• Aucun résultat trouvé

A - Hyperventilation DC-EEG o TR TL

3> »»■*' www

CO, 1 min 3.3- 3.1 B - Hypoventilation

Figure 1.Schéma du positionnement des électrodes sur le scalp et exemples des variations du potentiel DC induites par l'hyperventilation (A) et l'hypoventilation (B) chez le chat anesthésie à la kétamine-xylazine. Les variations de la concentration de CO2 dans l'air expiré sont indiquées sous les tracés EEG. Chaque manoeuvre d'hyperventilation a induit une déviation lente du potentiel DC positive tandis que chaque manœuvre d'hypoventilation a été associée à une déviation lente du potentiel DC négative. Dans cette figure ainsi que celles qui suivront, noter que la polarité des signaux d'EEG est positive. [F, frontal; C, central; O, occipital; TR, temporal droit; TL, temporal gauche]. Mentionnons ici que dans certaines expériences, nous avons enregistré en mastoïde droite [MR] et mastoïde gauche [ML].

36

Figure 2. A : Enregistrement DC-EEG des variations lentes du potentiel DC lors de la rupture de la barrière hémato-encéphalique. (BHE) Suite à une période de contrôle, 3 ml de solution saline (SAL) ont été injectés dans la carotide droite sans effet apparent. Ensuite, un volume identique de dehydrocholate de sodium (DHC; 17.5 %) a été injecté afin d'ouvrir la BHE. Il s'ensuit une importante déviation lente du potentiel DC positive se latéralisant vers la droite. Durant cette période d'ouverture de la BHE, l'amplitude des réponses aux manœuvres d'hypo-hyperventilation (hv/HV) a drastiquement diminué. L'astérisque dans la première hypoventilation (hv) indique qu'initialement le respirateur a été arrêté durant une minute. B : Agrandissement des variations lentes du potentiel DC induites lors de deux manœuvres d'hypoventilation, l'une durant une période de contrôle précédant celle indiquée en A (panneau 1) l'autre provenant de la dernière hypoventilation illustrée ci- dessus (panneau 2). Notez la diminution drastique de l'amplitude des variations lentes du potentiel DC après l'administration de DHC.

37 o IL TR C O , 4 - , '$■

ÉÉtaWiÉl ^r-W-HH

Figure 3. Déviation lente du potentiel DC de l'EEG par suite de l'injection unilatérale de thiopental dans l'artère carotidienne gauche (barres grises). A : Après une seule injection de thiopental (24 mg/kg), une déviation lente du potentiel DC positive est enregistrée par les électrodes au-dessus de l'hémisphère ipsilatéral par rapport à l'inhjection. Une réponse similaire, mais de moindre amplitude est enregistrée par les électrodes situées au-dessus de l'hémisphère contralateral à l'injection. Aucun changement significatif de la concentration de CO2 n'est observé. Les deux périodes encadrées sont détaillées en 1 et 2, pour démontrer le changement de patron EEG par suite de l'injection de thiopental. 5 : Les variations lentes du potentiel DC induites par le thiopental sont dose-dépendantes. Après l'injection de doses croissantes de thiopental (4, 8, 16 et 32 mg/kg à deux reprises) dans l'artère carotide droite, des déviations lentes du potentiel DC positives sont produites, caractérisées par une amplitude croissante, proportionnelle à la dose de barbituriques injectée.

38 contrôle 2 mg'kg 4 mg'„g 8 mg'kg 16 mglcg 16 mg/kg 32 mg/kg 48 mg/kg ___JIÉI____^ ^ * ^ V ^ * * ^ ^ y ^ ^ ^ ^^^^-H|W_ ***wm*^^ ____1 ntl i M ' ^ ' ' _ ^ 1 min B - Isoflurane 0.5% 2% 3% 1% contrôle

*\jf

WM__k_

"""Vy/

" \ ^

wifilH

2 min =

SA

^ M M W W ^ *WW -p-» -r,

v-nr H'LIS^I

1 1

5s o "

Figure 4. Inversion de la polarité des variations lentes du potentiel DC secondaires à l'hypoventilation, en réponse à l'administratif cumulative de dose croissante d'anesthésie menant à l'état de burst-suppression du tracé électroencéphalographique. Al : Un cycle d'hypo- et d'hyperventilation suivant l'administration de 32 mg/kg de thiopental (lors de la flèche) démontre respectivement une déviation lente du potentiel DC positive dans un premier temps et négative dans un second temps. Ces réponses sont de polarité inversée par rapport aux réponses obtenues avant l'administration du barbiturique. A2 : Des doses croissantes et additives de thiopental ont été administrées au chat déjà anesthésie à la

39

kétamine-xylazine. Elles diminuent progressivement l'amplitude des variations lentes du potentiel DC négatives induites par l'hypoventilation (hv). À l'approche de l'état de burst- suppression du tracé électroencéphalographique, une déviation lente du potentiel DC positive vient se superposer à la réponse DC initiale. B : Résultats similaires après l'administration de doses croissantes d'isoflurane, qui provoquent un changement de DC positif dépendant de la dose et une réduction progressive du changement de DC négatif induit par l'hypoventilation. Dans ces conditions, on observe un changement de DC positif à l'approche de l'apparition de l'état de burst-suppression de l'EEG. Ce changement perdure après l'arrêt de l'isoflurane et le retour du signal EEG au patron d'anesthésie propre à la kétamine-xylazine. Un segment de 1 minute a été enlevé entre chacun des événements affichés. Les tracés du bas illustrent les patrons d'EEG qui leurs sont superposés.

40 B DC-EEG ' " ' V v ^ ^ / - " - ' ^ - . ventricule droit CO, S - f S / 1 min HV HV tn

Figure 5. Absence de renversement de polarité des variations lentes du potentiel DC de part et d'autre ainsi qu'à l'intérieur du cortex cérébral. A : Enregistrements DC-EEG simultanés à diverses profondeurs corticales montrant une déviation lente du potentiel DC négative induite par l'hypoventilation (hv) et une déviation lente du potentiel DC positive induite par hyperventilation (HV). L'électrode de surface est une sphère d'argent; les autres sont des micropipettes de verre. 5 : Enregistrement DC-EEG intracrânien (au sein du ventricule droit) montrant des réponses de polarité similaire à la suite des manœuvres d'hyper- et d'hypoventilation.

41 EEG os W A ^ ^ V * ^ ^ e-mère ^/\ J EEG dure Décharge neuronale 200 100 , ,v,">~ y ' " " rf- " " ' ' ' > j 4 - n ^ B -60 mV

W#*tf^^

|iWKl*Aw^

'irvs^vvMfv'i1^'

P.

ii

O - -86 mV ^ + I ^ * H » * ^ ^ -60 mV

Figure 6. Enregistrements DC-EEG et intraneuronal simultanés lors d'une manœuvre d'hypoventilation associée à un status epilepticus chez le chat anesthésie à la kétamine- xylazine. A : L'enregistrement de l'EEG en DC est effectué au moyen d'une sphère d'argent placée sur la dure-mère et sur une vis dans l'os contralateral, alors que

42

l'enregistrement intraneuronal provient des aires 5 ou 7 du gyrus suprasylvien (avec la fréquence de décharge et le potentiel membranaire (Vm) en regard aux variations du CO2

expiré). Les signaux d'EEG ainsi que le Vm sont sous-échantillonnés (2 Hz), afin de mettre en relief la présence de l'activité ondulatoire très lente au sein de l'EEG. L'animal se trouve en status epilepticus (environ une crise épileptique à chaque minute). Durant les crises, il y a une dépolarisation globale du neurone (d'une valeur d'environ 5 mV) accompagnée d'une augmentation de sa fréquence de décharge (autour de 200 Hz). Des crises (barre grise) sont élargies en 5. La dépolarisation lente durant chaque crise épileptique se reflète sur l'enregistrement DC de l'EEG sous forme de déviation lente du potentiel DC de faible amplitude (< 1 mV à la hauteur de la dure-mère, et < 0.2 mV sur l'os). Par la suite, une manoeuvre d'hypoventilation a provoqué l'arrêt des crises épileptiques et produit une déviation lente du potentiel DC négative, comme anticipé. Cette déviation lente et négative du potentiel DC de l'EEG n'a guère produit de modification significative du potentiel membranaire du neurone (comparez l'activité neuronale en 5 à en C). Les tracés d'EEG en B et C sont des signaux filtrés (AC) de l'enregistrement de l'EEG au niveau de l'os. Encadrés à droite : détails des enregistrements intraneuronaux lors des périodes marquées par un simple (B) et un double (C) astérisque. Notez l'amplitude marquée de la déviation dépolarisante paroxystique durant les décharges épileptiques. Dl : Histogrammes des potentiels membranaires neuronaux comparant les périodes d'oscillations lentes (en gris), avec des périodes équivalentes de décharge épileptique (noir) au cours d'une ventilation normale. D2 : Superposition similaire d'histogrammes de potentiels membranaires de périodes d'oscillation lente durant une ventilation normale par rapport à des périodes d'égale durée sous hypoventilation. Les lignes verticales indiquent la moyenne des potentiels membranaires pour chaque situation. Les histogrammes représentent des périodes de 90 secondes.

43 A - Hyperventilation 1 DC-EEG Intra glie -75 mV CO,

' f M n

t t

^ f ^

3.8 -r - 6 0 - 1 > ^ -70-

1

S E _ J c _ J _3 o cu - 8 0 - - 9 0 - - 1 0 0 - avant après B - Hypoventilation -60- > .§4 -70 - 8 0 - a s E y — •S -90 B O PL, - 1 0 0 - • • • T • • • • i _ • • •

11

t

i

3 - 1 avant après

Figure 7. Absence de variation du potentiel membranaire glial pendant l'hyperventilation (A) et l'hypoventilation (B). Les panneaux de gauche (1) montrent des enregistrements en temps réel, et ceux de droite (2) présentent les moyennes d'ensemble (triangles : blanc pour hv, noir pour HV) des potentiels membranaires des glies avant et après la manœuvre respiratoire, ainsi que dix exemples (cercles) provenant d'enregistrements individuels. Les moyennes d'ensemble (± déviation standard) ont été calculées sur une période de 3 minutes. Aucune différence significative (test T de Student) n'a été obtenue entre les diverses paires de données.

Bibliographie

Adrian ED, Matthews BH, The interpretation of potential waves in the cortex. J Physiol 81(4):440-71, 1934.

Amzica F and Neckelmann D. Membrane capacitance of cortical neurons and glia during sleep oscillations and spike-wave seizures. J Neurophysiol 82 : 2731-2746, 1999. Amzica F, Nita DA, Vanhatalo S, Voipio J, and Kaila K. Origin of DC potential shifts in

the EEG: an in vivo study in cat. Soc.Neurosci.Abstr. 2002.

Amzica F and Steriade M. Short- and long-range neuronal synchronization of the slow (< 1 Hz) cortical oscillation. J Neurophysiol 73 : 20-38, 1995.

Amzica F and Steriade M. Cellular substrates and laminar profile of sleep K-complex. Neuroscience 82 : 671-686, 1998.

Amzica F and Steriade M. Neuronal and glial membrane potentials during sleep and paroxysmal oscillations in the neocortex. J Neurosci 20 : 6648-6665, 2000.

Carpenter DO, Hubbard JH, Humphrey DR, Thompson HK, and Marshall WH. Carbon dioxide effects on nerve cell function. In : Carbon dioxide and metabolic regulation, edited by Nahas G and Schaefer KE. New York : Springer, 1974, p. 49- 62.

Caspers H, Speckmann E-J, and Lehmenkuhler A. Electrogenesis of slow potentials of the brain. In : Self-regulation of the brain and behavior, edited by Elbert T, Rockstroh B, Lutzenberger W, and Birbaumer N. New York : Springer, 1984, p. 27- 41.

45 Caspers H, Speckmann E-J, and Lehmenkuler A. DC potentials of the cerebral cortex: Seizure activity and changes in gas pressures. Rev Physiol Biochem Pharmacol 106:

127-178, 1987.

Daly DD and Pedley TA. Current Practice of Clinical Electroencephalography. New York : Raven Press, 1990.

Davis H, Davis PA, Loomis AL, Harvey EN, Hobart G, Changes in human brain potentials during the onset of sleep. Science 86 (2237) : 448-50, 1937.

Duffy TE, Howse DC, and Plum F. Cerebral energy metabolism during experimental status epilepticus. J Neurochem 24 : 925-934, 1975.

Elul R., The genesis of the EEG, Int Rev Neurobiol. 15:227-72, 1971.

Freeman JA and Nicholson C. Experimental optimization of current source-density technique for anuran cerebellum. J Neurophysiol 38 : 369-382, 1975.

Gido G, Kristian T, and Siesjô BK. Induced spreading depressions in energy- compromised neocortical tissue: calcium transients and histopathological correlates. Neurobiol Dis 1: 31-41, 1994.

Gjedde A. Coupling of Blood Flow to Neuronal Excitability. In : The Neuronal Environment: Brain Homeostasis in Health and Disease, edited by Walz W. Totowa, New Jersey: Humana Press, 2002, p. 233-257.

Hall R and Murdoch J. Brain protection: physiological and pharmacological considerations. Part II : The pharmacology of brain protection. Can J Anaesth 37 : 762-777, 1990.

46 Heinemann U and Walz W. Contributions of potassium currents and glia to slow potential shifts (SPSs). In : Glial Cells : Their Role in Behaviour, edited by Laming PR, Sykova E, Reichenbach A, Haton Gl, and Bauer H. Cambridge: Cambridge University Press, 1998, p. 197-209.

Held D, Fencl V, and Pappenheimer JR. Electric potential of cerebrospinal fluid. J Neurophysiol 27 : 942-959, 1964.

Hoffman WE, Charbel FT, Edelman G, and Ausman JI. Thiopental and desflurane treatment for brain protection. Neurosurgery 43 : 1050-1053, 1998.

Hornbein TF and Pavlin EG. Distribution of H+ and HC03 minus between CSF and blood during respiratory alkalosis in dogs. Am J Physiol 228 : 1149-1154, 1975. Hornbein TF and Sorensen SC. d-c Potential difference between different cerebrospinal

fluid sites and blood in dogs. Am J Physiol 223 : 415-418, 1972.

Kjâllquist A and Siesjô BK. Regulation of CSF pH - influence of the CSF/plasma potential. ScandJ Clin Lab Invest Suppl 102 : LC-1968.

Mitzdorf U and Singer W. Excitatory synaptic ensemble properties in the visual cortex of the macaque monkey: a current source density analysis of electrically evoked potentials. J Comp Neurol 187 : 71-83, 1979.

Niedermeyer E and Lopes da Silva F. Electroencephalography: Basic Principles, Clinical Applications and Related Fields. Baltimore : Williams & Wilkins, 1999. Pappius HM, Savaki HE, Fieschi C, Rapoport SI, Sokoloff L. Osmotic opening of the

blood-brain barrier and local cerebral glucose utilization. Ann Neurol. 3:211-219, 1979.

47 Revest PA, Jones HC, and Abbott NJ. The transendothelial DC potential of rat blood-

brain barrier vessels in situ. Adv exp Med Biol 331:71 -74, 1993.

Sakabe T and Nakakimura K. Effects of Anesthetic Agents and Other Drugs on Cerebral Blood Flow, Metabolism, and Intracranial Pressure. In : Anesthesia and Neurosurgery, edited by Cottrell JE and Smith DS. St.Louis : Mosby, 1994, p. 129-

143.

Siesjo BK. Pathophysiology and treatment of focal cerebral ischemia. Part I: Pathophysiology. J Neurosurg 77 : 169-184, 1992a.

Siesjo BK. Pathophysiology and treatment of focal cerebral ischemia. Part II : Mechanisms of damage and treatment. J Neurosurg 1 1 : 337-354, 1992b.

Somjen GG. Electrogenesis of sustained potentials. Progress in Neurobiology 1 : 201-237, 1973.

Somjen GG. Mechanisms of spreading depression and hypoxic spreading depression-like depolarization. Physiol Rev 81 : 1065-1096, 2001.

Somjen GG and Tombaugh GC. pH modulation of neuronal excitability and central nervous system functions. In : pH and Brain Function, edited by Kaila K and Ransom BR. New York : Wiley-Liss, 1998, p. 373-393.

Somjen GG and Trachtenberg M. Neuroglial as generator of extracellular current. In : Origin of Cerebral Field Potentials, edited by Speckmann EJ and Caspers H. Stuttgart: Thieme, 1979, p. 21-32.

Sorensen E, Olesen J, Rask-Madsen J, and Rask-Andersen H. The electrical potential difference and impedance between CSF and blood in unanesthetized man. Scand J Clin Lab Invest 38 : 203-207, 1978.

48 Sorensen SC and Severinghaus JW. Effect of cerebral acidosis on the CSF-blood

potential difference. Am J Physiol 219 : 68-71, 1970.

Speckmann E-J and Elger CE. Introduction to the neurophysiological basis of the EEG and DC potentials. In : Electroencephalography: Basic Principles, Clinical Applications, and Related Fields, edited by Niedermeyer E and Lopes da Silva F. Baltimore: Williams & Wilkins, 1999, p. 15-27.

Spigelman MK, Zappulla RA, Malis LI, Holland JF, Goldsmith SJ, and Goldberg JD. Intracarotid dehydrocholate infusion: a new method for prolonged reversible blood- brain barrier disruption. Neurosurgery 12 : 606-612, 1983.

Steriade M, Amzica F, and Contreras D. Cortical and thalamic cellular correlates of electroencephalographic burst-suppression. Electroencephalogr Clin Neurophysiol 90: 1-16, 1994.

Steriade M, Amzica F, and Contreras D. Synchronization of fast (30-40 Hz) spontaneous cortical rhythms during brain activation. J Neurosci 16 : 392-417, 1996.

Tschirgi RD and Taylor JL. Slowly changing bioelectric potentials associated with the blood-brain barrier. Am J Physiol 195 : 7-22, 1958.

Tsuji T and Chiba S. Mechanism of vascular responsiveness to barbiturates in isolated and perfused canine basilar arteries. Neurosurgery 21 : 161-166, 1987.

Vanhatalo S, Tallgren P, Andersson S, Sainio K, Voipio J, and Kaila K. DC-EEG discloses prominent, very slow activity patterns during sleep in preterm infants. Clin Neurophysiol 113 : 1822-1825, 2002.

49 Vanhatalo S, Tallgren P, Andersson S, Sainio K, Voipio J, Kaila K, and Miller JW.

Very slow EEG responses lateralize temporal lobe seizures: an evaluation of non- invasive DC-EEG technique. Neurology 2003.

Voipio J. Diffusion and buffering aspects of H+, HC03-, and C02 movements in brain tissue. In : pH and Brain Function, edited by Kaila K and Ransom BR. New York : Wiley-Liss, 1998, p. 45-65.

Voipio J, Tallgren P, Heinonen E, Vanhatalo S, and Kaila K. Millivolt-Scale DC Shifts in the Human Scalp EEG: Evidence for a Nonneuronal Generator. J Neurophysiol 89:2208-2214,2003.

Wang R and Sonnenschein R. pH of cerebral cortex during induced convulsions. J Neurophysiol 18 : 130-137, 1955.

Woody CD, Marshall WH, Besson JM, Thompson HK, Aleonard P, and Albe-Fessard D. Brain potential shift with respiratory acidosis in the cat and monkey. Am J Physiol 218 : 275-283, 1970.

Documents relatifs