Choix des animau

20 chevaux de l’unité 2 des FAR de Rabat, hébergeant des parasites ont été choisis et répertoriés pour ces tests (Tableau 29). Il est à noter que ces chevaux n’ont pas été traités depuis au moins 3 mois.

Tableau 29 : Coordonnées des chevaux de l’unité 2 des FAR de Rabat

Cheval Service Race

ou origine

Date de

naissance Sexe Poids (Kg)

C1 Premier escadron A-H-Ar 1986 Hongre 330

C2 Premier escadron Arabe-Barbe 1986 H 360

C3 Escadron d’honneur Argentine 1989 H 350

C4 Escadron d’honneur Argentine 1989 H 320

C5 Concours hippique A-H-Ar 1987 Mâle 330

C6 Polo Argentine 1988 Femelle 380

C7 Course A-H-Ar 1993 H 380

C8 Premier escadron Arabe-Barbe 1985 H 380

C9 Premier escadron Arabe-Barbe 1982 H 420

C10 Concours hippique Anglo-Arabe 1989 H 380

C11 Polo Argentine 1990 H 380

C12 Premier escadron Argentine 1990 H 350

C13 Polo Argentine 1990 H 400

C14 Escadron d’honneur Argentine 1991 H 380

C15 Escadron d’honneur Argentine 1990 F 380

C16 Escadron d’honneur Argentine 1990 F 350

C17 Premier escadron Argentine 1990 H 400

C18 Premier escadron Origine inconnue 1983 H 300

C19 Polo Arabe-Barbe 1986 H 360

C20 Polo Argentine 1989 H 350

IV.1.2. Choix de l’anthelminthique

Parmi les benzimidazoles, nous avons choisi le thiabendazole à cause de sa grande solubilité dans l’eau et pour son effet ovicide (effet qui sera étudié lors du test d’inhibition de l’éclosion des œufs).

IV.1.3. Protocole expérimental

La recherche de parasites résistants au TBZ a été effectuée à l’aide de plusieurs tests in vivo (FECRT, bilan parasitaire) et in vitro (EHT, analyse des larves L3) (Fig. 28).

→Test de réduction fécale des œufs (FECRT) Les 20 chevaux sont divisés en deux lots :

- Lot n°1 : Lot témoin : chevaux non traités (de C1 à C10)

- Lot n°2 : Chevaux traités au TBZ (thibenzole à 66mg/Kg de PV), de C11 à C20.

Le pourcentage de réduction fécale des œufs peut se calculer selon plusieurs méthodes (in Mejia, 2003)

1- FECR % = 100 (1- (T2/C2)), T2 et C2 sont les moyennes arithmétiques des OPG après traitement chez les témoins (C) et les traités (T).

2- FECR % = 100 (1- (T2/T1)). L’évaluation du traitement se fait dans ce cas sans tenir compte du témoin. T1 et T2 sont respectivement les moyennes arithmétiques des OPG avant et après traitement chez les chevaux traités.

3- FECR % = 100 (1- (T2/T1 x C1/C2)). La formule utilise les moyennes arithmétiques avant et après traitement chez les témoins et les traités.

4- FECR % = même formule que la précédente mais les moyennes arithmétiques sont remplacées par les moyennes géométriques.

I. FECRT+ EHT

II. BILAN PARASITAIRE

Figure 28 : Protocole expérimental adopté pour le diagnostic non invasif de la résistance chez les 20 chevaux parasités naturellement (FAR) Lot 1 10 chevaux témoins Lot 2 10 chevaux traités (TBZ) Jo= traitement traitement OPG 1 OPG 1 OPG 2 _{J 11} OPG 2 % de réduction fécale (4 méthodes de calcul) Groupe 1 4 cvx traités à l’Iver. Groupe 2 4 cvx retraités à l’Iverm.

Collecte et pesée des crottins, isolement, dénombrement et identification des strongles digestifs

Déduction des espèces résistantes au thiabendazole

DL (1)50

→ Test d’inhibition d’éclosion des œufs (EHT)

Ce test a été réalisé en parallèle avec le précédent. A partir de matières fécales prélevées directement du rectum des chevaux du lot 2 avant et après traitement au thibenzole, les œufs sont extraits par la méthode Le Jambre (1976) et Baumont (1987). Ces œufs sont ensuite incubés dans des concentrations croissantes de thiabendazole (effet ovicide) pendant 48h à 26°c à raison de 50µl de la solution contenant les œufs + 100µl du thiabendazole. L’incubation doit être rapide car les œufs, en contact avec l’oxygène de l’air, commencent leur embryogénèse et le TBZ à cette étape n’a plus d’effet ovicide. Un témoin a été prévu qui consiste à remplacer le TBZ par de l’eau distillée.

Le taux d’éclosion des œufs pour chaque concentration a été calculé puis corrigé en tenant compte des œufs stériles (% d’œufs non éclos chez les témoins). Ensuite le calcul de la DL50 (concentration de TBZ qui a entraîné 50% de mortalité des œufs) avant et après traitement a été effectué grâce au logiciel probit.

Pour distinguer les souches résistantes des souches tolérantes, l’OMS a défini un facteur de résistance (FR), égal au rapport de la DL50 de la souche à tester sur celle d’une souche sensible de référence de la même espèce. Si le FR est supérieur à 5, les souches sont considérées comme résistantes. Ne pouvant déterminer les espèces de petits strongles présentes à partir des œufs, et par manque de souches standards de références, nous nous sommes basés sur les travaux antérieurs : Kelly et a.l en 1981 ont obtenu des valeurs moyennes de DL50 de 0.06 µg/ml pour des petits strongles sensibles et de 0.15 µg/ml pour des vers résistants. Collobert et al. en 2002 ont opté pour un seuil de 0.185µg/ml. Nous choisirons pour notre présente étude la valeur maximale qui est de 0.18 µg/ml.

→ Analyse des larves L3

La comparaison des espèces de larves obtenues chez les chevaux témoins et traités, peut nous donner une idée approximative sur les espèces de nématodes résistantes au thiabendazole.

Des coprocultures individuelles ont été alors réalisées à partir des matières fécales fraichement prélevées du rectum des chevaux des deux lots d’animaux expérimentaux. Grace à la technique de Mac-Master, nous avons pu suivre l’évolution des œufs contenus dans les matières fécales : Quelques heures à peine après la mise en culture, commence la segmentation de l’œuf jusqu’au stade L1 (photos 1, 2, 3, 4 et 5). A partir du 10ième jour, commence l’apparition des L3, mais à cause de leur mobilité, ces dernières sont récupérées par la technique de Baermann (photo 6).

L’identification de ces larves a été basée sur la présence ou l’absence de la gaine, la longueur de la queue et du corps ainsi que le nombre, la forme et la disposition des cellules intestinales (Fig.29)

(Lichtenfels, 1975, Bevilaqua et al., 1993 et Madeira et al., 1999). Cette méthode est rapide, peu coûteuse mais difficile à réaliser car les cellules intestinales ne sont visibles que sur des larves vivantes et fraîches, donc mobiles. Pour ceci, il a fallu trouver un moyen pour les immobiliser sans les tuer en agissant rapidement : faible source de chaleur, une goutte d’alcool, de formol ou autre produit pouvant diminuer de la mobilité des larves.

→ Bilan parasitaire

Pour déterminer les espèces de parasites du tube digestif d’un animal, la méthode la plus sûre et la plus courante, c’est d’abattre ces animaux et de récupérer les parasites adultes qui se trouvent dans le tractus digestif. C’est une méthode certaine, mais très difficile à réaliser chez les chevaux à cause de leur coût trop élevé et des rapports affectifs qui ont toujours existé entre l’homme et le cheval, d’où l’idée d’utiliser une technique non invasive et peu coûteuse (Fig.28).

* Groupe n°1 : 4 chevaux pris dans le lot 1 (lot témoin) sont traités directement à l’ivermectine (0.2mg/Kg de P.V.)

* Groupe n°2 : 4 chevaux pris dans le lot 2 (lot traité au thiabendazole) sont retraités 5 jours après eux aussi à l’ivermectine.

Trente minutes après le traitement à l’ivermectine, nous commençons séparément et pour chaque cheval, la récupération des matières fécales de 24h. Ensuite et après la pesée de ces matières fécales, un échantillon de 250g est rincé dans un tamis sous l’eau du robinet. Le résidu obtenu est conservé dans du formol dilué au 1/10. Tous les parasites sont ensuite récupérés sous la loupe binoculaire, comptés puis identifiés en se basant sur les clés de détermination proposées par quelques auteurs (Fig.30 et 31) (Lichtenfels, 1975, Euzeby, 1981 et 1982 et Bowman, 1999).La détermination des espèces nécessite leur montage dans le lactophénol ; une substance qui permet l’éclaircissement des structures du parasite, et donc une observation plus facile des différents éléments de la diagnose. La comparaison des espèces obtenues dans les deux groupes nous a permis de déduire celles qui sont résistantes au thiabendazole.

Le principe de cette technique est basée sur l’effet paralysant de l’ivermectine (Kass et al., 1982) qui en libérant un neuromédiateur (GABA : acide gamma-amino-butirique) va bloquer la transmission nerveuse chez les parasites et les expulser à l’état vivant, ce qui rend possible leur identification. Par contre, le TBZ agit sur le métabolisme énergétique des vers par rupture de l’équilibre tubuline/microtubules dans les cellules du nématode (Lacey, 1985). Les vers sont alors éliminés morts et désintégrés, ce qui rend leur identification impossible.

Une étude plus récente a confirmé l’intêret de cette technique en montrant une forte corrélation entre les résultats obtenus par traitement à l’ivermectine et ceux obtenus par autopsie des animaux

Photo1 : œuf de strongles (Gr.x100)

Photo 2 : œufs en segmentation (Gr.x100)

Photo 4 : Larve L1 dans l’œuf (Gr.x100)

Photo 5 : Larve L1 (Gr.x100)

Photo 6 : Larves L3 libres (Gr.x40)

ECI : Eléménts de la coronule interne (Fig.30) ECE : Eléments de la coronule externe (Fig.30) CB : Cavité buccale

Figure 30 : Principaux caractères d’identification des genres de Cyathostomes ( Lichtenfels, 1975 ; Euzeby, 1981 ; Bussieras, 1995 et Bowman, 1999).

Les Cyathostomes

(Petits strongles)

Cavité buccale développée, plus profonde que large (3/2)

-Cavité buccale mince, petite -EIC plus longs et peu nombreux -Papilles médianes proéminentes

ECI plus courts, plus étroits et plus nombreux que les ECE

ECI plus longs, plus larges et moins nombreux que les ECE

-CB élargie en avant -Papilles latérales en cornes -CB rétrécie en avant -Papilles médianes peu saillantes -Bord postérieur de la CB+épais en avant -Bord postérieur de la CB+épais en arrière

Cyathostomum Cylicodontophorus Poteriostomum Cylicostephanus Cylicocyclus

Cylicocyclus nassatus (Face D-V) Cyathostomum tetracanthum (F.L.)

Poteriostomum ratzii (FD) Cylicodontophorus mettami (FD)

Figure 31 : Principaux genres des Cyathostominés. (Bowman, 1999). Papilles latérales

ECE ECI

Cylicostephanus goldi

Face dorsoventrale Face latérale

IV. 2. Résultats