A. Marquage Timm chez un rat contrôle.
B. Marquage Timm 30 jours après un status epilepticus induit par injection de kainate. Notez l’apparition du marquage au niveau supragranulaire (sg).
C,D,E. Marquage golgi de cellules granulaires chez un rat contrôle (C) et épileptique chronique (D,E). Notez la présence d’épines géantes (D) et d’excroissances épineuses (E) chez le rat épileptique
chronique.
F. Complexe moussu géant chez le rat épileptique chronique en microscopie électronique. (S: épine). D’après Represa et al., 1987 (A); Represa et al., 1993 (C-F)
Récemment, des études ont révélé que des interneurones dégénéraient également dans la région CA1 (Andre et al., 2001; Cossart et al., 2001a; Houser and Esclapez, 1996; Morin et al., 1998; Smith and Dudek, 2001). Ces interneurones contiennent également la somatostatine et la parvalbumine (Andre et al., 2001; Cossart et al., 2001a; Best et al., 1993; Best et al., 1994; Bouilleret et al., 2000), mais la mort des interneurones contenant la parvalbumine affecte principalement les interneurones de type chandelier qui contactent le segment initial de l’axone des cellules pyramidales de CA1 (Dinocourt et al., 2003) et pas les cellules en panier qui contiennent également la parvalbumine (Cossart et al., 2001a). Dans le gyrus denté la mort des interneurones intervient rapidement après le status epilepticus et ne peut à elle seule expliquer la survenue des crises récurrentes. Cette mort est plus importante dans le modèle KA que dans le modèle pilocarpine et serait globalement plus prononcée dans les modèles animaux que dans la sclérose hippocampique observée chez l’homme (pour revue voir Cossart et al., 2005; Magloczky and Freund, 2005).
IV.3.2. Bourgeonnement des fibres moussues
Comme dans la sclérose hippocampique chez l’homme, un bourgeonnement des fibres moussues a été observé dans les modèles animaux d’épilepsie du lobe temporal en utilisant différentes techniques dont le marquage Timm qui permet de marquer le zinc sélectivement contenu dans les boutons moussus (Cronin and Dudek, 1988; Mello et al., 1993; Nadler et al., 1980; Represa et al., 1987; Sutula et al., 1988; Fig. 34A et B), l’autoradiographie après liaison de [3H]KA (Represa et al., 1987), la reconstruction de cellule après injection de biocytine in vitro (Okazaki et al., 1995) et in vivo (Buckmaster and Dudek, 1999; Sutula et al., 1998; Wenzel et al., 2000). Ces fibres arborisent dans le hilus et dans la couche moléculaire interne du gyrus denté. A ce niveau, elles viennent former des boutons moussus caractéristiques mais de diamètre inférieur a ceux observés dans le stratum lucidum de la région (Cavazos et al., 2003; Okazaki et al., 1995; Represa et al., 1993; Sutula et al., 1998; Wenzel et al., 2000; Fig. 34 C-F). Ces fibres contactent principalement les cellules granulaires mais également des interneurones dans la couche moléculaire (Buckmaster et al., 2002). Les études sur les modèles animaux d’épilepsie du lobe temporal ont permis de montrer que ces synapses récurrentes étaient fonctionnelles (Molnar and Nadler, 1999; Scharfman et al., 2003; Tauck and Nadler, 1985; Wuarin and Dudek, 1996; Wuarin and Dudek, 2001). Les travaux pionniers de Tauck et Nadler montrent en effet que, contrairement au gyrus denté de rats contrôles, le gyrus denté de rats épileptiques chroniques peut générer des activités de réseau récurrentes de
type intérictales après activation d’un petit nombre de cellules granulaires par stimulation antérograde des fibres moussues (Tauck and Nadler, 1985). Ce type d’activité à été précédemment décrit au niveau de la région CA3 et implique l’activation des fibres récurrentes (Miles and Wong, 1983). Les études suivantes confirment la fonctionnalité de ce circuit récurrent excitateur en combinant la stimulation focale d’un petit groupe de cellules granulaires par libération de glutamate cagé avec l’enregistrement en patch clamp d’une cellule granulaire distante. Dans ces conditions, la stimulation provoque pendant quelques secondes à une minute une augmentation de la fréquence des événements excitateurs dans la cellule granulaire enregistrée chez le rat épileptique chronique. Cette augmentation est due à un couplage synaptique direct entre les cellules granulaires stimulées et la cellule enregistrée car aucune augmentation n’est observée chez le rat contrôle (Molnar and Nadler, 1999; Wuarin and Dudek, 2001). Récemment, la preuve directe du couplage entre les cellules granulaires dans le rat épileptique a été obtenu par Hélène Scharfmann qui a enregistré 5 paires connectées sur 900 paires testées (Scharfman et al., 2003). Cette expérience suggère que la connectivité 1 :1 n’est pas si faible dans le réseau récurrent moussu si on la rapporte au nombre total de cellules granulaires (1 million chez le rat). L’enregistrement de cellules granulaires a également permis de montrer que, du fait du réseau récurrent excitateur mais peut être aussi de la perte d’un certain nombre d’interneurones, la fréquence des événements excitateurs spontanés était fortement augmentée dans les cellules granulaires de rats épileptiques chroniques comparés à des rats contrôles (Wuarin and Dudek, 2001).
Le bourgeonnement moussu est un processus progressif qui commence vraisemblablement peu de temps après l’induction du status épilepticus et qui se poursuit tout au long de la vie de l’animal (Nadler, 2003). Le taux de bourgeonnement moussu en fonction du temps a été estimé par Wuarin et Dudeck (en utilisant les score de marquage Timm de Tauck et Nadler., 1985). Le bourgeonnement atteint son maximum à partir de 10 semaines après le status. Ces auteurs ont ensuite trouvé une corrélation positive entre le taux de bourgeonnement moussu, la fréquence des crises spontanées exprimées par les animaux, la fréquence des EPSCs enregistrés dans les cellules granulaires, et la facilité d’induction d’activités épileptiformes sur tranche (Wuarin and Dudek, 2001). Les synapses des fibres moussues récurrentes gardent certaines propriétés identiques aux synapses moussues formées au niveau des cellules pyramidales de CA3 dans le rat contrôle comme une sensibilité au DCGIV et une fréquency facilitation (Feng et al., 2003) ainsi que la possibilité de libérer de la dynorphine (Tu et al., 2005).