Chitosane

Le chitosane est un biopolymère de la famille des polysaccharides dont la découverte a été attribuée à Rouget en 1859 (Crini et al., 2009). C’est l’un des rares polyélectrolytes naturels cationiques. Il est obtenu par modification chimique de la chitine, un biopolymère issu de la carapace de certains crustacés et insectes ainsi que des champignons. La chitine est le polysaccharide le plus abondant après la cellulose (Rinaudo, 2006).

2.2.1 Structure

La chitine et le chitosane sont identiques du point de vue chimique et sont des copolymères linéaires possédant un enchaînement de motifs 2-acétamido-2-désoxy-β-D- glucopyranose (N-acétyl-D-glucosamine, ou unité acétylée notée A, et 2-amino-2-désoxy-β-D- glucopyranose (D-glucosamine, ou unité désacétylée notée D, reliées entre elles par des liaisons glucosidiques β-(1,4) (Figure 2.1). La principale différence entre ces deux polysaccharides réside dans la proportion de ces deux motifs que l’on nomme le degré de désacétylation (DDA) et qui correspond à la proportion d’unités désacétylées par rapport au nombre total d’unités dans les chaînes.

Figure 2.1. Structure chimique du chitosane

Le DDA est un paramètre qui permet de différencier le chitosane de la chitine et explique les grandes différences de propriétés entre ces deux polymères, telles que la solubilité. Le terme chitine est donné à un copolymère dont la valeur du DDA est inférieure à 50% tandis que le chitosane possède une valeur de DDA supérieure à 50%. Les deux polymères sont non toxiques, biocompatibles et biodégradables par hydrolyse grâce aux chitinases ou aux lyzosymes. Les

chitinases sont des enzymes hydrolysant les liaisons β-1,4 entre les motifs D-glucosamine dans des chitosanes partiellement hydrolysés (Izume et al., 1992).

2.2.2 Préparation du chitosane

Il existe plusieurs méthodes de préparation du chitosane à partir de la chitine traitée (Roberts, 1992). Pour ce faire, il est nécessaire de désacétyler la chitine en hydrolysant les fonctions amide des unités acétylées. Bien que cette hydrolyse se fasse en milieu acide ou alcalin, le milieu acide est à éviter car les liaisons glucosidiques entres les unités sont sensibles à l’hydrolyse acide. Une des méthodes couramment utilisées (Mima et al., 1983) consiste à désacétyler la chitine dans une solution concentrée de NaOH (jusqu’à 50% en masse) sous atmosphère inerte (généralement N2) pendant quelques heures à 110°C. Le chitosane obtenu est

ensuite lavé avec de l’eau à 80°C jusqu’à pH neutre puis séché. L’atmosphère inerte est nécessaire afin d’éviter des réactions d’oxydation qui pourraient faire diminuer la taille des chaînes de chitosane. La concentration en soude permet quant à elle de moduler le degré de désacétylation du chitosane. Cette réaction peut être réalisée plusieurs fois de suite afin d’obtenir un DDA proche de 100%.

2.2.3 Degré de désacétylation (DDA)

Le DDA du chitosane renseigne sur la proportion en amine primaire par chaîne et par conséquent influence ses propriétés. Dans le cas de la solubilité, c’est la présence de charge (par protonation des amines) qui va permettre la solubilisation du polyélectrolyte en milieu aqueux acide. D’un point de vue pratique, le chitosane est soluble dans la plupart des solutions acides organiques et celle couramment utilisée est la solution d’acide acétique dilué. Le polymère est

également soluble dans les acides minéraux dilués (HCl, HNO3) mais une concentration trop

élevée empêche l’hydratation des chaînes et risque d’hydrolyser le matériau. La solubilité est gouvernée par la protonation des fonctions amine qui participe à un équilibre acido-basique défini par le couple suivant :

Gluc – NH3+ F Gluc – NH2 + H+

Cet équilibre est décrit par l’équation de la constante de dissociation suivante :

log 1 app pKa pH α α ⎛ ⎞ = + _{⎜ ⎟} − ⎝ ⎠

où α est le degré d’ionisation du chitosane (fraction de monomères glucosamine ionisés). Pour un polyélectrolyte, le pKa n’est pas constant du fait de la difficulté d’ajouter des charges sur la chaîne lorsque α augmente et par conséquent décroît avec α. Filion et al. (2007) ont montré que pKaapp dépend de la force ionique et de la concentration en chitosane du milieu mais qu’il

diminue faiblement avec l’augmentation du DDA. La présence de charges sur le polymère peut également modifier la flexibilité des chaînes et donc sa conformation (Rinaudo, 2006).

Le DDA du chitosane peut être mesuré avec précision par spectroscopie RMN du proton

1_{H (Varum et al., 1991; Lavertu et al., 2003). Il faut que l’échantillon soit soluble dans de l’eau}

deutérée. À partir du spectre du chitosane (Figure 2.2), le DDA est calculé selon l’équation suivante :

(

)

où H1D correspond à l’intégration du pic du proton anomérique de l’unité désacétylée (Figure 2.1) à 5.25 ppm sur la somme des protons des différents motifs (c'est-à-dire proton anomérique et les protons du groupement CH3 des fonctions acétylées).

Figure 2.2. Spectre RMN 1H du chitosane solubilisé dans D2O + DCl (Lavertu et al., 2003).

2.2.4 Masse molaire

La masse molaire joue un rôle important dans la solubilisation et la viscosité des solutions de chitosane. Elle peut être mesurée par la chromatographie d’exclusion stérique (SEC) couplée avec des détecteurs tels que la diffusion de la lumière multi-angles et un réfractomètre. Cette méthode permet la détermination de la masse molaire moyenne en nombre (Mn) et en masse (Mw)

mais aussi de la distribution des masses dans l’échantillon. Cette technique utilise une colonne dont la phase stationnaire est constituée de gel dont la taille des pores est contrôlée et connue. Cette colonne permet la séparation des chaînes de polymère, comme le chitosane, puisque les

plus grosses chaînes ne peuvent pas rentrer aussi profondément dans les pores que les chaînes plus petites. Étant donné de leur chemin plus court dans la colonne, les grosses chaînes possèdent un temps d’élution plus court que les chaînes plus petites. Il faut éviter les interactions (électrostatiques ou hydrophobes par exemple) entre le polymère et la phase stationnaire sous peine d’affecter la séparation des différentes chaînes suivant leur taille. La concentration de chaque fraction éluée de la colonne peut être mesurée en temps réel grâce à un réfractomètre. De plus, un détecteur de lumière diffusée multiangles (MALS) permet de déterminer Mw et Mn mais

aussi le rayon de giration Rg. Ces paramètres sont calculés à partir des équations issues de la

théorie de la diffusion de la lumière qui sont présentées dans l’annexe 1.