1.4 Généralités sur Maruca vitrata Fabricius
1.4.4 Dégâts causés par Maruca vitrata
Les adultes venant des plantes hôtes alternatives sont responsables de l'infestation initiale du niébé (Rurema et al. 2003).Etant un ravageur principal du niébé, M. vitrata cause de graves dommages à la culture.
C’est la chenille, comme pour les autres lépidoptères, qui cause le plus de dégâts. Elle est particulièrement nuisible dans les conditions atmosphériques de forte humidité relative (80
%) que l'on observe durant les périodes de temps humide prolongé (Mone, 2008). Avec ses pièces buccales de type broyeur, elle se nourrit des tiges tendres, des pédoncules, des boutons floraux, des fleurs et des gousses. Les jeunes larves de M. vitrata (1er, 2ème et 3ème stades) détruisent surtout les pousses terminales et les boutons floraux des fleurs, tandis que celles plus âgées (4ème et 5ème stades) ravagent en particulier les graines dans les gousses (Atachi, 1998). Les dégâts des larves sur le niébé sont fonction des sites de ponte des femelles. On assiste donc à des pertes d’organes, à la destruction d’organes, à une déformation des organes, au jaunissement des feuilles, à un rabougrissement de la plante et parfois même à la mort de la plante entière.
a) adulte femelle b) œufs
d) chrysalide c) chenille
16
Les travaux de Boer (1989) sur l'évolution des attaques de M. vitrata mentionnent que l'infestation des fleurs de niébé est surtout importante au pic de floraison ; elle diminue rapidement par la suite et l'infestation des gousses devient maximale. Ces attaques ont été évaluées par de nombreux autres auteurs. Atachi et Gnanvossou (1989) mentionnent qu'il suffit d'un taux d'attaque d'une seule larve par fleur de niébé pour causer des dégâts économiquement importants estimés de 30 à 60 % du rendement. M. vitrata serait donc un insecte de grande voracité qui n'a pas besoin d'être abondant pour entraîner des pertes de rendement (Rumera et al. 2003) (Photo 6).
Photo 6: Dégâts de M. vitrata sur les gousses de niébé
Source : Srinivasan, 2014
En considérant l’importance économique des dégâts causés par la foreuse de gousses M. vitrata, plusieurs approches de lutte ont été élaborées afin de minimiser le plus possible les conséquences de ses dommages.
1.4.5 Méthodes de lutte contre M. vitrata
Le traitement du niébé au champ est une opération importante qui détermine son rendement car le niébé est vulnérable à de nombreux insectes. Pour M. vitrata, comme pour tous les autres ravageurs du niébé, les méthodes de luttes sont entre autres :
- la lutte culturale ; - la résistance variétale ; - la lutte chimique ; - la lutte biologique ; - la lutte intégrée.
17 parasites sur le plan économique et écologique.
Les méthodes culturales ont pour objectifs d’une part de renforcer les plantes, de les éloigner dans l’espace et dans le temps des attaques des organismes nuisibles et d’autre part, de les rendre moins sensibles ou moins attractives à ces organismes. En générale une bonne lutte culturale considère la modification des dates de semis, la rotation des cultures pièges, l’utilisation des cultures associées et l’arrachage des adventices (Fagbohoun, 2009). Dans ce cas-ci, on peut citer :
- les associations céréales-niébé qui permettent de réduire les attaques de M. vitrata sur le niébé (Boer, 1989) ;
- la non-coïncidence entre la phase sensible du niébé et du parasite par la modification appropriée de la date de semis (Jackai, 1988).
Atachi et Dannon (1999) ont mis en évidence, lors de leurs travaux sur l'association niébé-pois d'Angole, l'effet réducteur du pois d'Angole sur les populations de M. vitrata affectant le niébé. Le pois d'Angole pourrait donc être utilisé comme plante piège de M.
vitrata dans les champs de niébé.
1.4.5.2 La résistance variétale
La résistance variétale est la capacité d’une variété de produire une récolte de bonne qualité plus abondante que d’autres variétés face à une même densité de population d’un ravageur. C’est une méthode basée sur l’utilisation de variétés dotées de capacités génétiques leur permettant de résister aux attaques d’insectes. Les plantes peuvent ainsi éviter, limiter, tolérer les attaques ou récupérer facilement d’une attaque (Rumera, 2001). Bien que cette méthode semble efficace aussi bien sur le plan écologique qu’économique, elle présente des limites. En effet, à chaque type de ravageur correspond le plus souvent une variété qui lui serait résistante. Aussi les plantes résistantes ne sont pas toujours transférables d’une zone écologique à une autre (Bosque - Perez et al., 1989).
18
1.4.5.3 La lutte chimique
Elle est fondée sur l’utilisation des pesticides qui anéantissent le ravageur soit par contact direct, par inhalation ou par ingestion. C’est un moyen de protection efficace, à action immédiate ; elle est d’ailleurs la plus utilisée. Plusieurs insecticides ont été testés pour le contrôle de M. vitrata. Atachi et Souroukou (1989) préconisent l’application du Décis (deltaméthrine) aux 45ème et 65ème jours après les semis, alternée avec le Systoate (diméthoate) au 55ème jour aux doses respectives de 12,5 g/ha et 400 g/ha. Selon les mêmes auteurs, le Décis contrôle mieux la population larvaire de M. vitrata dans les fleurs et les gousses que le systoate.
Mais bien que ces insecticides contribuent à augmenter les rendements en luttant contre M. vitrata, leur utilisation présente beaucoup d’inconvénients parmi lesquels nous pouvons citer : la résurgence, la sélection des ravageurs résistants, la détérioration de la santé humaine et animale, la pollution du sol, de l’air et des eaux.
Par conséquent, des efforts ont été entrepris pour développer une stratégie de contrôle durable et respectueuse de l’environnement basée principalement sur la lutte biologique et l’utilisation des bio-pesticides (Tamò et al., 2012).
1.4.5.4 La lutte biologique
Elle consiste à gérer les populations de ravageurs par l’utilisation de leurs ennemis naturels. Les ennemis naturels les plus souvent utilisés en lutte biologique comprennent les microorganismes, les nématodes entomophages, les prédateurs, les parasitoïdes et les agents pathogènes. La lutte biologique est représentée par quatre stratégies majeures (Eilenberg et al., 2001) :
- La lutte biologique classique : également appelée lutte biologique par acclimatation, elle consiste en l’introduction d’un auxiliaire d’origine exotique, adapté au ravageur ciblé.
- la lutte biologique par inoculation : introduction intentionnelle d’un auxiliaire qui se reproduira et dont la descendance régulera les populations du ravageur visé. A la différence de la lutte biologique classique, les auxiliaires ne s’acclimateront pas de manière pérenne.
- la lutte biologique par inondation : introduction d’auxiliaires qui ne se reproduiront pas et ne s’acclimateront pas. Le contrôle des populations de ravageur visé se fera donc uniquement grâce aux auxiliaires introduits. Cette stratégie fait généralement
19
appel à des lâchers massifs et/ou répétés d’auxiliaires et est beaucoup utilisée pour protéger les cultures sous serre.
- lutte biologique par conservation : consiste à aménager l’environnement dans le but de conserver les auxiliaires et ainsi permettre le contrôle des ravageurs présents sur une parcelle.
A l’IITA, c’est la lutte biologique qui est pratiquée car elle est, selon Cloutier et Cloutier (1992), celle qui offre le plus de solutions véritables et durables.
Mais la situation actuelle ne se prête pas à la suppression totale des pesticides ; ceci parce que la lutte biologique n’est pas connue de tous les paysans et surtout parce que son application a des coûts plus élevés. Une approche de lutte qui encourage une agriculture basée sur des principes écologiques grâce à une combinaison de toutes les méthodes de lutte tout en réduisant l’utilisation des pesticides est la lutte intégrée.
1.4.5.5 La lutte intégrée
Elle est basée sur le constat qu’il est le plus souvent illusoire de vouloir résoudre un problème de protection des plantes avec une seule technique. Pour la lutte intégrée, l’application des produits chimiques est à considérer comme dernier recours.
1.4.5.6 L’utilisation de bio-pesticides
Aux principales méthodes de lutte, on peut ajouter l’utilisation de bio-pesticides. C’est une technique de lutte qui implique l’exploitation des propriétés de certaines essences végétales comme insecticides. Selon Adetonah et al. (2005), les extraits des feuilles de neem (Azadirachta indica) et de papayer (Carica papaya) se montrent efficaces contre M. vitrata.
De même, les extraits et les poudres des amandes et des graines de neem contrôlent efficacement les populations larvaires de M. vitrata (Jackai et al., 1992).
1.4.5.7 Parasitoïdes de M. vitrata
Les parasitoïdes sont des organismes qui se développent, sur ou à l’intérieur d’un autre organisme, en tirent leur subsistance et le tuent : résultat direct ou indirect de leur développement. Les parasitoïdes peuvent être des insectes, des nématodes, des champignons, des bactéries, des protistes ou des virus (Eggleton et Gaston, 1990).Ceux de M. vitrata utilisés à l’IITA sont de la classe des insectes et sont distingués en deux catégories suivant qu’ils parasitent les œufs ou les larves du ravageur :
20
Parasitoïdes ovo-larvaires :
- Trichogrammatoïdae eldanae Viggiani (Hymenoptera : Trichogrammatidae) ; - Phanerotoma leucobasis kriechbaumer (Hymenoptera: Braconidae) ;
- Phanerotoma syleptae zettel (Hymenoptera: Braconidae).
Parasitoïdes larvaires :
- Nemorilla maculosa Meigen (Diptera: Tachinidae) ;
- Apanteles taragamae Viereck (Hymenoptera: Braconidae) ; - Polyspilota aeruginasa Gottesanbeterin (Dictyoptera: Mantidae) ; - Camponotussericeus Fabricius (Hymenoptera: Formicianae) ; - Therophilus javanus Bhat et Gupta (Hymenoptera: Braconidae).
Le parasitoïde sur lequel se base notre étude est Phanerotoma sylepate ; découvert en Taïwan et importé au Bénin pour des expérimentations.
1.5 Généralités sur Phanerotoma syleptae Zettel
1.5.1 Distribution, systématique et description morphologique
Le tableau 4 ci-dessous résume la classification systématique de cet insecte : Tableau 6: Classification systématique de P. syleptae
Embranchement Arthropode
Classe Insecte
Ordre Hyménoptère
Famille Braconidae
Genre Phanerotoma
Espèce Syleptae
Nom scientifique Phanerotoma syleptae
P. syleptae un insecte de petite taille, au corps rouge claire. La tête porte les yeux, les antennes et les pièces buccales de type lécheur. Les deux paires d’ailes sont membraneuses,
21
nervurées et transparentes comme pour tous les hyménoptères. La femelle de P. syleptae a un abdomen noirâtre marqué à l’extrémité par la présence d’un ovipositeur de très petite taille tandis que le mâle a un abdomen plus clair et ne possède pas d’ovipositeur (photo7).
L’ovipositeur est un organe filiforme exclusivement porté par la femelle et qui lui permet de pondre ses œufs à l’intérieur de ceux de M. vitrata.
Il n’est souvent pas facile de distinguer, à l’œil nu le mâle de la femelle. Dans ce cas, la distinction se fait au microscope ou à l’aide d’une loupe.
Photo 7: Adulte de P. syleptae Source : Goergen, 2010 1.5.2 Biologie et écologie
La reproduction chez P. syleptae est favorisée par une humidité relative de 60 à 80 % et à une température avoisinant 20 °C. Chez cet insecte, la ponte se produit quelques heures après l’accouplement. La femelle recherche l’œuf-hôte et une fois ce dernier retrouvé, elle baisse son abdomen, insère son ovipositeur dans l’œuf-hôte et y pond ses œufs. P. syleptae préfère les œufs de 24 h d’âge de M. vitrata. Les œufs se développent à l’intérieur de l’œuf-hôte (celui de M. vitrata) en augmentant de volume jusqu’à l’éclosion. L’œuf-l’œuf-hôte est détruit, lorsqu’éclore l’œuf du parasitoïde. La larve de P. syleptae se transforme en nymphe après 18 jours en moyenne. Dans les champs, on retrouve les nymphes de P. syleptae où se trouvaient les œufs-hôtes avant le parasitisme. La nymphe est de couleur blanchâtre et de petite taille. Le cycle biologique de cet insecte est d’environ 21 jours (œuf à adulte). La femelle peut parasiter près de 80 œufs par jour et vivre pendant 3 à 4 jours.
5,4 mm
22
CHAPITRE 2 : MATERIEL ET METHODES
23
2.1 Matériel
2.1.1 Cadre physique de l’étude
Les essais ont été conduits au laboratoire précisément à l’olfactomètre au sein de la section niébé de l’Institut International d’Agriculture Tropicale (IITA) : station du Bénin, située à l’Ouest de l’université d’Abomey-Calavi (6°28N, 2°21E, 15 m d’altitude) à 12 km au Nord-Ouest de Cotonou. Elle s'étend sur une superficie de 50 ha de terre dans le voisinage de l'Université d'Abomey-Calavi.
2.1.2 Matériel entomologique
Pour la réalisation de nos essais nous avons utilisé:
- les femelles de Phanerotoma syleptae ;
- les adultes de M. vitrata en vue de l’obtention des œufs à parasités par Phanerotoma syleptae.
2.1.3 Matériel végétal
Le matériel végétal était constitué des :
-fleurs de Lonchocarpus sericeus et de Tephrosia platycarpa ;
- graines de niébé germées après être trempées dans de l’eau 24h avant son utilisation dans la nutrition des larves de Maruca vitrata.
2.1.4 Matériel de laboratoire
Le matériel de laboratoire se compose des appareils et des instruments : Les instruments
- Des aspirateurs pour prendre les femelles de Phanerotoma syleptae.
- Papier absorbant afin d’absorber l’humidité interne dans les boites d’élevage des larves.
- Des pincettes : pour le prélèvement des chrysalides de Maruca vitrata et de Phanerotoma syleptae.
- Des cages d’élevage de Maruca vitrata et des parasitoïdes.
- Des boites d’élevage pour l’infestation de Maruca vitrata
- Du coton et des abreuvoirs d’eau pour alimenter le parasitoïde et Maruca vitrata.
- De l’alcool pour désinfecter les boites d’inoculation et les boites d’infestation.
24
- Un compteur mécanique pour le dénombrement des nymphes du parasitoïde et des chrysalides de Maruca vitrata.
- De l’eau de javel pour la désinfection des œufs de Maruca vitrata pour éviter d’éventuelles infestations par les microorganismes
Les appareils
L’appareil de laboratoire utilisé dans le cadre de notre étude est l’olfactomètre à deux bras (Photo 8).
a. Quelques éléments de l’olfactomètre b. Erlenmeyer et générateur (1600×1200) Photo 8: Olfactomètre à deux bras
Source : Adda, 2016
Cet appareil est constitué d’un génerateur, ce dernier joue deux rôles : celui d’envoyer l’air ambiant et de celui de propulser l’air du circuit dans le milieu ambiant. Cet air une fois envoyé est refroidit au niveau de l’erlenmeyer ensuite passe dans le tube à carbone pour être purifier avant d’être conduit dans les deux bouteilles appellées à contenir les sources d’odeur et dans les bras du tube en « Y ». Chaque bouteille est relié à un calibreur ; la somme des calibres est faite à l’aide d’un troisième calibreur.Tous ces éléments sont reliés par des raccords et le tout forme l’olfactomètre.
2.2 Méthodes
2.2.1 Technique d’obtention des œufs de Maruca vitrata (Oviposition)
Environ huit (08) femelles de M. vitrata accouplées de 3 jours d’âge sont capturées dans des boîtes cylindriques de volume 60 cm3 dans lesquelles sont déposés des coupons de papiers absorbants imbibés d’eau servant d’abreuvoir pour les papillons. Elles sont ensuite refermées d’un couvercle fait de toiles durs ou de toile mousseline sur lesquels sont déposées quelques gouttelettes de miel. La ponte intervient à la tombée de la nuit ou dès que toutes les lumières
25
sont éteintes. Les œufs sont pondus sur toutes les faces internes des boîtes (surtout sur la face latérale interne). Retirés le lendemain, ils servent à l’élevage des adultes de P. syleptae. Les femelles de M. vitrata sont relâchées dans leurs cages d’élevage et les œufs sont désinfectés avec de l’eau de javel. La durée de vie d’une femelle est d’environ 10 jours en moyenne ; passé ce temps, elle ne peut plus servir à l’oviposition (photo 9).
Photo 9: Quelques phases de la technique d’oviposition illustrées Source : IITA, 2013
2.2.2 Production en masse de Phanerotoma syleptae
La maîtrise de la biologie de P. syleptae a facilité sa production. Parasitoïde exotique P.
syleptae a été importé de Taïwan puis domestiquer à IITA Bénin section niébé plus précisément dans la chambre d’isolation. Son cycle de vie s’accomplit en moins de 20 jours soit environ la durée moyenne de 18 jours. L’élevage se fait dans des cages cubiques délimitées de vitres transparentes et grillagées. Les conditions de laboratoire offrent une température moyenne de 24°C. Chaque cage contient outre les nymphes destinées à l’émergence, des abreuvoirs d’eau et de miel pour assurer l’alimentation des adultes (figure c) A partir des œufs de M. vitrata collectés dans des boîtes d’oviposition pendant un temps relativement court (24h), on réalise l’inoculation (figure a). Ce phénomène consiste à introduire des œufs recueillis de M. vitrata puis conservés dans des boîtes de ponte dans chaque cage. Les femelles pondent dans ces œufs qui sont retirés des cages 24 h après leur introduction. Ils acquièrent une maturité de 24 h dans l’air ambiant ; ensuite ils sont nourris au niébé. Cette routine de nutrition reprend 6 jours plus tard. Les boites d’élevage sont conservées et surveillées jusqu’au 15ème jour du cycle et le dépouillement a lieu. Les nymphes issues du dépouillement (figure b) sont introduites dans de nouvelles cages et
26
l’émergence des adultes a lieu le 3ème jour.Ce processus se reproduit indéfiniment pour garantir la disponibilité de l’espèce en permanence ce qui est illustrée par la photo10.
a. Boîte d’infestation b. les nymphes de P. syleptae c. adultes de P. syleptae (1200×1600)
Photo 10: Quelques étapes illustrées de la technique d’élevage de P. syleptae Source : Adda, 2016
2.2.3 Collecte du matériel végétal
La collecte consiste au prélèvement des fleurs matures de chaque plante hôte (L. sericeus et T.
patycarpa). Elles ont été cueillies au champ et conservées dans des enveloppes en papier kraft, de marque DURO EX-HEAVY DUTY et de forma 25. Le remplissage des enveloppes était effectué de façon à éviter l’entassement des fleurs, les mettant ainsi à l’abri d’un éventuel pourrissement. Après leur remplissage au trois quart, les enveloppes sont agrafées par leur ouverture puis gardées délicatement jusqu’au laboratoire pour des essaies en vigueur (photo11 et 12).
Photo 11: Inflorescences de L. sericeus Photo 12 : Inflorescences de T. platycarpa (4864×2736) et (2560×1920)
Source : Adda, 2016
27
2.2.4 Technique d’infestation des fleurs
Les tests à l’olfactomètre sont conduits avec trois types de fleurs : les fleurs non infestées, les fleurs infestées et les fleurs endommagées mécaniquement. Puisqu’il serait difficile de retrouvé sur le terrain des fleurs infestées par les œufs de M. vitrata, nous réalisons cela artificiellement dans des conditions de laboratoire.
Dans un mini récipient à base humidifiée à l’aide de coton imbibée d’eau, on met les fleurs ; ce récipient est ensuite introduit dans une cage contenant les femelles de M. vitrata accouplées. Il est retiré de la cage après 24 h ; les fleurs contenues dans le plastic sont souillées des œufs de M. vitrata. Elles sont ensuite exposées à l’air ambiant pendant 15mn avant le test à l’olfactomètre (photo13).
a. Coton imbibé d’eau b. Fleurs disposées sur le coton c. Fleurs introduites dans une cage de M. vitrata (4864×2736)
Photo 13 : Technique d’infestation des fleurs Source : Adda, 2016
2.2.5 Technique d’obtention des fleurs mécaniquement endommagées les fleurs
On endommage mécaniquement les fleurs à l’aide d’une aiguille propre avec laquelle on fait trois stries sur chaque fleur (photo 14).
Photo 14: Fleurs endommagées mécaniquement de T. platycarpa (1600×1200) Source : Adda, 2016
28
2.2.6 Déroulement des essais à l’olfactomètre
Soixante(60) femelles naïves accouplées sans être soumises à l’oviposition ont été individuellement introduites à l’entrée du tube en Y. Leur mouvement a été observé pour un temps maximal de 10min. Le test commence avec les mouvements du parasitoïde. Les parasitoïdes restants immobiles pendant plus de 5min au point de départ ont été éliminés de l’analyse. Seuls sont considérées comme répondants les individus qui atteigne le bout du bras de l’olfactomètre (tube Y). Après avoir testé 5 femelles, les positions de sources d’odeur sont changées pour corriger l’asymétrie des imprévus dans le dispositif expérimental. Les sources d’odeur ont été renouvelées après avoir testé 15 individus. Un total de 60 femelles est testé pour chaque combinaison. Toutes les femelles utilisées ont trois jours d’âge.
Les combinaisons d’essai ci-après sont testées pour chaque plante hôte : Fleurs de Lonchocarpus sericeus
- Fleurs non infestées contre air pure
- Fleurs mécaniquement endommagées contre air pure - Fleurs infestées contre air pure
- Fleurs non infestées contre fleurs mécaniquement endommagées - Fleurs non infestées contre fleurs infestées
- Fleurs mécaniquement endommagées contre fleurs infestées Fleurs de Tephrosia platycarpa
- Fleurs non infestées contre air pure
- Fleurs mécaniquement endommagées contre air pure - Fleurs infestées contre air pure
- Fleurs non infestées contre fleurs mécaniquement endommagées - Fleurs non infestées contre fleurs infestées
- Fleurs mécaniquement endommagées contre fleurs infestées
2.3 Collectes des données
La collecte des données s’est faite après chaque test à l’olfactomètre. Elle s’est faite par comptage du nombre de choix et de non choix effectué par l’insecte. Les données brutes sont consignées dans des tableaux.
29
2.4 Analyse des données
Les données brutes collectées ont été saisies dans le tableur Excel 2013 ce qui a permis leur transformation. L’analyse statistique des données a été faite avec le logiciel SAS (Statistical Analysis System) version 9.2 selon la procédure GLM (General Linear Models). Le test de Chi-carré (X2) a été utilisé pour l’analyse des données relatives au choix de l’insecte. Les femelles n’ayant pas effectué un choix ont été enregistrées mais n’ont pas été utilisées pour l’analyse statistique.
30
CHAPITRE 3 : RESULTATS ET DISCUSSION
31
Le parasitoïde montre un effet d’attraction vers les fleurs non infestées, mécaniquement endommagées et infestées lorsqu’elles sont combinées à l’air pur mais ne discrimine pas entre
Le parasitoïde montre un effet d’attraction vers les fleurs non infestées, mécaniquement endommagées et infestées lorsqu’elles sont combinées à l’air pur mais ne discrimine pas entre