SECTION 1 : INTRODUCTION
1.4. Quantification des protéines
1.4.2. Dosage de protéines par spectrométrie de masse
L’utilisation de la spectrométrie de masse pour le dosage de protéines est un domaine qui n’a cessé et qui continue d’évoluer. Le dosage par LC-MS/MS ne peut pas être effectué sur la protéine entière et requiert la sélection de peptides « protéotypiques » qui sont spécifiques à une protéine et qui sont obtenus après digestion enzymatique de l’échantillon. Un peptide spécifique à chaque isoenzyme est sélectionné à partir de digestions enzymatique in silico et in vitro.
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1.4.2.1.
Digestion trypsique
Plusieurs enzymes peuvent être utilisées pour digérer les protéines telles que la pepsine, la chymotrypsine, la thermolysine ou la trypsine. La trypsine est l’enzyme de digestion la plus couramment utilisée pour digérer les protéines, due à sa haute spécificité. La trypsine est une protéine issue du pancréas de porc qui hydrolyse spécifiquement la partie C-terminale d’une protéine après l’acide aminé arginine (R) ou lysine (K). Le seul cas particulier où la trypsine ne coupera pas la protéine après une arginine ou une lysine est le cas où ces acides aminés sont précédés de l’acide aminé proline (P). Une protéine peut ainsi, après action d’une enzyme de digestion, générer plusieurs centaines de peptides. La trypsine a une activité maximale à 37 ˚C et à pH 8, et elle est complètement inactive à des valeurs de pH<3.
1.4.2.2.
Sélection des peptides protéotypiques
De nombreux programmes informatiques sont extrêmement utiles pour la sélection des peptides protéotypiques comme le CLC Sequence Viewer lequel permet d’aligner les séquences d’acides aminés des différentes protéines d’intérêts et de les comparer, mMass lequel permet de générer tous les peptides d’une protéine par l’action de l’enzyme de digestion choisie et BLAST (Basic Local Alignment Search Tool) qui permet de vérifier si le peptide choisi est retrouvé spécifiquement dans la protéine d’intérêt.
La sélection des peptides protéotypiques se fait selon plusieurs critères. Le critère le plus important est de vérifier la spécificité du peptide pour la protéine que l’on souhaite quantifier afin de s’assurer que l’on mesure spécifiquement celle-ci. De nombreux peptides sont obtenus après digestion trypsique, et plusieurs d’entre eux peuvent se retrouver dans différentes isoenzymes des CYP450s mais également dans d’autres protéines exprimées dans le corps humain. Le génome humain a été séquencé ce qui facilite la vérification de la spécificité du peptide.
D’autres critères généraux sont également à prendre en compte, comme la taille du peptide protéotypique. Un peptide avec moins de 6 acides aminés sera peu spécifique et un peptide avec un nombre d’acides aminés supérieur à 20 limitera sa détection par le MS et pourra entraîner des problèmes d’ionisation et de sensibilité. Plusieurs polymorphismes des CYP450s ont été
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décrits dans la littérature et les peptides contenant des polymorphismes présents à plus de 1% dans la population devront être évités. Également, certains acides aminés comme la cystéine (C), la méthionine (M) et le tryptophane (W) sont des acides aminés qui sont facilement modifiés chimiquement, par alkylation ou oxydation, et il est préférable d’éviter la sélection des peptides contenant ces acides aminés. Des peptides contenant des clivages manqués par la trypsine ou des peptides avec une succession d’acides aminés arginine ou lysine ne sont pas recommandés car une trop grande variabilité dans l’efficacité de la digestion trypsique pourrait être observée. Les peptides contenant une sérine, thréonine ou tyrosine sont également à éviter car ces acides aminés sont propices aux modifications post-traductionnelles (MPT), ce qui modifierait la masse du peptide observable en MS.
1.4.2.3.
Méthodes de quantification
Deux approches protéomiques sont les plus courantes pour quantifier les protéines : la méthode de quantification de concatamère (QConCat, Quantification of ConCatenated peptides) et la méthode de quantification absolue (AQUA, Absolute QUAntification) [152].
- La méthode QConCat utilise une protéine recombinante constituée de plusieurs peptides protéotypiques concaténés qui sont exprimés dans des bactéries modifiées d’Escherichia coli. Cette protéine est ajoutée avant l’étape de digestion trypsique pour produire des peptides marqués. Cependant cette méthode n’est pas une méthode classique de quantification car on ne quantifie pas les protéines/peptides avec une courbe de calibration de ces mêmes protéines/peptides synthétisés.
- La méthode AQUA, utilisée dans ce projet de recherche, se base sur la quantification du peptide protéotypique à l’aide d’une courbe de calibration du peptide synthétisé et de son standard interne stable marqué isotopiquement qui est ajouté dans tous les échantillons. Le peptide protéotypique et le peptide marqué ont la même séquence d’acides aminés. Cependant, les peptides utilisés comme standard interne sont marqués par les isotopes stables 13C et 15N sur les acides aminés arginine et lysine. Cela confère aux peptides stables isotopiquement marqués une différence de masse de +10 pour l’arginine et de +8 pour la lysine, comparativement aux peptides protéotypiques.
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1.4.2.4.
Principe du dosage absolu de protéines par spectrométrie
de masse
Les protéines natives ne peuvent être analysées par spectrométrie de masse et doivent être digérées par une enzyme de digestion, la trypsine, pour générer les peptides protéotypiques à chaque protéine.
La méthode de digestion contient plusieurs étapes détaillées ci-dessous et résumées dans la Figure 11 :
- La dilution des protéines natives dans un tampon
- La dénaturation des protéines par un agent réducteur et un agent alkylant permettant de désorganiser la structure spatiale des protéines et d’obtenir une chaîne polypeptidique dépliée :
o Le dithiothréitol (DTT) est utilisé comme agent réducteur pour réduire les ponts disulfures des protéines
o L’iodoacétamide (IAA) est utilisé comme agent alkylant. Il se lie avec le groupement thiol des cystéines pour bloquer les fonctions thiols qui ont été libérées et pour empêcher ainsi la formation de nouveaux ponts disulfures. - La digestion des protéines par la trypsine se fait à 37 ˚C à pH 8 pendant une période
pouvant aller de 4 à 24 h.
- L’ajout d’un agent chimique acide, comme une solution à 0,1% d’acide trifluoroacétique (TFA) dans l’eau, pour diminuer le pH de la solution et pour inactiver la trypsine. On considère que la trypsine n’est plus active à un pH inférieur à 3.
- L’ajout d’une solution contenant tous les standards internes stables isotopiquement marqués des protéines d’intérêts.
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1.4.2.5.
Fragmentation des peptides en MS/MS
Une fois la protéine digérée, on obtient une multitude de peptides qui sont constitués d’une succession de plusieurs acides aminés. Dans le cas de notre projet de recherche, nous avons sélectionnés un peptide protéotypique à chaque isoenzyme des CYP450s d’intérêts. L’identification de ces peptides est réalisée à l’aide de standards internes stables isotopiquement marqués et de la masse exacte des ions formés en phase gazeuse.
La fragmentation par MS/MS dans la cellule de collision est un processus qui se fait à faible énergie, ainsi les liaisons qui sont les plus labiles soient les liaisons entre les acides aminés ou liaisons peptidiques, sont brisées lors de ce processus. La fragmentation par MS/MS va permettre de reconstituer les séquences d’acides aminés des peptides soit pour s’assurer que l’on quantifie le peptide d’intérêt dans le cas de peptide connu, comme dans ce projet de recherche, soit pour déterminer la séquence d’acides aminés d’un peptide inconnu. Comme illustré sur la Figure 12, les ions a, b, c et x, y, z peuvent être formés [153, 154]. Les ions y et b, correspondant à la perte d’un acide aminé, sont majoritairement formés lors du processus de fragmentation à basse énergie. La séquence du peptide peut ainsi être reformée, en calculant les différences des rapports m/z les plus abondants obtenus sur le spectre MS/MS.