Glissement mitotique

Théoriquement, le point de contrôle du fuseau mitotique (SAC) actif dès la fin de la prophase après la rupture de l’enveloppe nucléaire (NEBD), bloquent les cellules en prométaphase le temps qu’il faut pour corriger les défauts d’attachement kinétochores-microtubules, et/ou de congression et d’alignement chromosomiques en métaphase. Dès lors qu’il est satisfait, les cellules entament l’anaphase. Mais, dans la pratique et comme pour la plupart des points de contrôle du cycle cellulaire, la sortie de mitose des cellules ne nécessite pas obligatoirement la satisfaction du point de contrôle du fuseau mitotique (SAC). En fait, les cellules peuvent bien s’échapper de la mitose pour entrer en G1 malgré un SAC non satisfait. Ce processus a été décrit comme étant le « Mitotique Slippage » et nécessite

Tableau 2 : Composants du SAC (Yu, H., 2002).

Ce tableau présente les protéines du SAC chez S. cerevisae et S. pombe dans leur localisation kinétochorienne et leurs fonctions.

l’ubiquitinylation et la protéolyse de la cycline B (Hunt et al., 1992 ; Andreassen and Margolis, 1994 ; Brito and Rieder, 2006). Il constitue une alternative à l’apoptose tout comme il peut y conduire (Blagosklonny, 2007) en ce sens que des cellules qui s’échappent par glissement mitotique sont capables de proliférer (Figure 19).

Le glissement mitotique dépendrait du type et du génotype des cellules avec des mutations pouvant affecter les protéines du SAC. Par exemple, avec des cellules humaines, il interviendraient au bout de 20h environ en dépolymérisant les microtubules avec du nocodazole (Jordan et al., 1992) et/ou de la vinblastine (Brito et al., 2008) tandis qu’il n’arriverait qu’au bout de 4h environ avec des fibroblastes de souris (Lanni and Jacks, 1998) en présence de nocodazole. Cependant, le délai induit dans la survenue du glissement mitotique varie selon le type de poison ainsi que la concentration utilisée (Tableau 3) (Rieder and Maiato, 2004 ; Brito et al., 2008).

Par ailleurs, si le SAC n’est pas satisfait, le nombre et la dynamique des microtubules ne semblent avoir aucun effet accélérateur sur le glissement mitotique selon les travaux réalisés par Brito et al. (2008). Ceci est dû au fait que ces auteurs ont utilisés des inhibiteurs de Eg5. Les inhibiteurs de Eg5 maintiennent le SAC actif mais n’affectent pas le mécanisme d’ubiquitination ou de protéolyse de la cycline B (Kapoor et al., 200).

Enfin, la survie des cellules humaines sorties de mitose après blocage au nocodazole ou au taxol semble essentiellement due au génotype des cellules. Elle est significativement plus élevée chez les cellules non transformées RPE-1 par rapport aux cellules cancéreuses U2OS et HeLa (Brito and Rieder, 2009).

Ceci pourrait être dû à l’activation des gênes suppresseurs de tumeur (p53, p73). Il a été démontré que le taxol, la vinblastine et le nocodazole augmentent

Figure 19: processus de survenue du glissement mitotique après induction d’un arrêt

mitotique avec le taxol (Riffell et al., 2009).

Les cellules qui subissent le glissement mitotique continuent à se diviser avec une forte ploïdie si elles ne meurent pas par apoptose.

l’activité transcriptionnelle de p53 (Tisher et al., 1995). Toutefois, la phosphorylation et l’activation de p53 suite à une perturbation du fuseau mitotique requièrent BubR1 et Mps1 (Ha et al., 2007 ; Huang et al., 2009). Il est fort probable que les cellules RPE-1 satisfassent le SAC alors que les U2OS et les HeLa ne le satisfassent pas avant de sortir de la mitose. Chez ces cellules on observe par immunofluorescence la présence de Mad1, Mad2 et BubR1 aux kinétochores (Brito and Rieder, 2006). De même, il a été établi que p73 interagissait avec Bub1, Bub3 (Vernole et al., 2009) au niveau des kinétochores. Ceci renforcerait l’activité de BubR1 (Tomasini et al., 2009). Par conséquent, le renforcement de l’activité de p53 et p73 augmente la sensibilité de ces cellules à l’apoptose induite en réponse aux dommages liés à l’ADN.

En outre, après induction chimique du glissement mitotique par du taxol ou de la vinblastine, les cellules subissent plusieurs cycles de réplication de leur ADN sans pour autant se diviser. Ensuite, elles montrent des signes de sénescence avant de toutes mourir. En revanche, les cellules traitées avec l’inhibiteur de la kinésine motrice Eg5/KSP (S-trityl-L-cystéine), se divisent avec succès et continuent à proliférer (Figure 14 ; Riffell et al., 2009).

2.2.4. Cytodiérèse (cytocinèse)

C’est l’aboutissement de la division cellulaire avec l’obtention de deux cellules filles rigoureusement identiques. Elle se caractérise par la formation de l’anneau contractile d’acto-myosine ou corps intermédiaire. En son milieu s’établit une compaction des microtubules du fuseau central (central spindle) pour former le midbody (Guertin et al., 2002). C’est au niveau du midbody que se localisent les protéines indispensables au bon déroulement de la cytocinèse. Elles sont appelées protéines passagères des chromosomes « chromosomal passenger protein »

Tableau 3 : Composants et complexes du SAC (Musacchio and Hardwick, 2002).

INCENP (inner centromer protein, Cooke et al., 1987), la survivine (Ambrosini et al., 1997) et les kinésines motrices associées aux microtubules. La kinase Plk1 interviendrait dans la dégradation de la Cycline B mais aussi l’inactivation de Cdk1. Cette inactivation de CDK1 est incontournable dans le déclenchement de la cytocinèse (revue par Meijer L., 2003). Quant à la kinase Aurora-B, elle formerait un complexe avec les protéines INCENP et Survivine (Bolton et al., 2002). Par exemple, chez C. elegans, Aurora-B serait nécessaire au recrutement de la protéine Zen-4 (ou MKLP-1 : mammalian kinesin-like protein-1). La kinésine MKLP1 est surtout requise pour la complétion de la cytocinèse (Severson et al., 2000). En outre, la chaîne légère régulatrice de la Myosine II est phosphorylée par la kinase Aurora-B. Cette phosphorylation a lieu sur le résidu de sa sérine 19 (Murata-Hori et al., 2000). Enfin, la phosphorylation de cette sous-unité de la myosine par la kinase Aurora-B serait nécessaire pour la cytocinèse (Iwasaki et al., 2001) en ce sens que sa forme non phosphorylable induite par mutation entraînerait un défaut de cytocinèse.

Espèces à 1 kinase Espèces à 2 kinases Espèces à 3 kinases Kinases S. cerevisiae S. pombe Xenopus laevis C. elegans Drosophila melanogaster Homo sapiens Mus musculus Rattus norvegicus

Aurora-A - - Eg2 AIR-1 Aurora

Aurora2 AUR2 AIK AIRK1 BTAK STK6 STK15 ARK1 AYK1 IAK1 -

Aurora-B Ipl1 ARK1 AIRK2 AIR-2 IAL

Aurora1 AUR1 AIK2 AIRK2 STK12 ARK2 STK-1 AIM-1 Aurora-C - - - - - Aurora3 AIE2 AIK3 AIRK3 STK13 AIE1 IAK3 -

Tableau 4 : Nomenclature et classification des kinases membres de la famille des

Chapitre 2 : Les kinases mitotiques « Aurora »

2.1. Historique :

Les protéines mitotiques de la famille « Aurora » sont des protéines kinases qui phosphorylent des résidus sérines/thréonines. Ce sont des protéines régulatrices clés de la mitose. Leur phylogénèse montre qu’elles sont très conservées au cours de l’évolution, et seraient apparentées aux protéines kinases A, G et C (Gold et al., 2006). Le domaine catalytique des kinases « Aurora » montre un taux d’homologie allant de 67 à 76%. Cependant, elles possèdent un domaine régulateur N-terminal très divergent (Giet et al., 1999 ; Nigg, 2001). Elles montrent également des différences quant à leur profil d’expression, leur localisation subcellulaire ainsi que leur activité enzymatique (Ke et al., 2003 ; Méraldi et al., 2004).

La taxonomie des kinases « Aurora » est très variable suivant les organismes. Néanmoins, le mot Aurora utilisé pour la première chez la Drosophile est maintenant employé comme terme générique et proviendrait de l’expression « Aurores boréales » en vertu de la localisation polaire de la kinase (Glover et al., 1995). De même, le nombre des kinases « Aurora » varie de 1 à 3 suivant les espèces animales, de la levure à l’homme respectivement (Tableau 4).