Distribution, systématique et description morphologique

1.5 Généralités sur Phanerotoma syleptae Zettel

1.5.1 Distribution, systématique et description morphologique

Le tableau 4 ci-dessous résume la classification systématique de cet insecte : Tableau 6: Classification systématique de P. syleptae

Embranchement Arthropode

Classe Insecte

Ordre Hyménoptère

Famille Braconidae

Genre Phanerotoma

Espèce Syleptae

Nom scientifique Phanerotoma syleptae

P. syleptae un insecte de petite taille, au corps rouge claire. La tête porte les yeux, les antennes et les pièces buccales de type lécheur. Les deux paires d’ailes sont membraneuses,

nervurées et transparentes comme pour tous les hyménoptères. La femelle de P. syleptae a un abdomen noirâtre marqué à l’extrémité par la présence d’un ovipositeur de très petite taille tandis que le mâle a un abdomen plus clair et ne possède pas d’ovipositeur (photo7).

L’ovipositeur est un organe filiforme exclusivement porté par la femelle et qui lui permet de pondre ses œufs à l’intérieur de ceux de M. vitrata.

Il n’est souvent pas facile de distinguer, à l’œil nu le mâle de la femelle. Dans ce cas, la distinction se fait au microscope ou à l’aide d’une loupe.

Photo 7: Adulte de P. syleptae Source : Goergen, 2010 1.5.2 Biologie et écologie

La reproduction chez P. syleptae est favorisée par une humidité relative de 60 à 80 % et à une température avoisinant 20 °C. Chez cet insecte, la ponte se produit quelques heures après l’accouplement. La femelle recherche l’œuf-hôte et une fois ce dernier retrouvé, elle baisse son abdomen, insère son ovipositeur dans l’œuf-hôte et y pond ses œufs. P. syleptae préfère les œufs de 24 h d’âge de M. vitrata. Les œufs se développent à l’intérieur de l’œuf-hôte (celui de M. vitrata) en augmentant de volume jusqu’à l’éclosion. L’œuf-l’œuf-hôte est détruit, lorsqu’éclore l’œuf du parasitoïde. La larve de P. syleptae se transforme en nymphe après 18 jours en moyenne. Dans les champs, on retrouve les nymphes de P. syleptae où se trouvaient les œufs-hôtes avant le parasitisme. La nymphe est de couleur blanchâtre et de petite taille. Le cycle biologique de cet insecte est d’environ 21 jours (œuf à adulte). La femelle peut parasiter près de 80 œufs par jour et vivre pendant 3 à 4 jours.

5,4 mm

CHAPITRE 2 : MATERIEL ET METHODES

2.1 Matériel

2.1.1 Cadre physique de l’étude

Les essais ont été conduits au laboratoire précisément à l’olfactomètre au sein de la section niébé de l’Institut International d’Agriculture Tropicale (IITA) : station du Bénin, située à l’Ouest de l’université d’Abomey-Calavi (6°28N, 2°21E, 15 m d’altitude) à 12 km au Nord-Ouest de Cotonou. Elle s'étend sur une superficie de 50 ha de terre dans le voisinage de l'Université d'Abomey-Calavi.

2.1.2 Matériel entomologique

Pour la réalisation de nos essais nous avons utilisé:

- les femelles de Phanerotoma syleptae ;

- les adultes de M. vitrata en vue de l’obtention des œufs à parasités par Phanerotoma syleptae.

2.1.3 Matériel végétal

Le matériel végétal était constitué des :

-fleurs de Lonchocarpus sericeus et de Tephrosia platycarpa ;

- graines de niébé germées après être trempées dans de l’eau 24h avant son utilisation dans la nutrition des larves de Maruca vitrata.

2.1.4 Matériel de laboratoire

Le matériel de laboratoire se compose des appareils et des instruments : Les instruments

- Des aspirateurs pour prendre les femelles de Phanerotoma syleptae.

- Papier absorbant afin d’absorber l’humidité interne dans les boites d’élevage des larves.

- Des pincettes : pour le prélèvement des chrysalides de Maruca vitrata et de Phanerotoma syleptae.

- Des cages d’élevage de Maruca vitrata et des parasitoïdes.

- Des boites d’élevage pour l’infestation de Maruca vitrata

- Du coton et des abreuvoirs d’eau pour alimenter le parasitoïde et Maruca vitrata.

- De l’alcool pour désinfecter les boites d’inoculation et les boites d’infestation.

- Un compteur mécanique pour le dénombrement des nymphes du parasitoïde et des chrysalides de Maruca vitrata.

- De l’eau de javel pour la désinfection des œufs de Maruca vitrata pour éviter d’éventuelles infestations par les microorganismes

Les appareils

L’appareil de laboratoire utilisé dans le cadre de notre étude est l’olfactomètre à deux bras (Photo 8).

a. Quelques éléments de l’olfactomètre b. Erlenmeyer et générateur (1600×1200) Photo 8: Olfactomètre à deux bras

Source : Adda, 2016

Cet appareil est constitué d’un génerateur, ce dernier joue deux rôles : celui d’envoyer l’air ambiant et de celui de propulser l’air du circuit dans le milieu ambiant. Cet air une fois envoyé est refroidit au niveau de l’erlenmeyer ensuite passe dans le tube à carbone pour être purifier avant d’être conduit dans les deux bouteilles appellées à contenir les sources d’odeur et dans les bras du tube en « Y ». Chaque bouteille est relié à un calibreur ; la somme des calibres est faite à l’aide d’un troisième calibreur.Tous ces éléments sont reliés par des raccords et le tout forme l’olfactomètre.

2.2 Méthodes

2.2.1 Technique d’obtention des œufs de Maruca vitrata (Oviposition)

Environ huit (08) femelles de M. vitrata accouplées de 3 jours d’âge sont capturées dans des boîtes cylindriques de volume 60 cm³ dans lesquelles sont déposés des coupons de papiers absorbants imbibés d’eau servant d’abreuvoir pour les papillons. Elles sont ensuite refermées d’un couvercle fait de toiles durs ou de toile mousseline sur lesquels sont déposées quelques gouttelettes de miel. La ponte intervient à la tombée de la nuit ou dès que toutes les lumières

sont éteintes. Les œufs sont pondus sur toutes les faces internes des boîtes (surtout sur la face latérale interne). Retirés le lendemain, ils servent à l’élevage des adultes de P. syleptae. Les femelles de M. vitrata sont relâchées dans leurs cages d’élevage et les œufs sont désinfectés avec de l’eau de javel. La durée de vie d’une femelle est d’environ 10 jours en moyenne ; passé ce temps, elle ne peut plus servir à l’oviposition (photo 9).

Photo 9: Quelques phases de la technique d’oviposition illustrées Source : IITA, 2013

2.2.2 Production en masse de Phanerotoma syleptae

La maîtrise de la biologie de P. syleptae a facilité sa production. Parasitoïde exotique P.

syleptae a été importé de Taïwan puis domestiquer à IITA Bénin section niébé plus précisément dans la chambre d’isolation. Son cycle de vie s’accomplit en moins de 20 jours soit environ la durée moyenne de 18 jours. L’élevage se fait dans des cages cubiques délimitées de vitres transparentes et grillagées. Les conditions de laboratoire offrent une température moyenne de 24°C. Chaque cage contient outre les nymphes destinées à l’émergence, des abreuvoirs d’eau et de miel pour assurer l’alimentation des adultes (figure c) A partir des œufs de M. vitrata collectés dans des boîtes d’oviposition pendant un temps relativement court (24h), on réalise l’inoculation (figure a). Ce phénomène consiste à introduire des œufs recueillis de M. vitrata puis conservés dans des boîtes de ponte dans chaque cage. Les femelles pondent dans ces œufs qui sont retirés des cages 24 h après leur introduction. Ils acquièrent une maturité de 24 h dans l’air ambiant ; ensuite ils sont nourris au niébé. Cette routine de nutrition reprend 6 jours plus tard. Les boites d’élevage sont conservées et surveillées jusqu’au 15^ème jour du cycle et le dépouillement a lieu. Les nymphes issues du dépouillement (figure b) sont introduites dans de nouvelles cages et

l’émergence des adultes a lieu le 3^ème jour.Ce processus se reproduit indéfiniment pour garantir la disponibilité de l’espèce en permanence ce qui est illustrée par la photo10.

a. Boîte d’infestation b. les nymphes de P. syleptae c. adultes de P. syleptae (1200×1600)

Photo 10: Quelques étapes illustrées de la technique d’élevage de P. syleptae Source : Adda, 2016

2.2.3 Collecte du matériel végétal

La collecte consiste au prélèvement des fleurs matures de chaque plante hôte (L. sericeus et T.

patycarpa). Elles ont été cueillies au champ et conservées dans des enveloppes en papier kraft, de marque DURO EX-HEAVY DUTY et de forma 25. Le remplissage des enveloppes était effectué de façon à éviter l’entassement des fleurs, les mettant ainsi à l’abri d’un éventuel pourrissement. Après leur remplissage au trois quart, les enveloppes sont agrafées par leur ouverture puis gardées délicatement jusqu’au laboratoire pour des essaies en vigueur (photo11 et 12).

Photo 11: Inflorescences de L. sericeus Photo 12 : Inflorescences de T. platycarpa (4864×2736) et (2560×1920)

Source : Adda, 2016

2.2.4 Technique d’infestation des fleurs

Les tests à l’olfactomètre sont conduits avec trois types de fleurs : les fleurs non infestées, les fleurs infestées et les fleurs endommagées mécaniquement. Puisqu’il serait difficile de retrouvé sur le terrain des fleurs infestées par les œufs de M. vitrata, nous réalisons cela artificiellement dans des conditions de laboratoire.

Dans un mini récipient à base humidifiée à l’aide de coton imbibée d’eau, on met les fleurs ; ce récipient est ensuite introduit dans une cage contenant les femelles de M. vitrata accouplées. Il est retiré de la cage après 24 h ; les fleurs contenues dans le plastic sont souillées des œufs de M. vitrata. Elles sont ensuite exposées à l’air ambiant pendant 15mn avant le test à l’olfactomètre (photo13).

a. Coton imbibé d’eau b. Fleurs disposées sur le coton c. Fleurs introduites dans une cage de M. vitrata (4864×2736)

Photo 13 : Technique d’infestation des fleurs Source : Adda, 2016

2.2.5 Technique d’obtention des fleurs mécaniquement endommagées les fleurs

On endommage mécaniquement les fleurs à l’aide d’une aiguille propre avec laquelle on fait trois stries sur chaque fleur (photo 14).

Photo 14: Fleurs endommagées mécaniquement de T. platycarpa (1600×1200) Source : Adda, 2016

2.2.6 Déroulement des essais à l’olfactomètre

Soixante(60) femelles naïves accouplées sans être soumises à l’oviposition ont été individuellement introduites à l’entrée du tube en Y. Leur mouvement a été observé pour un temps maximal de 10min. Le test commence avec les mouvements du parasitoïde. Les parasitoïdes restants immobiles pendant plus de 5min au point de départ ont été éliminés de l’analyse. Seuls sont considérées comme répondants les individus qui atteigne le bout du bras de l’olfactomètre (tube Y). Après avoir testé 5 femelles, les positions de sources d’odeur sont changées pour corriger l’asymétrie des imprévus dans le dispositif expérimental. Les sources d’odeur ont été renouvelées après avoir testé 15 individus. Un total de 60 femelles est testé pour chaque combinaison. Toutes les femelles utilisées ont trois jours d’âge.

Les combinaisons d’essai ci-après sont testées pour chaque plante hôte : Fleurs de Lonchocarpus sericeus

- Fleurs non infestées contre air pure

- Fleurs mécaniquement endommagées contre air pure - Fleurs infestées contre air pure

- Fleurs non infestées contre fleurs mécaniquement endommagées - Fleurs non infestées contre fleurs infestées

- Fleurs mécaniquement endommagées contre fleurs infestées Fleurs de Tephrosia platycarpa

- Fleurs non infestées contre air pure

- Fleurs mécaniquement endommagées contre air pure - Fleurs infestées contre air pure

- Fleurs non infestées contre fleurs mécaniquement endommagées - Fleurs non infestées contre fleurs infestées

- Fleurs mécaniquement endommagées contre fleurs infestées

2.3 Collectes des données

La collecte des données s’est faite après chaque test à l’olfactomètre. Elle s’est faite par comptage du nombre de choix et de non choix effectué par l’insecte. Les données brutes sont consignées dans des tableaux.

2.4 Analyse des données

Les données brutes collectées ont été saisies dans le tableur Excel 2013 ce qui a permis leur transformation. L’analyse statistique des données a été faite avec le logiciel SAS (Statistical Analysis System) version 9.2 selon la procédure GLM (General Linear Models). Le test de Chi-carré (X²) a été utilisé pour l’analyse des données relatives au choix de l’insecte. Les femelles n’ayant pas effectué un choix ont été enregistrées mais n’ont pas été utilisées pour l’analyse statistique.

CHAPITRE 3 : RESULTATS ET DISCUSSION

Le parasitoïde montre un effet d’attraction vers les fleurs non infestées, mécaniquement endommagées et infestées lorsqu’elles sont combinées à l’air pur mais ne discrimine pas entre les fleurs mécaniquement endommagées et les fleurs infestées lorsque celles-ci sont combinées.

Figure 1 : Réponse comportementale des femelles naïves de P. syleptae à l’air pur et aux signaux olfactifs provenant des fleurs de L. sericeus dans un olfactomètre à deux bras.

Les chiffres en barres représentent le nombre total de parasitoïde ayant opéré un choix dans le bras de l’olfactomètre.

Les P-values données à la droite des barres sont pour le test binomial des deux latérales

-100 -75 -50 -25 0 25 50 75 100

Pourcentage du choix des parasitoïdes dans les bras de l’olfactomètre

3.1.2 Effet des substances volatiles produites des fleurs de T. platycarpa sur le comportement des femelles naïves de P. syleptae

Les substances volatiles produites par les fleurs de T. platycarpa n’ont pas d’influence significative sur la sensibilité des parasitoïdes femelles qu’ils ont très peu attiré par rapport à l’air pur (essais de table de contingence, P <0,05) (Figure 2).

Les parasitoïdes réagissent bien aux odeurs provenant des fleurs saines qu’à l’air pur.

Mais lorsqu’on remplace la source d’odeur par les fleurs mécaniquement endommagées ou infestées des œufs de M. vitrata, les parasitoïdes préfèrent l’air pur.

Figure 2: Réponse comportementale des femelles naïves de P. syleptae à l’air pur et aux

signaux olfactifs provenant des fleurs de T. platycarpa dans un olfactomètre à deux bras.

-100 -75 -50 -25 0 25 50 75 100

Pourcentage du choix des parasitoïdes dans les bras de l’olfactomètre

Les chiffres en barres représentent le nombre total de parasitoïde ayant opéré un choix dans le bras de l’olfactomètre.

Les P-values données à la droite des barres sont pour le test binomial des deux latérales.

3.2 Discussion

Les résultats obtenus après les essais effectués à l’olfactomètre sur l’attraction de P.

syleptae par les substances volatiles produites des fleurs de L. sericeus et de T. platycarpa ont montré que ces deux espèces produisent des substances volatiles détectables par P. syleptae dans la recherche et la localisation de son hôte M. vitrata. Des résultats similaires ont été

Ces mêmes résultats montrent que les fleurs infestées de L. sericeus attirent mieux les parasitoïdes femelles que les fleurs non infestées et mécaniquement endommagées ; ce qui s’explique par le fait que les œufs autant que les fleurs émettent des substances volatiles et ces dernières à l’instar de celles produites par les fleurs, attirent les femelles naïves de P. syleptae.

Les fleurs non infestées de T. platycarpa combinées à l’air pur attirent plus le parasitoïde que les fleurs infestées combinées à l’air pur.

Cependant, quand les fleurs non infestées de T. platycarpa sont combinées aux fleurs infestées de cette même espèce, le parasitoïde est attiré par les fleurs infestées. Ce qui s’explique par le fait que les fleurs non infestées de T. platycarpa émettent des substances volatiles plus attirantes que les substances volatiles produites des fleurs infestées et mécaniquement endommagées mais la présence des œufs de M. vitrata sur les fleurs favorise l’attraction du parasitoïde vers cette dernière lorsqu’elles sont combinées aux fleurs non infestées car le parasitoïde sent la présence de son hôte sur ces fleurs, ce qui lui permettra de se développer donc il se dirige vers elles pour se pérenniser aussi dans la nature.

Si les substances volatiles émises par les plantes permettent aux parasitoïdes de détecter à longue distance l’habitat de leur hôte, elles n’indiquent pas avec précision là où se localise l’hôte (Vet and Dicke, 1992). Mais c’est la combinaison de plusieurs sources d’odeur provenant d’organes attaqués et de l’hôte qui règle ce problème de détectabilité précise aussi bien de l’habitat que de l’hôte lui-même (Vet and Dicke ; 1992, Dicke and Baldwin, 2010).

D’une manière générale, les fleurs de T. platycarpa et de L. sericeus ont positivement influencé le comportement de recherche d’hôte par P. syleptae et peuvent jouer un grand rôle dans l’établissement du parasitoïde P. syleptae dans les écosystèmes du Bénin.

CONCLUSION ET SUGGESTIONS

Les résultats du présent travail ont montré que les plantes-hôtes de M. vitrata jouent un rôle important sur la capacité de recherche d’hôte par P. sylepate. Les deux plantes-hôtes étudiées attirent toutes les femelles du parasitoïde. Les fleurs infestées de L. sericeus attirent plus les femelles de P. syleptae que les fleurs saines et celles mécaniquement endommagées.

Cependant, le comportement de recherche d’hôte de P. syleptae devrait s’adapter aux changements de plantes-hôtes opérés par le ravageur M. vitrata qui ne comporte pas de diapause dans son cycle. Il convient alors de poursuivre les investigations sur la capacité de recherche d’hôte de P. syleptae. Ainsi, il faudra :

- tester l’effet des odeurs issues des œufs ou des larves de M. vitrata sur la capacité de recherche d’hôte de P. syleptae

- évaluer l’importance d’acquisition d’expérience avec les plantes-hôtes alternatives sur cette capacité de recherche d’hôte

- tester dans une enceinte plus large (tunnel) l’influence des diverses sources d’odeur sur la capacité de recherche d’hôte par P. syleptae.

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