143
1. Introduction
Dans le cadre de ce projet de maîtrise, une étude préliminaire a été effectuée à l’été 2014 à l’ÉPAQ à Grande-Rivière afin d’identifier un biofiltre macroalgal adapté en termes d’absorption des nitrates (NO3) et des phosphates (PO4) pour les besoins de la Division des
collections vivantes et de la recherche du Biodôme de Montréal. L’expérience s’est déroulée sous des conditions d’opérations expérimentales similaires à celles en vigueur dans la représentation écosystémique du Littoral rocheux et du Golfe du Saint-Laurent proposé par le Biodôme de Montréal/Espaces pour la vie.
L’hypothèse de travail est la suivante : le taux de croissance et le taux d’absorption des nitrates et des phosphates par les algues marines indigènes Palmaria palmata et Ulva Lactuca sont dépendants des paramètres de température et de concentration initiale de ces nutriments dans le milieu de culture.
Objectif général
Déterminer les performances de dénitrification et de déphosphatation de P. palmata et U. lactuca sous les mêmes conditions d’opération : densité initiale de 9g L-1, salinité de 28 PSU, deux températures (5°C et 10°C) et trois niveaux élevés de concentration en nutriments (NO3 : PO4 ; 40:4, 50:6 et 60:8 mg L-1).
Objectifs spécifiques
Élaborer et mettre en œuvre le cadre expérimental et l’acclimatation des algues. Effectuer le suivi des paramètres expérimentaux afin de caractériser la vitesse
(mg ∙ gMS-1∙ d-1) et l’efficacité (%) d’absorption des nitrates et phosphates après six jours de culture.
Valider les résultats obtenus par spectrophotométrie à l’ÉPAQ en les comparants avec ceux obtenus par chromatographie ionique au Biodôme de Montréal afin de justifier l’utilisation d’une méthode d’analyse moins couteuse.
144
2. Matériel et méthodes
2.1. Récolte des algues
Les thalles matures de P. palmata utilisés pour l’expérience proviennent de populations naturelles de Grande-Rivière en Gaspésie, Québec (48°23’42.24”N, 64°29’13.69”O). Les thalles utilisés pour le Bloc 1 provenaient de culture en bassin avec renouvèlement d’eau de mer en continu, déjà établie depuis environ un an à l’ÉPAQ. Les thalles pour le Bloc 2 ont été récoltés sur le littoral en juillet 2014 et cultivé en bassin deux semaines avant l’expérience. Les conditions de culture des bassins étaient une température de 4-10°C, une luminosité de 100 µmol photon m-2 s-1 et une photopériode (L : N) de 16:8 h.
2.2. Structure de l’expérience
L’expérience préliminaire prévue au départ devait se réaliser selon un plan factoriel en blocs complets à trois facteurs (2 x 2 x 3), donc 12 traitements. L’expérience prévoyait deux niveaux d’espèce (P. palmata et U. lactuca), deux niveaux de température (5C et 10C) ainsi que trois niveaux de concentration N-NO3 : P-PO4 (40:4, 50:6 et 60:8 mg L-1).
Toutefois, certains problèmes techniques liés à l’acclimatation d’U. lactuca et à la température de la salle de phytologie ont entrainé la restructuration de l’expérience au courant de l’été. La nouvelle structure de l'expérience suivait finalement un plan factoriel en blocs complets à deux facteurs (2 x 3), soit six traitements. Deux niveaux de température (9,0 ± 0,3C et 13,3 ± 0,5C), trois niveaux de concentration en nutriments N-NO3 : P-PO4 (40:4,
50:6 et 60:8 mg L-1) et une espère (P. Palmata) ont été testés.
2.3. Acclimatation des algues
Les thalles ont d’abord été trempés dans un bain d’ovadine (10ml L-1) et deux bains de germanium (1ml L-1) de 2 minutes chacun. L’ovadine et le germanium ont été dilués dans de l’eau de mer naturelle pour atteindre les concentrations désirées, selon une masse d’un gramme pour un litre d’eau de mer. Les bains successifs servent à éliminer les œufs de poissons et les diatomées pouvant être présentes sur les thalles et contaminer le milieu de
145
culture. Les algues sélectionnées ont ensuite été installées en mode acclimatation dans des bacs de 25 litres d’eau de mer filtrée et traitée aux UV et un changement d’eau partiel était effectué tous les deux jours afin de renouveler les micronutriments. Les algues ont été maintenues six jours dans ces bacs où l’eau était graduellement enrichie en nitrates et en phosphates par l’ajout de nitrate de sodium (NaNO3) et de phosphate de sodium monobasique
dihydraté (NaH2PO4∙2H2O) (Corey et al., 2012; 2013) afin d’élever la concentration de ces
nutriments dans les tissus en prévision de l’expérience. Les concentrations visées dans l’eau après six jours étaient celles qui devaient être utilisées pour l’expérience. Avant l’expérience, la moitié des individus a été acclimatée à 12C à l’extérieur de la chambre de phytologie alors que l’autre moitié a été acclimatée à la température de la salle de phytologie (9C).
À plusieurs reprises au courant des mois de mai-juin, les thalles d’U. lactuca ont sporulé et se sont dégradées. Il est bien connu que les changements trop brutaux (température, pH, salinité, concentrations en nutriments) engendrent la sporulation chez cette espèce (Pettett, 2009). Néanmoins, d’autres auteurs arrivent à la mettre en culture et à obtenir de bons rendements (Winberg et al., 2011).
2.4. Paramètre de culture
Les six traitements ont été représentés par des unités expérimentales, des bacs bleus à parois opaques (0,37 m x 0,51 m x 0,28 m), disposés au sol dans une chambre de phytologie. Une pièce fermée permet de mieux contrôler la photopériode et la température (Figure 17). Toutefois, la température externe > 15C en juillet et les va-et-vient nécessaires aux différentes activités ont fait monter la température interne de la salle au-delà de 10C. La moitié des bacs ont donc été mis à une température pièce (9,0 ± 0,3C au lieu de 5°C) et l’autre moitié à une température de 13,3 ± 0,5C au lieu de 10°C, en positionnant un chauffe- eau d’aquarium dans l’eau des bacs (200W, Aqueon). Les chauffe-eau étaient reliés à un contrôleur (RANCO Electronic temperature control) calibré à la température désirée. Un grillage autour des chauffe-eau a aussi été installé pour empêcher leur contact direct avec les algues.
146
Les trois différentes concentrations de nitrate et de phosphate désirées ont été atteintes par l’ajout des mêmes produits utilisés pour la période d’acclimatation. La densité de culture était de 9 g L-1 dans 25 L et la photopériode a été programmée à un cycle lumière/noirceur de 16:8 h. La luminosité de 95-150 mmol photon∙m-2∙s-1 a été atteinte en positionnant des lampes
fluorescentes (F54T5/HO, RAB Design) à 16 cm au-dessus des bacs et a été mesurée avec un appareil Quantum Flux (Apogee). Une pierre de bullage (FF1A 2’’, Alumina) alimentée par de l’air comprimé à pression variable était installée dans chacun des bacs. L’eau de mer naturelle était préalablement filtrée (30µ, 10µ, 1µ et 0,3µm) et traitée aux UV pour limiter la quantité de microorganismes indésirables.
Les trois répétitions, de six jours chacune, ont été condensées en 2 blocs en raison du temps limité pour la réalisation de l’expérience. Le bloc 1 comprenait la première répétition, soit 6 traitements et 3 témoins (sans algues). Le bloc 2 incluait les deux dernières répétitions, soit 2 fois chacun des 6 traitements ainsi que 2 témoins pour un total de 14 bacs, soit la capacité maximale de la chambre. Entre chaque bloc, l’eau et les algues étaient changés, les bacs nettoyés avec une solution de Bio-San (West Penetone) et rincés à l’eau douce pour éviter le dépôt de sel lors du séchage.
147
2.5. Collecte des données
Suivi du pH et du volume d’eau
Le volume d’eau a été mesuré au premier jour (25 litres) et à la fin du dernier jour d’échantillonnage en transvidant l’eau dans les contenants gradués au 250 ml près. Ces données ont permis de calculer le taux d’évaporation et le volume théorique des bacs à chaque date d’échantillonnage. Le pH a aussi été mesuré avant l’ajout des algues et au dernier jour avec un pH-mètre (VWR SR40C Symphony, 0005558).
Mesure de masse fraîche
La masse fraîche (MF) des algues a été mesurée au premier et dernier jour de l’expérience avec une balance (Denver instrument, modèle SI-2000, ± 0,01g). Avant d’être pesées, les algues ont été essorées à trois reprises (3 x 15 sec) avec une essoreuse centrifuge (SoftWorks, 2164600, ~ 3 litres).
Suivi des concentrations de N-NO3 et de P-PO4 dans l’eau
Le spectrophotomètre (HACH® DR 2500) disponible à l’ÉPAQ a d’abord été calibré pour l’eau de mer, car selon le manuel une concentration en chlorure supérieure à 100 mg L-1 peut
interférer avec les résultats de N-NO3-. Cet ajustement n’était pas nécessaire pour les lectures
de P-PO4.
Quatre échantillons d’eau de 5 ml ont été prélevés aux deux jours dans chacun des bacs. Trois de ces échantillons ont été analysés à l’ÉPAQ et ceux-ci ont été analysés trois fois chacun avec l’appareil. Les analyses de N-NO3 ont été réalisées avec la méthode 8039 nécessitant
des réactifs NitraVer 5 (PWD PLWS 10 ml, item no. 2106169) et le programme 950 « SeawaterCalibra ». Les analyses de P-PO43- ont été réalisées avec la méthode 8178,
nécessitant les réactifs « High Range Reactive Phosphorus Reagent Set, item no. 22441-00) et le programme 485 « P React. Amino ».
148
Dans le but de valider les résultats obtenus par spectrophotométrie à l’ÉPAQ, un suivi des concentrations en nutriments a également été réalisé par chromatographie ionique (881 Compact IC pro 1, Metrohm) au Biodôme de Montréal. La chromatographie ionique est utilisée au Biodôme de Montréal de façon régulière pour faire le suivi de différents paramètres de la qualité de l’eau des bassins d’exposition, dont les concentrations en nitrates et phosphates. C’est également une méthode de mesure plus précise que le spectrophotomètre HACH. Les quatrièmes échantillons d’eau prélevés durant le Bloc 1 de l’expérience à l’ÉPAQ ont été dilués en y ajoutant 95 ml d’eau nanopure et livrés dans une boîte de styromousse par autobus voyageur (Expedibus) directement au Biodôme de Montréal, en moins de 12 heures. Chaque échantillon a été analysé une fois par le chromatographe, les valeurs présentées dans ce rapport ne sont donc pas des moyennes et il n’y a pas d’écart-type.
L’efficacité d’absorption des nutriments par les macroalgues (%) après de six jours de culture a été obtenue en calculant la différence des contenus en nitrates et phosphates entre le premier et le dernier jour de l’expérience.
2.6. Test témoin
Un test témoin (sans algue), dans un ballon de 1 litre a été réalisé afin de mieux caractériser la justesse du spectrophotomètre. Une concentration initiale de 20 mg N-NO3 L-1 a été
appliquée dans le ballon et un bouchon avait été installé afin d’empêcher la perte d’eau par évaporation. Le test avait pour but de suivre les concentrations de nitrates dans le temps et de vérifier si les résultats de l’appareil demeuraient constants à chacun des échantillonnages. Avant chaque échantillonnage, la solution était mélangée à l’aide de la plaque agitatrice.
Seuls les résultats pertinents pour l’efficacité même du biofiltre et les résultats qui favorisent la comparaison des deux appareils d’analyse seront présentés. De plus, seuls les résultats du Bloc 1 seront donc présentés puisqu’un problème est survenu au niveau des concentrations initiales en nutriments pour le bloc 2.
149
3. Résultats
En fin d’expérience, la mesure du volume restant dans les bacs a mis en lumière un taux d’évaporation élevé et différent entre chacun des bacs. Le choix de prendre en compte ou non les changements de volume d’eau après l’expérience influence les résultats de vitesse d’absorption des nutriments puisque l’évaporation tend à les concentrer. Par exemple, une diminution de nitrate de 7,9 mg N-NO3 L-1 après six jours représente une diminution de
21,6 %. Toutefois, exprimé en mg N-NO3, ceci équivaut à une diminution de 28,6 % (Tableau
9).
Afin de prendre en compte le taux d’évaporation et donc l’ajustement des volumes à chaque date d’échantillonnage, les résultats qui seront présentés dans les prochains tableaux et graphiques seront en mg N-NO3 et mg P-PO4 (traitements convertis de 1000 :100, 1250 :150
et 1500 :200 mg dans 25L).
Tableau 9. Moyennes et écarts type des concentrations de N-NO3 (mg L-1) et des quantités
de N-NO3 équivalentes en fonction du volume d’eau (L) pour une quantité initiale
N-NO3 :P-PO4de 40:4 mg L-1 ou 1000:100 mg, température de 9°C – Données
du spectrophotomètre. N-NO3 (mg L-1) N-NO3 (mg) Volume d'eau (L) Jour 0 36,5 ± 2,3 8889,9 ± 55,6 24,4 Jour 2 34,9 ± 4,2 823,7 ± 99,7 23,6 Jour 4 30,2 ± 3,5 692,7 ± 79,2 22,9 Jour 6 28,6 ± 2,6 635,2 ±57,5 22,2 D 0-6 jour (mg) 7,9 254,8 D 0-6 jour (%) 21,6 28,6 Période d'échantillonnage 40 : 4 mg L-1, 9°C
150
3.1. Nitrate
Le suivi de N-NO3 (mg) par spectrophotométrie (Tableau 10) et chromatographie (Tableau
11) montre une réduction des nitrates chez tous les traitements entre les jours 0 et 6 de l’expérience. Les pourcentages de réduction se situent entre 13,9 et 28,6 % selon le spectrophotomètre ou entre 16,3 et 27,3 % selon le chromatographe. Le contenu en N-NO3
(mg) dans les trois témoins a également diminué au cours de l’expérience, de 2,5 à 19,6 % selon le spectrophotomètre et de 5,7 à 10,8 % selon le chromatographe. L’effet de la présence des algues s’observe en déduisant les pourcentages de réduction observés chez les témoins de ceux observés chez les traitements. Ainsi, la diminution de N-NO3 (mg) attribuable aux
algues se situerait finalement entre 5,2 et 20,3 % ou entre 10,5 et 16,5 % selon le spectrophotomètre et le chromatographe respectivement.
Les pourcentages de réduction de N-NO3 chez les témoins sont parfois plus élevés que chez
les traitements. Pour un contenu initial de 1 000 mg N-NO3, le témoin à 9°C enregistre une
151
Tableau 10. Suivi des quantités de N-NO3 (mg) (moyenne ± écart-type) sur six jours selon les quantités initiales de N-NO3:P-PO4
(1 000 :100 mg, 1 250 :150 mg, et 1 500 :200 mg) à 9 et 13 °C, pour 225 g de P. palmata dans 25 L – Bloc 1. Données du spectrophotomètre.
Traitement 9°C Traitement 13°C Témoin 9°C Traitement 9°C Traitement 13°C Témoin 13°C Traitement 9°C Traitement 13°C Témoin 13°C Jour 0 889,9 ± 55,6 1001,2 ± 10,9 984,9 ± 49,2 1153,1 ± 38,3 1145,9 ± 31,5 1096,1 ± 87,7 1449,9 ± 66,6 1396,2 ± 58,3 1340,2 ± 30,1 Jour 2 823,7 ± 99,7 886,7 ± 25,1 846,7 ± 42,7 1106,5 ± 42,7 935,7 ± 36,1 1082,4 ± 51,6 1208,2 ± 35,5 1165,8 ± 30,0 1397,1 ± 113,0 Jour 4 692,7 ± 79,2 847,9 ± 13,2 776,3 ± 57,5 909,4 ± 47,8 852,8 ± 25,7 964,4 ± 30,1 1015,6 ± 78,4 1195,1 ± 43,1 1289,1 ± 11,6 Jour 6 635,2 ± 57,5 752,5 ± 17,7 791,5 ± 64,4 851,5 ± 29,3 870,7 ± 35,8 1032,4 ± 28,9 1136,4 ± 47,6 1201,7 ± 46,2 1306,0 ± 22,8 D 0-6e jour (%) 28,6 24,8 19,6 26,2 24,0 5,8 21,6 13,9 2,5 D 0-6 jour attribuable aux algues (%) 9,0 5,2 20,3 18,2 19,1 11,4 Période d'échantillonnage
152
Tableau 11. Suivi des quantités de N-NO3 (mg) sur six jours selon les quantités initiales de N-NO3:P-PO4 (1 000 :100 mg,
1 250 :150 mg, et 1 500 :200 mg) à 9 et 13 °C, pour 225 g de P. palmata dans 25 L – Bloc 1. Données du chromatographe. Traitement 9°C Traitement 13°C Témoin 9°C Traitement 9°C Traitement 13°C Témoin 13°C Traitement 9°C Traitement 13°C Témoin 13°C Jour 0 1003,8 1124,7 1044,2 1250,9 1253,8 1270,8 1505,0 1500,5 1431,1 Jour 2 988,9 971,7 975,9 1112,0 1128,8 1206,3 1378,8 1380,7 1465,2 Jour 4 833,4 919,8 982,1 1051,9 1080,8 1184,6 1290,4 1316,3 1419,1 Jour 6 758,9 818,1 931,7 953,7 1003,5 1150,1 1200,2 1256,3 1349,8 D 0-6e jour (%) 24,4 27,3 10,8 23,8 20,0 9,5 20,3 16,3 5,7 D 0-6 jour attribuable aux algues (%) 13,6 16,5 14,3 10,5 14,6 10,6 Période d'échantillonnage
153
3.2. Phosphate
Les résultats des deux appareils font état d’une diminution des quantités de P-PO4 (mg) pour
tous les traitements ainsi que tous les témoins. En déduisant les résultats des témoins, la diminution de P-PO4 (mg) attribuables aux algues se situe entre 4,7 et 24,2 % selon le
spectrophotomètre (Tableau 12) et entre 0,5 et 11,6 % selon le chromatographe (Tableau 13).
3.3. Différence de lecture entre les deux appareils
Sur l’ensemble des lectures, le chromatographe assigne des valeurs de N-NO3 et de P-PO4
(mg) plus élevées que le spectrophotomètre. Cette tendance s’observe pour l’ensemble des échantillons de tous les traitements. En prenant comme exemple les échantillons d’eau tirés du témoin 1 000 :100 mg à 9°C, les différences entre les valeurs de N-NO3 assignées par les
deux appareils sont de 59, 129, 206 et 140 mg N-NO3 (mg) pour les quatre dates
d’échantillonnage respectivement (Figure 18). Les différences de P-PO4 entre les deux
appareils sont de 62, 58, 57 et 41 mg pour les quatre dates d’échantillonnage respectivement (Figure 19).
154
Tableau 12. Moyenne et écart-type de la disponibilité en P-PO4 (mg), évalué sur une période de six jours, pour 225 g de P. palmata
dans 25 L et des quantités initiales N-NO3:P-PO4 de 1 000 :100 mg, 1 250 :150 mg, et 1 500 :200 mg à 9 et 13 °C –
Bloc 1. Données du spectrophotomètre.
Traitement 9°C Traitement 13°C Témoin 9°C Traitement 9°C Traitement 13°C Témoin 13°C Traitement 9°C Traitement 13°C Témoin 13°C Jour 0 108,6 ± 1,0 118,3 ± 1,3 112,0 ± 1,4 160,1 ± 2,4 159,0 ± 2,7 157,2 ± 2,4 211,0 ± 1,8 209,5 ± 3,1 210,4 ± 1,6 Jour 2 96,1 ± 2,7 100,4 ± 2,2 104,9 ± 3,1 141,7 ± 24,8 139,2 ± 2,2 154,5 ± 1,7 186,3 ± 24,1 191,2 ± 2,2 204,8 ± 1,8 Jour 4 91,2 ± 1,8 89,8 ± 1,9 103,7 ± 0,7 139,2 ± 5,5 126,8 ± 2,6 150,8 ± 1,4 185,9 ± 1,5 180,6 ± 2,1 201,5 ± 1,3 Jour 6 85,3 ± 1,7 79,1 ± 1,5 102,0 ± 2,0 132,9 ± 1,7 118,9 ± 1,7 148,7 ± 2,5 182,6 ± 3,8 166,7 ± 1,4 191,9 ± 1,8 D 0-6e jour (%) 21,4 33,1 8,9 17,0 25,2 5,4 13,5 20,5 8,8 D 0-6 jour attribuable aux algues (%) 12,5 24,2 11,6 19,8 4,7 11,7 Période d'échantillonnage
155
Tableau 13. Disponibilité en P-PO4 (mg), évaluée sur une période de six jours, pour 225 g de P. palmata dans 25 L et des quantités
initiales N-NO3:P-PO4 de 1 000 :100 mg, 1 250 :150 mg, et 1 500 :200 mg à 9 et 13 °C – Bloc 1. Données du
chromatographe. Traitement 9°C Traitement 13°C Témoin 9°C Traitement 9°C Traitement 13°C Témoin 13°C Traitement 9°C Traitement 13°C Témoin 13°C Jour 0 175,6 183,6 173,9 222,5 223,2 225,9 277,0 272,9 264,0 Jour 2 180,7 161,0 163,0 205,1 197,6 212,7 255,2 245,8 484,2 Jour 4 146,5 151,3 161,2 220,3 188,8 195,7 264,9 223,5 234,1 Jour 6 141,0 129,9 143,3 174,7 167,5 178,4 226,9 204,4 227,3 D 0-6e jour (%) 19,7 29,2 17,6 21,5 25,0 21,0 18,1 25,1 13,9 D 0-6 jour attribuable aux algues (%) 2,1 11,6 0,5 4,0 4,2 11,2 Période d'échantillonnage
Figure 18. Différence des lectures de N-NO3 (mg) entre le spectrophotomètre (moyenne et
écart-type) (▲) et le chromatographe (●) chez le témoin 1 000 :100 mg dans 25 litres à 9°C.
Figure 19. Différence des lectures de P-PO4 (mg) entre le spectrophotomètre (moyenne et
écart-type) (▲) et le chromatographe (●) chez le témoin N-NO3:P-PO4 1000:100
mg dans 25 litres à 9°C. 0 200 400 600 800 1000 1200 1400 1600 0 2 4 6 N -NO 3 (m g) Temps (jour) 0 50 100 150 200 250 300 350 400 0 2 4 6 P -PO 4 (m g ) Temps (jour)
157
3.4. Test témoin
D’après les résultats du test témoin (sans algues) effectué avec le spectrophotomètre, les quantités de N-NO3 (mg) fluctuent selon la date d’échantillonnage (Figure 20). Pour une
quantité initiale de 20 mg N-NO3, les quantités mesurées oscillent entre 14,66 mg et 20,05
mg, sur une période de huit jours et treize périodes d’échantillonnage. Trois périodes d’échantillonnage ont atteint la quantité de N-NO3 (mg) qui était attendue, soit 19,99 mg à
0,5 h, 20,05 mg à 2 h et 19,56 mg à 163,5 h.
Figure 20. Moyenne et écart-type (n=4) des quantités de N-NO3 (mg) mesurées sur une
période de 163,5 heures, à partir d’une quantité initiale connue de 20 mg dans 1 L, dans un ballon témoin de 1 L avec bouchon. Données du spectrophotomètre.
0 5 10 15 20 25 0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 N -NO 3 (m g) Temps (heure)
158
4. Discussion
4.1. Nitrate
Les résultats de N-NO3 sont, au premier abord, encourageants. En effet, la réduction de cet
élément peut atteindre les 28,6 % selon le spectrophotomètre (Tableau 10) ou encore 27,3 % selon le chromatographe (Tableau 11). Par contre, alors que les quantités de N-NO3 chez les
témoins devraient rester stables dans le temps, des diminutions ont été enregistrées. Cela démontre que la diminution d’azote observée chez les traitements ne serait pas due en totalité à la présence des macroalgues.
Les diminutions de nitrate enregistrées chez les témoins pourraient témoigner d’un changement de forme de cette molécule ou encore de son utilisation par des microorganismes. Les formes d’azote pouvant se retrouver en milieux naturels et artificiels sont les mêmes, les principales étant l’ammonium (NH4+), les nitrates et les nitrites (NO2-)
(Kotz et al., 2010). Dans les bacs expérimentaux, l’azote était principalement présent sous forme de nitrates après l’ajout de NaNO3.
En milieu marin, la réduction des nitrates peut s’expliquer par un changement de forme de la molécule à travers le processus de dénitrification. La transformation du nitrate en azote gazeux prend toutefois habituellement place dans un environnement anoxique, c’est-à-dire où la concentration en oxygène dissous est inférieure à 2 ppm (Kotz et al., 2010), il est très peu probable qu’il ait eu lieu en cours d’expérience.
La fermentation du nitrate, un changement de forme du nitrate vers l’ammonium puis l’azote gazeux, peut également avoir lieu dans les environnements pauvres en oxygène avec une forte disponibilité en carbone inorganique, i.e. dans les sédiments (Lipschultz et al., 1981). L’ion ammonium peut également se changer en ammoniac volatil (NH3) lorsque le pH et la
température augmentent (Cai et al., 2013). Corey (2011) mentionne justement une possible perte d’ammoniac volatil lors de ses expériences, mais une source d’ammonium supplémentaire (NH4Cl) avait été ajoutée dans l’eau pour administrer les différents
159
4.2. Phosphate
Les témoins enregistrent également une diminution de leur contenu en P-PO4, bien que celle-
ci soit moins importante que pour les traitements. La disponibilité du phosphore est également influencée par les conditions physico-chimiques du milieu. Un pH et une concentration d’oxygène dissous élevé favorisent la précipitation des phosphates en milieu naturel (Cai et al., 2013). Toutefois, cela ne semble pas avoir été le cas dans la présente expérience puisque le pH pour les traitements se maintenait entre 8,2 et 8,3.
La présence de microalgues dans les bacs expérimentaux pourrait, quant à elle, expliquer tant le déclin des concentrations de nitrates que celui des phosphates. En effet, ces deux nutriments sont essentiels à leur métabolisme énergétique. L’efficacité des microalgues à absorber une grande quantité de nutriments a déjà été envisagée pour nettoyer les eaux usées municipales et les effluents des fermes d’aquaculture (Cai et al., 2013).
Parmi les autres explications possibles, mentionnons la possibilité d’adsorption du phosphate par le plastique. Il est en effet recommandé de ne pas utiliser de contenants en plastique pour entreposer une solution de faible concentration en phosphore (Clesceri et al., 1989). Ce phénomène s’expliquerait par l’attraction entre les charges ioniques positives du plastique et la densité élevée de charges négatives de la molécule. Les bacs utilisés pour l’expérience contenaient du polypropylène de basse densité, un plastique adsorbant davantage les phosphates que les plastiques de type PTFE (Nollet, 2007).
4.3. Recommandations
Évaporation
Dans la poursuite des travaux sur la biofiltration macroalgale, le paramètre évaporation devrait être mieux contrôlé puisque cette perte d’eau empêche la présentation des résultats en termes de concentration (mg L-1). Pour limiter ce phénomène, l’ajout d’une pellicule de plastique par-dessus les bacs a été essayé en courant de l’été 2014, mais le plastique pouvait tomber dans l’eau. L’utilisation d’un couvercle transparent en plexiglas serait donc
160
préférable. Corey et al. (2012; 2013), Kim et Yarish (2014) et Kumar et al. (2010) utilisent plutôt des ballons en verre transparent de 1 litre, permettant l’installation d’un bouchon.
Qualité de l’eau
Pour limiter la présence de microalgues dans l’eau, celle-ci pourrait être filtrée plus finement (0,2 µ absolu disponible à l’ÉPAQ) et traitée plus longtemps aux UV. Le traitement à l’autoclave, comme Kim et Yarish (2014), est écarté, car le volume d’eau à traiter pour la présente expérience est très grand, i.e. 900 - 1 050 litres pour l’ensemble de l’expérience.
Âge des thalles
Comme les jeunes thalles absorbent une plus grande quantité de nutriments pour leur croissance (Harrison et Hurd, 2001), leur utilisation permettrait certainement d’améliorer l’efficacité d’absorption des nutriments lors des prochains essais expérimentaux.
Température de culture
La température est un facteur important à considérer pour améliorer les biofiltres, car chaque espèce possède son éventail de température optimale pour la croissance. En cours d’expérience, la température maximale enregistrée pour un des bacs était de 15°C, alors qu’il