque ligand sera donc arrimé dans les six structures du REα et dans les cinq structures du REβ.

II.3.2.2 Analyse des ligands dans leur site

Il est bien connu dans la littérature que la fixation des ligands aux récepteurs d’œstrogènes se fait par l’intermédiaire d’un cycle phényle (Appendino G et al., 2002 ; Nazrullaev SS et al., 2008). Dans notre cas, la majorité des ligands possèdent dans leur structure le pharmacophore phényle (ou au moins un cycle benzène) indispensable au procédé de la fixation moléculaire.

L’analyse de la fixation des ligands dans leur site montre que la partie phényle s’oriente toujours vers le canal à travers la fonction hydroxyle qui assure l’interaction avec la molécule d’eau co-cristallisée avec le complexe. Quelques soit le type du ligand analysé (agoniste ou antagoniste), la position du cycle phényle se reproduit, ce qui donne à ce pharmacophore une grande importance surtout lors de l’interprétation des résultats du docking. En effet, l’agencement structural de cette partie phényle servira de critère de sélection de poses lors des calculs d’arrimage moléculaire. Des poses conformes seront alors selectionnées. Une pose réfère à une conformation obtenue après le calcul d’arrimage moléculaire (voir partie suivante, arrimage moléculaire).

Les figures suivantes montrent le positionnement de quelques ligands dans leurs sites de liaison (Figure 36). En effet, l’œstradiol occupe le plan horizontal du site (poche A, Figure 36 A). Lorsque la taille des ligands augmente (de A à B puis C), la surface du site augmente parallèlement faisant accès à deux, puis à trois cavités supplémentaires dans le cas des composés antagonistes de grande taille (Figure 36 B et C).

76 Figure 36 : Ligands dans le site de liaison. (A) Vue de la surface du site de l’œstradiol (protéine 1G50)

(il occupe le plan horizontal de la poche A en ayant sa partie phényle orientée vers le canal où se trouve la molécule d’eau), (B) La surface du site d’un ligand à structure compacte (459 dans la protéine 2FAI21_{) (Hiseh RH et al., 2006), plus petite que celle de l’œstradiol, (C) Le site de deux}

molécules, EZT dans la protéine 2P15 (Nettles KW et al., 2007) et AIT dans la protéine 1XPC (Blizzard TA et al., 2005) qui ont des structures plus grandes que l’œstradiol (le site est plus grand).

D’une manière générale, l’étude structurale recouvre des questions relevant d’une part de la cartographie du site de liaison et d’autre part de l’interaction entre les ligands et leurs récepteurs (étude du complexe « récepteur-ligand »).

A partir des données de cette étude, une plateforme de travail a été établie, elle est constituée de protéines (six structures pour le REα et cinq pour le REβ) et de ligands dont la conformation dans le site de liaison est connue et typique de la structure canonique. Ces structures seront prêtes pour les calculs d’arrimage moléculaire, ce qui permettra de voir comment ces conformations canoniques vont répondre vis-à-vis de l’ensemble des ligands trouvés dans les structures PDB des REα/β. En d’autres termes, si un ligand qui a une activité antagoniste va s’arrimer préférentiellement dans une structure antagoniste et, réciproquement

21 _{2FAI - http ://www.pdb.org/pdb/explore/explore.do?structureId=2FAI - Il s’agit d’une structure obtenue par} cristallographie de rayons X, correspondant à un récepteur humain (Homo sapiens) et d’une résolution de 2,10 Ǻ, la protéine est complexée (ligandée) avec un composé organique.

A B

77 pour les ligands agonistes. En retour, la méthode d’arrimage devra être paramétrée pour produire ce type de résultats. Si c’est le cas, des ligands non cristallographiés (tel la férutinine) pourront être testés in silico en utilisant le même protocole.