V. 2. 2. La réaction thiol-yne
V. 3. Apport des micro-ondes
Figure 23 : Réactions entre un alcyne et un thiol
Le mécanisme de cette réaction repose sur un processus radicalaire, Figure 24. Un radical thiol est généré soit par la chaleur soit par la lumière, avec l’aide d’un photoinitiateur, et réagit avec la liaison alcyne pour créer un radical réactif intermédiaire, le radical vinylthioéther. Ce dernier, par transfert de chaine avec la molécule présentant la fonction thiol, forme le composé vinylthioéther (partie 1). Un deuxième radical thiol s’additionne sur ce composé pour former un second radical intermédiaire qui est soumis à une seconde réaction de transfert et mène au produit de double addition de la réaction de thiol-yne (partie 2). Un radical thiol est généré et rentre dans ce processus de chaine.
Figure 24 : Mécanisme de la réaction de thiol-yne95
V. 3. Apport des micro-ondes
De nombreuses réactions de synthèse organique sont accélérées lorsqu’elles sont effectuées sous micro-ondes (réactions en quelques minutes au lieu de plusieurs heures) et conduisent à
53
de meilleurs rendements. L’application des micro-ondes engendre une élévation de température qui s’exerce instantanément dans toute la masse de la matière (et non par diffusion progressive à partir de la surface). L'absence de surchauffe superficielle évite d'éventuelles décompositions thermiques. Seules les molécules polaires, typiquement celles de l'eau mais aussi celles de nombreux composés chimiques renfermant un groupement polaire (fonctions oxygénée, azotée, halogénée...), sont concernées. Chaque alternance de sens du champ électrique, de haute fréquence, entraîne un changement d'orientation des dipôles, induisant un échauffement de la matière.96
Au laboratoire, différentes études ont été réalisées et ont montré l’efficacité du greffage sous micro-ondes de molécules fluorescentes sur des nanoparticules d’oxyde de fer. La première étude, menée par Benyettou et al.97, a consisté à étudier le couplage par chimie des carbodiimides de la Rhodamine B sur des nanoparticules d’oxyde de fer γ-Fe2O3
fonctionnalisées en surface par des molécules d’alendronate. La nanoplateforme γ-Fe2O3@Alendronate présente ainsi en surface des fonctions amines terminales. Pour le couplage, les fonctions acides carboxyliques de la Rhodamine B ont d’abord été activées (par EDC/NHS) puis le couplage entre les deux entités a été effectué. L’efficacité de couplage a été caractérisée à l’aide de différentes techniques d’analyse : les spectroscopies de fluorescence et UV, la spectroscopie infrarouge, la diffusion de la lumière (taille hydrodynamique et potentiel de surface), et la technologie MIAplex (développée par la société Magnisense, qui mesure la dérivé seconde de la courbe d’aimantation (Annexe 1)). Ainsi, il a été montré, par fluorescence et par UV (après décrochage des fluorophores de la nanoplateforme), qu’une augmentation du rapport R (qui représente le nombre de fonctions acides du fluorophore sur le nombre de fonctions amines de la nanoparticule) permettait d’améliorer le taux de greffage que ce soit à température ambiante ou sous micro-ondes. De plus, pour un même rapport R, le taux de greffage a été amélioré grâce à l’utilisation des micro-ondes, Figure 25A. Par ailleurs, il a été montré par infrarouge, qu’une augmentation du ratio R entraine l’augmentation progressive des signaux caractéristiques de la Rhodamine B et la diminution de la bande de vibration fer-oxygène, Figure 25C. Ainsi, plus la quantité de Rhodamine est importante moins les rayons incidents interagissent avec l’environnement proche de la surface de la nanoparticule. Par diffusion de la lumière, les résultats indiquent qu’au fur et à mesure que le nombre de molécules greffées augmente, des agrégats se forment. Ceci peut être dû à la présence des cycles conjugués sur le fluorophore générant des interactions attractives π-π aromatiques. Cette augmentation de l’état d’agrégation se traduit sur les mesures MIAplex par une diminution de l’intensité du signal, Figure 25B.
54
Figure 25 : (A)Comparaison des résultats obtenus sousénergie micro-onde et en insert sous énergie thermique normale (quantification UV (courbe noire) et fluorescence (courbe rouge) (B) Signatures
MIAplex® et (C) Spectres infrarouges des nanocristaux γ-Fe2O3@Alendronate (rouge), et γFe2O3@Alendronate-Rhodamine synthétisés sous micro-onde à différents ratios R=1 (Bleu), R=2(Vert)
R=5(Violet), R=20 (Noire), R=50 (Orange), R=200 (Bleu clair) (Insert: Rhodamine B libre)
Une deuxième étude, réalisée par Guenin et al.98, montre l’influence des micro-ondes sur le couplage par « click chemistry » d’un fluorophore, la Rhodamine-N3, sur une nanoplateforme γ-Fe2O3 fonctionnalisée par des molécules présentant une fonction alcyne terminale. Les caractérisations par infrarouge et fluorescence montrent que le rendement de la réaction de Huisgen a été amélioré sous micro-ondes, Figure 26.
C
A
R 0 1.2 0.6B
55
Figure 26 : Comparaison (A) des spectres infrarouges, (B) des spectres (λexc=573nm) et (C) images de fluorescence des nanoparticules γ-Fe2O3-Rhodamine obtenus par « chimie click » avec et sans l’utilisation
des micro-ondes
En conclusion de ce chapitre, les intégrines αvβ3 apparaissent comme une cible pertinente pour cibler l’angiogenèse. L’élaboration d’agents de contrastes spécifiques de ces intégrines présente donc un intérêt majeur. Ainsi, ce travail de thèse porte sur la conception d’agents bimodaux fluorescence/IRM spécifiques de l’angiogenèse, ciblant les intégrines αvβ3.
56
Références bibliographiques
1. L. M. Sherwood, E. E. Parris, and J. Folkman, New Engl. J. Med., 1971, 285, 1182–1186. 2. J. S. Flier, L. H. Underhill, and J. Folkman, New Eng. J. Med., 1995, 333, 1757–1763.
3. C. Francavilla, L. Maddaluno, and U. Cavallaro, in Semin. Cancer Biol., 2009, vol. 19, pp. 298–309.
4. P. Carmeliet, Nat. Med., 2000, 6, 389.
5. M. Ziche, S. Donnini, and L. Morbidelli, Curr. Drug Targets, 2004, 5, 485–493. 6. D. M. McDonald and P. L. Choyke, Nat. Med., 2003, 9, 713–725.
7. R. O. Hynes, Cell, 2002, 110, 673–687.
8. R. Haubner, D. Finsinger, and H. Kessler, Angew. Chem. Int. Ed., 1997, 36, 1374–1389. 9. Z. Liu, F. Wang, and X. Chen, Drug Develop. Res., 2008, 69, 329–339.
10. F. G. Giancotti, Science, 1999, 285, 1028–1033.
11. W. L. Rust, S. W. Carper, and G. E. Plopper, J. Biomed. Biotechnol., 2002, 2, 124–130. 12. J.-P. Xiong, Science, 2001, 294, 339–345.
13. F. Danhier, A. Le Breton, and V. Preat, Mol. Pharmaceutics, 2012, 11, 2961–2973.
14. B.-H. Luo, C. V. Carman, and T. A. Springer, Annual review of immunology, 2007, 25, 619. 15. J. Takagi and T. A. Springer, Immunol. Rev., 2002, 186, 141–163.
16. J. D. Humphries, A. Byron, and M. J. Humphries, J Cell Sci, 2006, 119, 3901–3903. 17. K. Hodivala-Dilke, Curr. Opin. Cell Biol., 2008, 20, 514–519.
18. J. S. Desgrosellier and D. A. Cheresh, Nat. Rev. Cancer, 2010, 10, 9–22. 19. E. Ruoslahti and M. Pierschbacher, Science, 1987, 238, 491–497.
20. J. Takagi, Biochem. Soc. Trans., 2004, 32, 403–406.
21. C. Mas-Moruno, F. Rechenmacher, and H. Kessler, Anticancer Agents Med Chem, 2010, 10, 753–768.
22. R. Haubner, R. Gratias, B. Diefenbach, S. L. Goodman, A. Jonczyk, and H. Kessler, J. Am. Chem. Soc., 1996, 118, 7461–7472.
23. K. Temming, R. M. Schiffelers, G. Molema, and R. J. Kok, Drug Resist. Update., 2005, 8, 381–402.
24. M. A. Dechantsreiter, E. Planker, B. Mathä, E. Lohof, G. Hölzemann, A. Jonczyk, S. L. Goodman, and H. Kessler, J. Med. Chem., 1999, 42, 3033–3040.
25. E. Koivunen, B. Wang, and E. Ruoslahti, Nat. Biotechnol., 1995, 13, 265–270.
26. N. Assa-Munt, X. Jia, P. Laakkonen, and E. Ruoslahti, Biochemistry, 2001, 40, 2373–2378. 27. P. Hölig, M. Bach, T. Völkel, T. Nahde, S. Hoffmann, R. Müller, and R. E. Kontermann,
Prot. Eng. Des. Sel., 2004, 17, 433–441.
28. M. E. Duggan, L. T. Duong, J. E. Fisher, T. G. Hamill, W. F. Hoffman, J. R. Huff, N. C. Ihle, C.-T. Leu, R. M. Nagy, J. J. Perkins, S. B. Rodan, G. Wesolowski, D. B. Whitman, A. E. Zartman, G. A. Rodan, and G. D. Hartman, J. Med. Chem., 2000, 43, 3736–3745.
29. R. J. Kok, A. J. Schraa, E. J. Bos, H. E. Moorlag, S. A. Ásgeirsdóttir, M. Everts, D. K. F. Meijer, and G. Molema, Bioconjugate Chem., 2002, 13, 128–135.
30. D. Boturyn, J.-L. Coll, E. Garanger, M.-C. Favrot, and P. Dumy, J. Am. Chem. Soc., 2004, 126, 5730–5739.
31. D. Peer, J. M. Karp, S. Hong, O. C. Farokhzad, R. Margalit, and R. Langer, Nat. Nanotechnol., 2007, 2, 751–760.
32. R. Weissleder and M. J. Pittet, Nature, 2008, 452, 580–589. 33. S. J. Zhang and J. C. Wu, J Nucl Med, 2007, 48, 1916–1919. 34. S. R. Cherry, Semin Nucl Med, 2009, 39, 348–353.
35. M. A. Pysz, S. S. Gambhir, and J. K. Willmann, Clin. Radiol., 2010, 65, 500–516. 36. C. Foerg and H. P. Merkle, J. Pharm. Sci., 2007, 97, 144–162.
57
38. I. Martín, M. Teixidó, and E. Giralt, Pharmaceuticals, 2010, 3, 1456–1490.
39. S. Lucie, G. Elisabeth, F. Stéphanie, S. Guy, H. Amandine, A.-R. Corinne, B. Didier, S. Catherine, G. Alexeï, D. Pascal, and C. Jean-Luc, Mol. Ther., 2009, 17, 837–843.
40. E. Garanger, D. Boturyn, Z. Jin, P. Dumy, M. Favrot, and J. Coll, Mol. Ther., 2005, 12, 1168– 1175.
41. L. Sancey, V. Ardisson, L. M. Riou, M. Ahmadi, D. Marti-Batlle, D. Boturyn, P. Dumy, D. Fagret, C. Ghezzi, and J.-P. Vuillez, Eur. J. Nucl. Med. Mol. I., 2007, 34, 2037–2047.
42. M. Ahmadi, L. Sancey, A. Briat, L. Riou, D. Boturyn, P. Dumy, D. Fagret, C. Ghezzi, and J.-P. Vuillez, Cancer Biother. Radio., 2008, 23, 691–700.
43. V. P. Torchilin, Nat. Rev. Drug Discov., 2005, 4, 145–160. 44. A. Sharma and U. S. Sharma, Int. J. Pharm., 1997, 154, 123–140.
45. W. J. M. Mulder, G. J. Strijkers, J. W. Habets, E. J. W. Bleeker, D. W. J. van der Schaft, G. Storm, G. A. Koning, A. W. Griffioen, and K. Nicolay, FASEB J, 2005, 19, 2008–2010. 46. G. J. Strijkers, E. Kluza, G. A. F. Tilborg, D. W. J. Schaft, A. W. Griffioen, W. J. M. Mulder,
and K. Nicolay, Angiogenesis, 2010, 13, 161–173.
47. W. J. M. Mulder, D. W. J. van der Schaft, P. A. I. Hautvast, G. J. Strijkers, G. A. Koning, G. Storm, K. H. Mayo, A. W. Griffioen, and K. Nicolay, FASEB J., 2007, 21, 378–383.
48. R. Solaro, F. Chiellini, and A. Battisti, Materials, 2010, 3, 1928–1980.
49. J. H. Park, S. Lee, J.-H. Kim, K. Park, K. Kim, and I. C. Kwon, Prog. Polym. Sci., 2008, 33, 113–137.
50. B. Nagavarma, K. Y. Hemant, A. Ayaz, L. Vasudha, and H. Shivakumar, Asian J. Pharm.
Clin. Res., 2012, 5, 16–23.
51. A. Mitra, A. Nan, J. C. Papadimitriou, H. Ghandehari, and B. R. Line, Nucl. Med. Biol., 2006, 33, 43–52.
52. C. C. Lee, J. A. MacKay, J. M. Fréchet, and F. C. Szoka, Nat. Biotechnol., 2005, 23, 1517– 1526.
53. C. A. Boswell, P. K. Eck, C. A. S. Regino, M. Bernardo, K. J. Wong, D. E. Milenic, P. L. Choyke, and M. W. Brechbiel, Mol. Pharmaceutics, 2008, 5, 527–539.
54. C. Oerlemans, W. Bult, M. Bos, G. Storm, J. F. W. Nijsen, and W. E. Hennink, Pharm. Res., 2010, 27, 2569–2589.
55. N. Nasongkla, E. Bey, J. Ren, H. Ai, C. Khemtong, J. S. Guthi, S.-F. Chin, A. D. Sherry, D. A. Boothman, and J. Gao, Nano Lett., 2006, 6, 2427–2430.
56. E. C. Cho, C. Glaus, J. Chen, M. J. Welch, and Y. Xia, Trends Mol Med, 2010, 16, 561–573. 57. K. Park, S. Lee, E. Kang, K. Kim, K. Choi, and I. C. Kwon, Adv. Funct. Mater., 2009, 19,
1553–1566.
58. T. Torchynska and Y. Vorobiev, in Semiconductor II-VI Quantum Dots with Interface States and Their Biomedical Applications, ed. G. Gargiulo, 2011.
59. H. M. E. Azzazy, M. M. H. Mansour, and S. C. Kazmierczak, Clinical Biochemistry, 2007, 40, 917–927.
60. W. Cai, D.-W. Shin, K. Chen, O. Gheysens, Q. Cao, S. X. Wang, S. S. Gambhir, and X. Chen, Nano Lett., 2006, 6, 669–676.
61. Z. P. Xu, Q. H. Zeng, G. Q. Lu, and A. B. Yu, Chem. Eng. Sci., 2006, 61, 1027–1040. 62. S. Link and M. A. El-Sayed, J. Phys. Chem. B, 1999, 103, 4212–4217.
63. X. Huang, P. K. Jain, I. H. El-Sayed, and M. A. El-Sayed, Nanomedicine, 2007, 2, 681–693. 64. J. E. Gagner, M. D. Lopez, J. S. Dordick, and R. W. Siegel, Biomaterials, 2011, 32, 7241–
7252.
65. E. C. Dreaden, A. M. Alkilany, X. Huang, C. J. Murphy, and M. A. El-Sayed, Chem. Soc.
Rev., 2012, 41, 2740.
66. J. Choi, J. Yang, J. Park, E. Kim, J.-S. Suh, Y.-M. Huh, and S. Haam, Adv. Funct. Mater., 2011, 21, 1082–1088.
58
67. A. Elhissi, W. Ahmed, I. U. Hassan, V. Dhanak, and A. D’Emanuele, J. Drug Deliv., 2011, 2012.
68. C. Richard, Q. le M. de Chermont, and D. Scherman, Tumori, 2008, 94, 264.
69. B.-T. Doan, J. Seguin, M. Breton, R. L. Beherec, M. Bessodes, J. A. Rodríguez-Manzo, F. Banhart, J.-C. Beloeil, D. Scherman, and C. Richard, Contrast Media Mol. I., 2012, 7, 153– 159.
70. M. Adeli, R. Soleyman, Z. Beiranvand, and F. Madani, Chem. Soc. Rev., 2013, 42, 5231–56. 71. A. De La Zerda, C. Zavaleta, S. Keren, S. Vaithilingam, S. Bodapati, Z. Liu, J. Levi, B. R.
Smith, T.-J. Ma, and O. Oralkan, Nat. Nanotechnol., 2008, 3, 557–562.
72. Z. Liu, X. Sun, N. Nakayama-Ratchford, and H. Dai, ACS Nano, 2007, 1, 50–56.
73. J.-P. Fortin, C. Wilhelm, J. Servais, C. Ménager, J.-C. Bacri, and F. Gazeau, J. Amer. Chem. Soc., 2007, 129, 2628–2635.
74. M. Lévy, C. Wilhelm, J.-M. Siaugue, O. Horner, J.-C. Bacri, and F. Gazeau, J. Phys.: Condens. Matter, 2008, 20, 204133.
75. C. Wilhelm, J.-P. Fortin, and F. Gazeau, J. Nanosci. Nanotechnol., 2007, 7, 2933–2937. 76. M. Di Marco, C. Sadun, M. Port, I. Guilbert, P. Couvreur, and C. Dubernet, Int. J. Nanomed.,
2007, 2, 609.
77. J. E. Rosen, L. Chan, D.-B. Shieh, and F. X. Gu, Nanomedicine, 2012, 8, 275–290.
78. X. Yang, H. Hong, J. J. Grailer, I. J. Rowland, A. Javadi, S. A. Hurley, Y. Xiao, Y. Yang, Y. Zhang, R. J. Nickles, W. Cai, D. A. Steeber, and S. Gong, Biomaterials, 2011, 32, 4151– 4160.
79. D. Arosio, C. Casagrande, and L. Manzoni, Curr. Med. Chem., 2012, 19, 3128–3151.
80. S. A. Wickline, A. M. Neubauer, P. Winter, S. Caruthers, and G. Lanza, Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol., 2006, 26, 435–441.
81. C. Burtea, S. Laurent, O. Murariu, D. Rattat, G. Toubeau, A. Verbruggen, D. Vansthertem, L. Vander Elst, and R. N. Muller, Cardiovasc. Res., 2008, 78, 148–157.
82. J. Haukkala, I. Laitinen, P. Luoto, P. Iveson, I. Wilson, H. Karlsen, A. Cuthbertson, J. Laine, P. Leppänen, and S. Ylä-Herttula, Eur. J. Nucl. Med. Mol. I., 2009, 36, 2058–2067.
83. P. M. Winter, A. M. Morawski, S. D. Caruthers, R. W. Fuhrhop, H. Zhang, T. A. Williams, J. S. Allen, E. K. Lacy, J. D. Robertson, and G. M. Lanza, Circulation, 2003, 108, 2270–2274. 84. P. M. Winter, A. M. Neubauer, S. D. Caruthers, T. D. Harris, J. D. Robertson, T. A. Williams,
A. H. Schmieder, G. Hu, J. S. Allen, and E. K. Lacy, Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol., 2006, 26, 2103–2109.
85. R. Khurana, M. Simons, J. F. Martin, and I. C. Zachary, Circulation, 2005, 112, 1813–1824. 86. J. M. Chalker, G. J. L. Bernardes, and B. G. Davis, Acc. Chem. Res., 2011, 44, 730–741. 87. D. Sehgal and I. K. Vijay, Anal. Biochem., 1994, 218, 87–91.
88. J. V. Staros, R. W. Wright, and D. M. Swingle, Anal. Biochem., 1986, 156, 220–222. 89. H. C. Kolb, M. G. Finn, and K. B. Sharpless, Angew. Chem. Int. Ed., 2001, 40, 2004–2021. 90. R. Huisgen, Angew. Chem. Int. Ed., 1963, 2, 565–598.
91. R. Hoogenboom, Angew. Chem. Int. Ed., 2010, 49, 3415–3417.
92. V. D. Bock, H. Hiemstra, and J. H. van Maarseveen, Eur. J. Org. Chem., 2006, 2006, 51–68. 93. A. Barge, S. Tagliapietra, A. Binello, and G. Cravotto, Curr. Org. Chem., 2011, 15, 189–203. 94. F. Himo, T. Lovell, R. Hilgraf, V. V. Rostovtsev, L. Noodleman, K. B. Sharpless, and V. V.
Fokin, J. Am. Chem. Soc., 2005, 127, 210–216.
95. C. E. Hoyle, A. B. Lowe, and C. N. Bowman, Chem. Soc. Rev., 2010, 39, 1355. 96. S. Shi and J.-Y. Hwang, J. Min. Mater. Charact. Eng., 2003, 2, 101–110.
97. F. Benyettou, E. Guenin, Y. Lalatonne, and L. Motte, Nanotechnology, 2011, 22, 055102. 98. E. Guénin, J. Hardouin, Y. Lalatonne, and L. Motte, J. Nanopart. Res., 2012, 14.
Chapitre 2
Fonctionnalisation de la nanoplateforme
γFe
2
O
3
@CA pour le ciblage et l’imagerie
61
Dans le chapitre précédent, nous avons constaté l’utilité des vecteurs porteurs de séquences RGD pour cibler l’angiogenèse. Les nanoparticules d’oxyde de fer font partie intégrante de ces systèmes. Ainsi, dans ce chapitre, nous décrirons chaque étape de l’élaboration de ces nanoplateformes. Tout d’abord, la synthèse de nano-complexes γ-Fe2O3
ainsi que leur fonctionnalisation de surface par un agent complexant, l’acide caféique, seront détaillées. Puis, diverses techniques d’analyse seront utilisées pour les caractériser. Les fonctions réactives de type acide carboxylique présentes à la surface externe de ces nanoplateformes serviront aux couplages de diverses biomolécules : fluorophore, chaînes PEG, séquence RGD, par chimie des carbodiimides. Ces étapes préliminaires permettront de mettre au point des nanoplateformes multimodales utilisables pour la double imagerie (fluorescence et IRM) et ciblant les intégrines αvβ3. Leur stabilité dans le sérum sera évaluée et leur potentiel en tant qu’agent de contraste IRM sera vérifié. Leur affinité vis-à-vis des intégrines sera étudiée par BIAcore et par dosage de liaisons sur support solide en présence d’un compétiteur radioactif. La dernière partie de ce chapitre sera consacrée aux peptidomimétiques.