CHAPITRE 6: Parental roles and feeding strategies of African Black Oystercatchers
VI. Conclusions et perspectives
Dans ces travaux de thèse, je me suis à attachée principalement à comprendre
répartition spatiale. Dans cette dernière partie, je mets les résultats obtenus en per
fluctuations qualitatives et quantitatives des communautés de proies à plusieurs échelle
invasive, Mytilus galloprovincialis
H. moquini exploite avant tout les proies les plus
comportements al la variabilité locale
de sont habitat et de faire ainsi face aux contraintes de son environnement.
H. moquini est une espèce avec
une forte plasticité comportem
distribution aux fluctuations de son environnement, tout en présentant une faible variabilité locale de son comportement alimentaire. Ces caractéristiques on des ressources alimentaires suggèrent que dans le futur, les facteurs qui limiteraient sa croissance
renforcer ces résultats, il faudrait comprendre également les facteurs abiotiques et biotiques qui auraient pu modifier son régime alimentaire par le passé, notamment en réponse aux changements climatiques et aux perturbations humaines. Or, on connaît finalement peu de choses sur son écologie alimentaire avant les années 1980. L
contemporains pourrait notamment renseigner sur des variations de ligne de base isotopique sur les côtes sud-africaines au cours du siècle dernier, reflétant des changements temporels dans la qualité de la production primaire ou des
H. moquini au cours des 100
dernières années.
globale,
elle-îtriers se reproduisent quasi-exclusivement dans des régions tempérées (Hockey 1996), et malgré son expansion récente vers
africaines. Pourtant, la moule indigène Perna perna, proie privilégiée par les huîtriers sur la côte sud-est, est commune sur les côtes du Kwazulu-Natal (Fig 1.1). Par
les estrans rocheux supportent de fortes biomasses de moules, mais très peu de , de larges groupes de jeunes adultes
non-voire
fréquemment observés dans ces régions. Ainsi, chez cet oiseau longévive, fidèle à son site de reproduction et présentant aussi une forte fidélité au partenaire sexuel, le
be
Dès lors, on peut se poser des questions sur sa capacité à faire face aux perturbations futures liées au contexte du changement global qui influence la biodiversité et les stocks de ressources naturelles, en particulier en zone littorale (Gray 1997). Haematopus moquini
changements de communautés de proies, donc les oiseaux devraient pouvoir absorber à « moindres frais » de possibles changements dans la composition s
changements abiotiques ou anthropogéniques futurs, à condition que ces
cueil de son habitat pour la reproduction, notamment induite par les activités humaines en zones côtières, accentuerait la compétition
intra-pèce.
importantes pendant la saison de reproduction. Ceci passe notamment par une information au public et par une application plus stricte des réglementations déjà en -prospecteurs reste anecdot
de ces individus notamment sur la côte sud-est reste inconnue. Ces deux aspects
H. moquini, en se concentrant sur les sites connaissant une croissance importante des
populations résidentes et supportant de fortes populations de non-reproducteurs et -spécifiques et leur impact sur la valeur sélective des populations locales.
LISTE DES FIGURES
Figure 1.1 : Map of southern Africa showing the oceanic context, the distribution range of Haematopus moquini and de sampling locations in South
Africa and Namib 15
Figure 1.2 : Exa 16
Figure 1.3 : Examples of African Black Oystercatchers nests 17
Figure 1.4 : Traditionnal bi-plot representation of a trophic food web using
stable isotope ratios of carbon and nitrogen 22
Figure 1.5 : 27
Figure 1.6 : Prey species sampled through the study area 28
Figure 1.7 : Results of molecular sexing done on 10 Haematopus moquini
juveniles 30
Figure 1.8 : Categories of eyeflecks 31
Figure 2.1 : Individual 13 15 Oystercatchers
tissues and mean (± SD) ratios of primary producers and benthic invertebrates
in the Kenton area 39
Figure 2.2 : Individual 13C and 15
tissues and mean (± sd) ratios of potential prey sampled at all main study site
but the Kenton Area 41
Figure 2.3 : Satellite views (http://aoos.mpl.ird.fr) of cholorphyll-a and sea surface temperature respectively during austral summer (a and c January 2008) and winter (b and d July 2009), on the coasts of Southern Africa. Black
45
Figure 2.4 : Size distribution of empty shells of Perna perna, Cymbula oculus and Scutellastra cochlear, collected at 2 middens sites during the 2007-2008
breeding season 47
Figure 2.5 : Carbon and nitrogen stable isotope ratios (MEAN ± SD) of small, medium and large specimens of the brown mussel Perna perna, the pear
limpet Scutellastra cochlear Cymbula oculus 49
Figure 2.6 : Monthly variations in a) 13 15N ( ) of adductor
muscles and whole bodies of the mussel Perna perna 50
Figure 2.7 : Monthly variations in 13 15N ( ) of foot tissues and
whole bodies of the limpet Scutellastra cochlear 51
Figure 3.1 : 13 of African
Black 66
Figure 3.2 : 15
Black Oystercatchers 67
Figure 4.1 : Location of the sampling sites for African Black Oystercatchers
and their prey (1 to 9) on the South African coastline 77
Figure 4.2 :
was measured in the field and used to scale the picture with CPCe (Kohler and
Figure 4.3 : Distributions of mass, wing length, tarsus length, bill length bill depth (half-way down) and bill-tip depth in male and female African Black
82
Figure 4.4 : Body Condition Index (BCI) of male and female African Black
Oystercatchers on the west, south-west and south- 83
Figure 4.5 : Bill-tip depth/ bill length ratios of male and female African Black
Oystercatchers at the 9 study sites 84
Figure 4.6 : Carbon and nitrogen stable isotope values (mean ± SD) for male and female oystercatchers, mussels, limpets, polychaetes and ascidians 85
Figure 4.7 : Blood carbon and nitrogen and feather carbon and nitrogen stable isotope signatures of African Black
south-east, south-west and west coast 86
Figure 4.8 : Relative Contribution of a) mussels, b) limpets, c) polychaetes and d) ascidians to the diet of male and female African Black Oystercatchers at the
9 study sites, estimated from IsoSource 87
Figure 4.9 : a) African Black Oystercatcher piercing the tunic of a beached ascidian at cape Recife, b) Ascidian tunic left by an African Black Oystercatcher
at Cape Recife., after extracting and the animal inside 90
Figure 5.1 : Location of the breeding sites where African Black Oystercatchers
and prey were sampled 99
Figure 5.2 : 13C and 15N signatures of intertidal mussels. Groupings according to k-means cluster analysis: (A) east coast, (B) east coast, (C)
south-west coast, (D) south-west coast (from Hill e 100
Figure 5.3 :
feathers of adult oystercatchers, blood of chicks, mussels and limpets along the
coastline 108
Figure 5.4 : 13C and 15N ratios in blood (a) and feathers (b) of adult birds 110
Figure 5.5 : Contributions of mussels and limpets to the African Black Oystercatchers diet along the coastline. Values are mean ± SD estimated from
Bayesian mixing models (SIAR) 111
Figure 6.1 : Color-rings put on Haematopus moquini during the 2007-2008 and 2008-2009 fieldwork seasons and used for the incubation and chick-rearing
study in 2009-2010 124
Figure 6.2 : Schematic representation of the intertidal area zonations at a) Kenton , b) Cape Recife and c) Plettenberg Bay,
126
Figure 6.3 : Time-activity budget of the 12 breeding pairs of African Black
Oystercatchers during incubation 130
Figure 6.4 : Mean (± SD) nest attendance (%) of African Black Oystercatchers
during incubation 131
Figure 6.5 : . Mean (± SD) of feeding time of African Black Oystercatchers
during incubation 131
pseudo-sleeping 132
Figure 6.7 : Durations of incubation shifts of African Black Oystercatchers 133
Figure 6.8 : Mean (± SD) cumulated time (min) of feeding activities of African
Black Oystercatchers over the tidal cycle during incubation 134
Figure 6.9 : Chick attendance (%) of the 2 breeding pairs of African Black Oystercatchers during the chick rearing period, 3 days and 10 days after
hatching at Cape Recife and Goukamma 135
Figure 6.10 : Time budget of 2 breeding pairs of African Black Oystercatchers during the chick rearing period, 3 days and 10 days after hatching at a) Cape
136
Figure 6.11 : Food items presented by the 2 chick-rearing African Black Oystercatchers breeding pairs to the chick, 3 days and 10 days after hacthing
at a) Cape Recife and b) Goukamma 137
Figure 6.12 : Kleptoparasitism of a female African Black Oystercatcher on a