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de bioprocédé
Jianghao Tian
To cite this version:
Jianghao Tian. Etude d’un prétraitement biologique des biomasses lignocellulosiques par une ap- proche microbiologique et de bioprocédé. Autre. Université Rennes 1, 2016. Français. �NNT : 2016REN1S099�. �tel-01492947�
THÈSE / UNIVERSITÉ DE RENNES 1
sous le sceau de l’Université Bretagne Loire
pour le grade de
DOCTEUR DE L’UNIVERSITÉ DE RENNES 1
Mention : Chimie
École doctorale SDLM
Jiang-Hao Tian
Préparée à l’unité de recherche OPAALE
Optimisation des procédés en agriculture, agroalimentaire et environnement
IRSTEA
Étude d’un prétraitement biologique des
biomasses
lignocellulosiques par une approche microbiologique et de
bioprocédé
Thèse rapportée par : Hélène CARRÈRE
Directeur de recherche, INRA Narbonne / rapporteur
Rémy BAYARD
Enseignant-chercheur, INSA Lyon / rapporteur
et soutenue à Rennes le 14 décembre 2016
devant le jury composé de :
Eric GELHAYE
Professeur, Université de Lorraine / examinateur
Julien THUAL
Ingénieur, ADEME / examinateur
Pascal PEU
Ingénieur de recherche, IRSTEA Rennes / co- directeur de thèse
Anne-Marie POURCHER
Directeur de Recherche, IRSTEA Rennes/ directeur de thèse
2 Je remercie en premier lieu les rapporteurs de cette thèse, Hélène Carrère et Rémy Bayard, ainsi que les examinateurs, Eric Gelhaye et Julien Thual, pour avoir accepté de faire partie de mon jury et de lire mes travaux.
Un grand merci à Pascal Peu, qui a tout d’abord accepté de me confier ce sujet des plus intéressants, mais aussi pour le temps qu’il a su m’accorder et tout l’investissement qu’il a mis. Je sais que ça n’a pas dû être facile pour toi d’encadrer quelqu’un ayant peu d’expérience sur le domaine de procédé. Tu m’as toujours encouragé et soutenu au cours de cette thèse exploratoire. Ta disponibilité et tes conseils m’ont bien souvent permis de franchir des obstacles.
Un grand merci également à Anne-Marie Pourcher pour son accompagnement au cours de cette thèse et surtout durant la rédaction des articles et de ce manuscrit. Ta rigueur et ton regard d’expert étaient très importants pour les travaux que nous avons réalisés ensemble, ce qui a été très enrichissant pour moi.
Je tiens à remercier toutes les personnes de mon équipe. Merci à Sophie et Julie pour leur bonne humeur et leur implication dans la vie du laboratoire, merci à Cyril et Romain pour leurs conseils pratiques et les discussions, merci à Flora et Carlos, mes deux stagiaires, pour leurs très bons travaux.
Je tiens aussi à remercier José Martinez, ancien directeur régional du centre de Rennes, Fabrice Béline, ancien directeur d’unité de recherche ainsi que Patrick Dabert, directeur d’équipe, pour m’avoir accueilli au sein de l’équipe.
Je tiens à remercier Théodore Bouchez, Chrystelle Bureau et Elie Desmond de l’Irstea Antony, pour leurs aides scientifiques et techniques.
Un grand merci à tous les collègues pour la bonne ambiance qui règne à Irstea Rennes et qui donne envie d’y rester et pour les conseils qu’ils m’ont apportés, notamment à Anne, Christine, Guillaume, Sylvie, Patricia, ainsi que tous ceux qui ne sont pas nommés. Un grand merci également à tous les doctorants, post-doctorants et CDD pour les pauses, les sessions de basket et les soirées : Benjamin, Henry, Axelle, Anne-Laure, Yang, Nicolas, Vincent.
3 de cette thèse, et de continuer à me supporter malgré mes défauts.
4 Publications scientifiques
Tian, J.-H., Pourcher, A.-M., Bouchez, T., Gelhaye, E., Peu, P. 2014. Occurrence of lignin degradation genotypes and phenotypes among prokaryotes. Applied microbiology and biotechnology, 98(23), 9527-9544.
Tian, J.-H., Pourcher, A.M., Peu, P. 2016. Isolation of bacterial strains able to metabolize lignin and lignin-related compounds. Letters in applied microbiology, 1472-765X.
Tian, J.-H., Pourcher, A.M., Klingelschmitt, F., Le Roux, S., Peu, P. 2016. Class P dye- decolorizing peroxidase gene: Degenerated primers design and phylogenetic analysis. Journal of Microbiological Methods, 130, 148-153.
Tian, J.-H., Poucher, A.-M., Bureau, C., Peu, P. 2017. Cellulose Accessibility and Microbial Community in Solid State Anaerobic Digestion of Rape Straw. Bioresource Technology, 223, 192-201.
J-H. Tian, A-M. Pourcher, C. Bureau, A. Wazeri, P. Peu (2016) Impact of wet aerobic pretreatments on cellulose accessibility and bacterial communities of rape straw. Bioresource Technology.
TIAN JiangHao - PEU Pascal - POURCHER Anne-Marie. 2016. Brevet PN000842.
Composition pour le traitement aérobie de résidus ligno-cellulosiques, procédé associé et leur utilisation pour un prétraitement biologique desdits résidus.
Communications
Tian, J.-H., Pourcher, A.M., Peu, P. 2014. Isolation of bacterial strains able to metabolize lignin and lignin-related compounds. World Congress on Anaerobic Digestion, Vina del Mar, Chile.
Tian, J.-H., Pourcher, A.M., Peu, P. 2016. Innovative pretreatment to increase cellulose accessibility of rape straw within three days: A new lead for valorization of agriculture residues. 1st International Conference on Bioresource Technology for Bioenergy, Bioproducts
& Environmental Sustainability, Sitges, Spain.
5
6
Remerciements ... 2
Liste des publications et communications relatives à cette thèse ... 4
Introduction générale ... 12
Chapitre 1. État de l’art ... 16
1. La digestion anaérobie ou méthanisation ... 18
1.1 Historique et intérêts de la digestion anaérobie ... 18
1.2 Les processus biochimiques de digestion anaérobie ... 19
2. Substrats de méthanisation et technologies de valorisation ... 23
2.1 Substrats mobilisés et mobilisables ... 23
2.2 Les boues de stations d'épuration ... 24
2.3 Les déchets ménagers urbains et indutriels ... 24
2.4 Les déchets agricoles ... 25
3. La biomasse lignocellulosique ... 26
3.1 Cellulose ... 28
3.2 Hémicellulose ... 29
3.3 Lignine ... 30
4. Production de biogaz avec les résidus de culture et son optimisation par prétraitement ... 33
4.1 Résidus de culture : gisement prometteur et défis technologiques ... 33
4.2 Les prétraitements des biomasses lignocellulosiques ... 34
Avant-propos ... 42
Occurrence of lignin-degradation genotypes and phenotypes among prokaryotes ... 43
1. Introduction ... 44
2. Screening for lignin-degrading microorganisms ... 47
2.1 Culture-dependent screening ... 47
2.1.1 Natural lignin ... 47
2.1.2 14C-labeled biomass ... 49
2.1.3 Small lignin-derived molecules ... 50
2.1.4 Aromatic dyes ... 51
2.2 Culture-independent screening ... 53
7
2.2.2 Bioinformatics ... 55
3. Ligninolytic prokaryotes ... 56
3.1 Cultivated prokaryotes exhibiting lignin-degrading potential ... 56
3.1.1 Proteobacteria ... 56
3.1.2 Actinobacteria ... 59
3.1.3 Firmicutes ... 61
3.1.4 Archaea ... 62
3.1.5 Other phyla ... 63
3.2 Phylogenetic analysis of prokaryotes exhibiting lignin-degrading potential ... 63
4. Discussion and future outlook ... 67
Chapitre 2. Isolement de bactéries ligninolytiques à partir de matrices environnementales par des techniques culturales ... 74
Avant-propos ... 75
Significance and impact of the study... 76
Abstract ... 76
1. Introduction ... 77
2. Materials and methods ... 78
2.1 Isolation of bacterial strains... 78
2.2 Preparation of lignin with no water-extractable compounds ... 78
2.3 Enrichment culture and screening ... 79
2.4 Degradation of lignin with no water-extractable compounds by isolated strains ... 79
2.5 Dye decolorization ... 79
2.6 Growth on dyes and aromatic compounds ... 80
2.7 Strain identification ... 80
2.8 Analytical methods ... 81
3. Results and Discussion ... 81
3.1 Enrichment culture on kraft lignin and identification of isolates ... 81
3.2 Degradation of the lignin polymer by isolated strains ... 83
3.3 Dye decolorization assays in rich media ... 83
3.4 Growth on dyes and aromatic compounds in minimum media ... 85
8 Chapitre 3. Détection et quantification des gènes de peroxydases bactériennes impliquées dans la
dégradation de la lignine dans des milieux complexes... 92
Avant-propos ... 93
Abstract ... 94
1. Introduction ... 94
2. Materials and methods ... 96
2.1 Primer development... 96
2.2 Origin of samples ... 97
2.3 DNA preparation and primer testing ... 98
2.4 Phylogenetic analysis of DyP gene database ... 99
2.5 Quantitative PCR of genes of P class DyP,16S rRNA and 18S rRNA gene in complex matrices ... 99
2.6 Sequence availability ... 100
3. Results and discussion ... 100
3.1 Primer testing ... 100
3.2 Presence of P class DyP genes in environmental matrices and products from biological treatment processes ... 101
3.3 Phylogenetic analysis of the DyP gene database ... 103
References ... 106
Chapitre 4. Caractérisation de l’accessibilité à la cellulose et des communautés microbiennes de la paille de colza au cours de la digestion anaérobie par voie sèche ... 108
Avant-propos ... 109
Abstract ... 110
1. Introduction ... 111
2. Methods ... 113
2.1 Raw materials ... 113
2.2 Inoculum and leachates ... 114
2.3 Analytical method ... 114
2.4 Measurement of biochemical methane potential (BMP) ... 114
2.5 Solid-state anaerobic digestion of rape straw ... 115
9
2.7 Analysis of the microbial community ... 117
3. Results and discussion ... 118
3.1 Characterization of feedstock ... 118
3.2 Anaerobic biodegradability in relation to CAC ... 119
3.3 Solid state anaerobic digestion of rape straw ... 120
3.3 Lignocellulose degradation and degradability ... 122
3.4 Changes in the microbial community ... 124
4. Conclusion ... 128
References ... 129
Chapitre 5. Étude d’un prétraitement biologique de la paille de colza par une approche microbiologique... 132
Avant-propos ... 133
Abstract ... 134
1. Introduction ... 135
2. Materials and methods ... 137
2.1 Experimental setup ... 137
2.2 Raw material and chemicals ... 138
2.3 Design of the leach bed reactor (LBR) ... 139
2.4 Pretreatment experiments with ligninolytic bacterial strains ... 139
2.5 Pretreatment experiments with sterile solutions ... 140
2.6 Cellulose accessibility to cellulase assay... 140
2.7 Analytical method ... 141
2.8 Analysis of the microbial community ... 141
3. Results and discussion ... 142
3.1 Physicochemical characterization of feedstock ... 142
3.2 Hemicellulose, cellulose and lignin degradation during pretreatments ... 142
3.3 Analysis of change in cellulose accessibility to cellulase (CAC)... 144
3.4 Analysis of microbial population and community ... 145
4. Conclusion ... 149
References ... 151
10 Références ... 161 Annexes ... 176
11
12 Face aux objectifs de développement de la méthanisation agricole, de nombreuses questions restent posées sur la fourniture des substrats pour pérenniser la filière encore en développement. Afin d’assurer un essor continu de cette dernière, il convient de trouver de nouveaux gisements de substrats sans pour autant concurrencer les productions agricoles destinées à l’alimentation.
Les résidus de cultures (pailles de céréales, pailles de colza, pailles de maïs grains) constituent un gisement prometteur en raison des quantités mobilisables, de leur potentiel énergétique, ainsi que de leur proximité et de leur disponibilité sur l’exploitation agricole.
Néanmoins, l’utilisation actuelle de ces substrats potentiels reste limitée du fait de leur lente biodégradation en condition anaérobie. En effet, la présence de lignine gêne l’accessibilité aux holocelluloses (cellulose + hémicelluloses). L’utilisation de prétraitements, avant la méthanisation, permet de rendre accessible l’holocelluloses et conduit ainsi à optimiser la bioconversion de ces biomasses riches en lignocellulose. Les facteurs limitant cette conversion en méthane sont la quantité de lignine présente, la taille des fragments, le degré de polymérisation de la cellulose, l’hydratation, la surface disponible de cellulose, ainsi que la taille des pores permettant de laisser passer les enzymes qui dégradent la matière protégée par la lignine (biodisponibilité). Les prétraitements agissent en altérant la structure de la biomasse, permettant ainsi aux enzymes d’accéder à la cellulose pour convertir les polymères carbohydratés en sucres fermentescibles.
Selon la littérature, les prétraitements peuvent être de différentes natures. Ils peuvent être physiques, chimiques ou biologiques (Mosier et al., 2005). Les procédés physiques consistent (i) en un broyage/découpage de la biomasse qui augmente la surface et l’accessibilité de la matière dégradable par les enzymes, et (ii) en un traitement thermique qui dépolymérise la lignine, la cellulose cristalline et l’hémicellulose (Delgènes et al., 2003). Les procédés chimiques sont des traitements oxydatifs, acides ou alcalins réalisés directement sur le substrat qui entraînent la solubilisation des sucres ou de la lignine, respectivement (Liu &
Wyman, 2003). Les inconvénients souvent rencontrés avec ces prétraitements sont la
13 prétraitements basés sur l’utilisation d’enzymes présentent des avantages car ils permettent de cibler les compartiments biochimiques à hydrolyser. Il est ainsi possible d’utiliser un cocktail d’enzymes afin d’améliorer le rendement de biodégradation (Sun & Cheng, 2002). Les inconvénients de ces prétraitements sont le coût élevé et le contrôle délicat des conditions de réaction.
Les prétraitements biologiques s’appuient sur la capacité des microorganismes à dégrader les composés lignocellulosiques. Il est connu que les ruminants et les termites possèdent un réseau trophique composé de bactéries, de champignons et de protozoaires, capable de dégrader la lignocellulose et de produire du biogaz (Bayané & Guiot, 2011). Grâce à la production d’enzymes oxydatives extracellulaires permettant la dégradation de la lignine, les champignons basidiomycètes tels que Trametes sp., Phanerochaetea sp. et Pleurotus sp.
représentent un intérêt pour le prétraitement de la lignocellulose. Des travaux récents ont également mis en évidence chez des bactéries, des systèmes enzymatiques semblables à ceux décrits chez les champignons (Ausec et al., 2011; Taylor et al., 2012). Il existe très peu d’études sur le prétraitement bactérien malgré les avantages de l’emploi des bactéries dont le taux de croissance et la résilience sont plus élevés que ceux des champignons. Dans le contexte de la mobilisation et de la valorisation à moindre coût énergétique des résidus de culture comme co-substrat de la méthanisation, il est intéressant d’estimer si les prétraitements bactériens peuvent être utilisés pour diminuer la récalcitrante de la biomasse lignocellulosique.
Le travail de thèse avait pour objectifs de caractériser des populations bactériennes susceptibles de dégrader la lignine des résidus de culture et de comprendre le mode d’action de ces bactéries en étudiant la digestibilité d’un substrat lignocellulosique. L’originalité du projet réside dans la recherche de bactéries ligninolytiques en utilisant des approches combinant à la fois de l’isolement de souches, des techniques de biologie moléculaire et de la mise en œuvre de ces microorganismes à l’échelle de réacteur de laboratoire, dans le cadre de prétraitements biologiques de résidus de culture en amont de la digestion anaérobie.
14 chapitre est constitué d’une synthèse bibliographique. Il permet de situer le contexte de l’étude et de justifier les axes de recherche de la thèse. Il décrit les filières actuelles de méthanisation ainsi que les substrats lignocellulosiques et leurs prétraitements. Il se termine par une synthèse des connaissances sur les bactéries ligninolytiques et sur leurs activités enzymatiques.
Le chapitre 2 présente les caractéristiques génétiques de bactéries possédant des propriétés ligninolytiques, isolées de sols et d’un sédiment. Il se focalise sur leur capacité à dégrader les composés aromatiques.
Le chapitre 3 est consacré au développement d’amorces spécifiques permettant de quantifier par PCR quantitative l’un des systèmes génétiques codant des enzymes caractéristiques des bactéries ligninolytiques, les Dye-decolorizing peroxidases (DyP).
Le chapitre 4 aborde l’évaluation de la digestibilité de la paille de colza en digestion anaérobie par voie sèche. La paille de colza a été retenue dans la mesure où elle représente l’un des résidus de culture les plus produits et les moins valorisés de la filière agricole. Ce chapitre discute les impacts du broyage mécanique sur la digestibilité de paille de colza et introduit l’utilisation d’un test biochimique permettant la quantification de l’accessibilité à la cellulose des substrats lignocellulosiques.
Le chapitre 5 compare l’efficacité de différents prétraitements biologiques à réduire la récalcitrante de la paille de colza en condition aérobie à l’échelle de pilotes.
Le manuscrit se termine par des conclusions générales et des perspectives du travail de thèse. L’intégration des données obtenues au cours de la thèse permet de capitaliser des connaissances sur la biodégradation des biomasses lignocellulosiques et d’appréhender les marges de progression possibles.
15
16
Chapitre 1. État de l’art
17
18
1. La digestion anaérobie ou méthanisation 1.1 Historique et intérêts de la digestion anaérobie
La digestion anaérobie (aussi appelée méthanisation) est une succession de processus biologiques naturels dans lesquels des microorganismes décomposent des matières organiques biodégradables en absence d’oxygène. Dans ces conditions, la matière organique est minéralisée sous forme de gaz (biogaz) composé de méthane et de gaz carbonique. Le biogaz produit par le processus de méthanisation, qui apparaît spontanément dans des écosystèmes naturels, a été utilisé par l’homme depuis plusieurs siècles. Des écrits historiques ont mis en évidence l’utilisation du biogaz pour chauffer l’eau du bain en Assyrie au 10ème siècle avant JC et en Perse au 16ème siècle (Lusk & Wiselogel, 1998). Le premier article scientifique mentionnant la méthanisation a été écrit au 17ème siècle par J.B. Van Helmont qui a mis en évidence la production de gaz inflammable par des matières organiques en décomposition (Onder, 2009). Un siècle plus tard, C.A. Volta a décrit la première expérience scientifique consacrée à la production de gaz inflammable par les sédiments d’un lac (Reeburgh, 2003).
En 1808, l’existence du méthane dans le gaz produit par la digestion anaérobie de fumier de bovin a été démontrée par H. Davy (Lusk & Wiselogel, 1998).
La première installation de méthanisation mettant œuvre ce processus à l’échelle industrielle a été construite à Exeter (Angleterre) en 1895 (Svore, 1959). En France, les premiers digesteurs anaérobies sont apparus à la fin des années 1930. (ADEME, 2015). Les crises pétrolières des années 1970 et 1980 ont contribué au développement de la filière de méthanisation mais celle-ci est restée en second plan pendant plusieurs décennies. Depuis une dizaine d’années, en raison de l’essor des énergies renouvelables et à la prise en compte du développement durable, il existe un regain d’intérêt pour la méthanisation, notamment dans le secteur agricole. Ainsi, le "Plan Énergie Méthanisation Autonomie Azote" (EMAA), lancé en 2013 par le ministère du Développement durable et le ministère de l’Agriculture, a pour objectif de développer en France, à l’horizon 2020, 1000 méthaniseurs à la ferme, contre 90 en fin 2012.
La méthanisation présente de multiples intérêts. Elle permet d’obtenir du biogaz, source d’énergie, à partir de l’élimination des déchets biodégradables, de diminuer la quantité
19 de gaz carbonique émise dans l’atmosphère et de réduire les consommations d’énergies fossiles. Par ailleurs, elle produit des digestats, valorisables en agriculture. Actuellement, la digestion anaérobie joue un rôle majeur dans le traitement des déchets à forte concentration en matières organiques biodégradables telles que les effluents d’industries agro-alimentaires (IAA), les boues de stations d’épurations (STEP) et les déchets agricoles. Outre la production de biogaz, l’implantation des sites de méthanisation à proximité de ces déchets représente un atout économique. De plus, pour les installations à la ferme, la production de digestats destinés à l’épandage sur les sols agricoles, permet de préserver leur fertilité et de les protéger contre le compactage, souvent associé à l’utilisation d’engrais chimiques (Möller & Müller, 2012).
1.2 Les processus biochimiques de digestion anaérobie
La digestion anaérobie fait intervenir des microorganismes qui forment un réseau trophique. L’ensemble des métabolismes des microorganismes impliqués dans la méthanisation conduit à la minéralisation de la matière organique en méthane, gaz carbonique et en d’autres molécules simples comprenant l’hydrogène, le sulfure d’hydrogène et l’ammoniac. Cette minéralisation est le résultat d’une transformation collective de la matière organique par les systèmes enzymatiques extracellulaires et intracellulaires des bactéries et des archées.
Bien que la digestion anaérobie soit caractérisée par sa capacité à traiter des déchets à forte charge organique, elle présente un faible rendement de croissance des microorganismes qui correspondent à 5-10% de la matière organique convertie en masse. Le faible taux de croissance des microorganismes présents dans les digesteurs conduit à des vitesses de conversion de la matière organique relativement lentes. Le processus de méthanisation dépend du microbiote. La biomasse responsable de la méthanisation est donc conservée par des technologies de recyclage ou de fixation. La mise en œuvre de la digestion anaérobie consiste à créer un environnement permettant d’optimiser la production de de méthane. À titre d’exemple, le potentiel redox qui définit les conditions anaérobies est un facteur crucial. Il doit se situer en dessous de -200 mV afin que la digestion anaérobie puisse avoir lieu. La température et le pH sont aussi importants. Certains éléments minéraux, comme le fer, le
20 nickel et le cobalt sont nécessaires en très faible quantité pour une activité enzymatique optimale (Moletta, 2008). La connaissance du processus de digestion anaérobie est essentielle pour optimiser la production de méthane.
Les études fondamentales sur la digestion anaérobie, initiées dans les années 1930, ont permis de construire une base de connaissances utile mais loin d’être complète (Lusk &
Wiselogel, 1998). Les premiers travaux de recherche sont focalisés sur l’isolement de microorganismes par culture et sur l’étude de leurs voies métaboliques par des méthodes biochimiques, en utilisant des substrats marqués par isotopes et en isolant de nouvelles enzymes impliquées dans le processus de méthanisation. En 1933, Stephenson et Stickland ont découvert un microorganisme capable de produire du méthane en oxydant H2 et en réduisant plusieurs molécules organiques constituées d’un seul carbone (Ferry, 2012).
Clostridium aceticum, capable de produire l’acétate à partir de H2 et CO2, découverte en 1933, est la première bactérie acétogène décrite (Wieringa, 1936). En 1936, une souche de Methanobacillus omelianskii a été cultivée avec succès et devient le premier microorganisme méthanogène isolé et identifié (Barker, 1940). Actuellement, l’état des connaissances sur le processus de la digestion anaérobie repose sur quatre étapes (Figure 1) : i) la dépolymérisation des macromolécules, ii) l’acidogénèse, iii) l’acétogénèse, iv) la méthanogénèse.
Figure 1. Processus de la méthanisation d’après Moletta (2008)
21 1.2.1 La dépolymérisation des macromolécules
La dépolymérisation des macromolécules est la première étape de conversion de la matière organique. Elle consiste en une hydrolyse de polymères (polysaccharides, protéines, lipides etc.) par des hydrolases extracellulaires qui libèrent ainsi les monomères. Elle est également réalisée par des mécanismes non-hydrolytiques et notamment grâce à des enzymes du type lyase qui sont capables de briser diverses liaisons chimiques par d’autres mécanismes d’action. Les produits résultant de cette première étape dépendent des substrats initiaux. La dépolymérisation des polysaccharides tels que la cellulose et l’hémicellulose conduisent à la libération d’oligosaccharides et de sucres simples. Certains polymères de la matière organique, à l’exemple de la lignine, sont plus réfractaires à cette première étape (Chynoweth et al., 1998).
1.2.2 L’acidogénèse
L’acidogénèse correspond à l’oxydation intracellulaire des produits issus de l’étape de dépolymérisation et ainsi leur transformation en alcool, en acides gras volatils et en acides organiques. Les monosaccharides sont utilisés directement par les microorganismes et forment du fructose-6-P (Prescott et al., 2002). Ce dernier est consommé par la glycolyse qui produit du pyruvate et de l’énergie sous forme d’ATP et de pouvoir réducteur, NADH2. En absence d’oxygène, le pyruvate est utilisé par les bactéries fermentaires qui produisent des acides organiques incluant les acides gras volatils (AGV). Cette voie métabolique conduit à la production de H2, de CO2 et d’AGV.
1.2.3 L’acétogénèse
L’acétogénèse constitue l’ensemble des réactions biologiques qui conduisent à la production d’acétate. Cette étape est réalisée par deux groupes microbiens capables de consommer le CO2 et l’hydrogène (bactéries homoacétogènes) ou les AGV (bactéries acétogènes productrices obligées d’hydrogène). Les bactéries homoacétogènes, autotrophes ou mixotrophes, réduisent le CO2 par une voie particulière : la voie de Wood ou de l’acétyl CoA (Hattori, 2008). Ce métabolisme a notamment été mis en évidence chez l’espèce Clostridium thermoaceticum et les genres Acetobacterium et Sporomusa. Les bactéries productrices obligées d’hydrogène convertissent les acides gras volatils en acétate, CO2 et H2
22 (Drake, 1994). Les réactions biochimiques impliquées sont thermodynamiquement impossibles dans les conditions standards (variation d’enthalpie libre positive). Par contre elles peuvent avoir lieu si la concentration en H2 (l’un des produits de la réaction) dans le milieu est faible (<10-4 atm.). Pour cela une syntrophie avec d’autres microorganismes, notamment les méthanogènes hydrogénotrophes ou les bactéries sulfato-réductrices est nécessaire (Hattori, 2008). La consommation de l’hydrogène par ces dernières permet de maintenir la concentration dans le milieu suffisamment faible pour que la réaction soit thermodynamiquement possible.
1.2.4 La méthanogénèse
Au cours de cette étape terminale de la minéralisation, les molécules produites lors des étapes précédentes sont converties en méthane (Ferry, 2012). La transformation est réalisée par deux voies métaboliques principales, soit à partir de l’acétate, soit à partir du couple CO2/H2. La première voie est appelée méthanogénèse acétotrophe, la seconde méthanogénèse hydrogénotrophe. D’autres voies métaboliques plus marginales existent. Elles impliquent l’utilisation du formate, du méthanol, des méthylamines et des méthylmercaptans (Garcia et al., 2000). Les microorganismes méthanogènes acétotrophes convertissent l’acétate en CO2 et en méthane. La décarboxylation de l’acétate fait intervenir deux réactions couplées dont le bilan d’enthalpie libre rend thermodynamiquement possible la production de méthane. Les méthanogènes hydrogénotrophes réduisent le CO2 avec H2 pour former du méthane et de l’eau.
Les réactions biologiques conduisant à la production de méthane sont réalisées par des Archaea méthanogènes. Ces microorganismes appartiennent à 5 ordres : les Méthanopyrales, les Méthanosarcinales, les Méthanococcales, les Méthanobactériales et les Méthanomicrobiales. Une vingtaine de genres et plus de 150 espèces sont décrites (Moletta, 2008).
L’évolution des technologies en génétique et en imagerie cellulaire offre la possibilité de nouvelles découvertes sur la microbiologie de la digestion anaérobie. Ainsi, en utilisant les techniques de métagénomiques, il est possible de prédire le rôle des microorganismes dans le processus de méthanisation en reconstruisant leurs génomes in silico avec les données du séquençage (Vanwonterghem et al., 2016). La technique de fluorescence in situ hybridation
23 (FISH) a permis de décrire le transfert direct d’électron d’une bactérie acétogène (Geobacter) à une archée méthanogène (Methanosaeta) à travers les pili conducteurs (Rotaru et al., 2014).
Cette étude a permis le développement d’un réacteur nommé « electric-anaerobic digester », qui a été conçu pour augmenter la production de méthane par l’implantation d’électrodes favorisant ce transfert d’électrons (Zhao et al., 2015). Malgré ces avancées scientifiques et technologiques, les connaissances actuelles ne permettent pas encore de décrire en détail les fonctions de l’ensemble des microorganismes impliqués dans le processus de méthanisation.
Le procédé est encore utilisé de façon empirique. De nouveaux investissements sont encore nécessaires pour arriver à mieux comprendre ce processus en déterminant les réactions clés et en identifiant les principaux acteurs.
2. Substrats de méthanisation
La méthanisation est un procédé efficace de traitement d’une grande variété de déchets organiques ce qui explique son essor depuis les années 2000. En Allemagne, le plus grand producteur de biogaz de l’Europe, le nombre d’installations de biogaz a augmenté de 2121 à 9145 entre 2000 et 2013. Au cours de cette période, l’énergie issue du biogaz est passée de 6100 GWh à 70622 GWh, soit une augmentation de 1200% (Bastide et al., 2014). La méthanisation représente donc non seulement un procédé de traitement des déchets, mais aussi une filière énergétique. Il est donc important de se préoccuper des substrats permettant de pérenniser cette filière.
De nombreuses ressources peuvent être utilisées comme substrats de méthanisation grâce au développement de technologies permettant d’améliorer leur pouvoir méthanogène.
Dans le paragraphe suivant, les gisements mobilisés et mobilisables ainsi que les technologies actuelles de traitement sont discutés en soulignant les intérêts des déchets agricoles et les approches technologiques de leur valorisation.
2.1 Substrats mobilisés et mobilisables
Trois catégories de ressources peuvent être distinguées selon leur teneur en matière organique mesurée par la demande chimique en oxygène (DCO), avec par ordre croissant, i)
24 les boues, ii) les déchets solides ménagers urbains et industriels et iii) les déchets agricoles.
Une estimation de gisement annuel mobilisé et mobilisable à l’état actuel en méthanisation est présentée dans le Tableau 1.
Tableau 1. Substrats de méthanisation annuel mobilisés et mobilisable en France d’après ADEME (2013).
Gisement
mobilisé (Mt) Gisement
mobilisable (Mt) Énergie produite
(MWh) Potentiel
énergétique (MWh)
Boues de STEP 5,3 16,4 0,6 1,9
Déchets ménagers 2,2 38,9 2,5 31,7
Déjections
d’élevages 95,5 174,0 22,0 38,5
Résidus de cultures 27,0 100,0 29,3 130,1
2.2 Les boues de stations d'épuration
Les boues de stations d’épuration urbaines (STEP) sont bien adaptées au processus de méthanisation en raison de leur teneur en matières biodégradables élevées (généralement > 50%
de matière sèche). La quantité totale de boues valorisées par la digestion anaérobie est estimée à 5 millions de tonne (Mt) en matière brute, correspondant à une valeur énergétique d’environ 0,6 MWh (ADEME, 2013). Le gisement mobilisable de boues est estimé à 16,4 Mt/an, correspondant à un potentiel énergétique d’environ 1,9 MWh.
2.3Les déchets ménagers urbains et industriels
Les déchets ménagers solides sont très hétérogènes. Ils peuvent être d’origine industrielle (déchets d’IAA ou d’agro-industries) ou urbaine (ordures ménagères, déchets de restaurants et de supermarchés). Les plastiques, les métaux et les verres qui constituent de l’ordre de 33% des ordures ménagères ne sont pas méthanisables. Les 67% restants se répartissent de façon équivalente en papiers/cartons et en déchets fermentescibles. En 2013, 37,7 Mt de déchets ménagers ont été produites en France, correspondant à 536 kg par habitant (Ademe, 2016). Environ 2,2 Mt de déchets ménagers sont valorisées par la méthanisation chaque année, contribuant à une valeur énergétique de 2,5 MWh.
25 2.4 Les déchets agricoles
En France, l’agriculture est le premier secteur économique producteur de déchets organiques (ADEME, 2013). Les deux catégories majeures de déchets agricoles sont les déjections d’élevages (fumiers et lisiers) et les résidus de culture. Environ 280 Mt de déjections d’élevages sont produites chaque année dont 95 Mt mobilisées par la méthanisation, fournissant 22 MWh d’énergie. Les résidus agricoles sont des déchets d’origine végétale présents dans les champs après la récolte. Ce sont donc surtout des pailles séchées. A l’heure actuelle, la quantité de résidus de cultures valorisés en méthanisation a été estimée à 27 Mt dont la majorité est attribuée aux cultures énergétiques. Ce substrat mobilisé contribue à une valeur énergétique de 29 MWh. Alors que les déjections d’animaux d’élevages et les résidus de cultures sont les premiers contributeurs de la production de bio-méthane en France, ils ne représentent qu’une petite partie des substrats mobilisables.
Les résidus de cultures sont très abondants. A l’échelle mondiale, ils représentent environ 3600 Mt selon la Food and Agriculture Organization (FAO) (FAOSTAT., 2006).
Pourtant, faute de moyen de valorisation, cette biomasse reste considérée comme un déchet (Kumar et al., 2008). Les résidus de cultures (pailles de céréales, pailles de colza, pailles de maïs) constituent un gisement prometteur en raison de leur potentiel énergétique. A titre d’exemple, le potentiel biométhanogène (BMP) de la paille de blé peut être compris entre 200 et 250 Nm3CH4/t de produit brut (Figure 2) (Moletta, 2008; Möller & Müller, 2012). En plus de cette valeur énergétique, la méthanisation des résidus agricoles permet un retour au sol de matières organiques qui sont important pour la préservation de la fertilité du sol.
26 Figure 2. Potentiel biométhanogène des résidus de culture (Ademe, 2009).
De plus, les résidus de culture représentent d’importantes quantités mobilisables au niveau des exploitations agricoles. Il est estimé que 24 Mt de pailles de blé, 14 Mt de pailles de maïs et 11 Mt de pailles de colza sont produites annuellement en France. Pourtant une grande partie de ces résidus est laissée aux champs. Enfin, il convient de souligner que la proximité et la disponibilité de ces substrats sur l’exploitation agricole évitent aux agriculteurs de dépendre d’un fournisseur. Les résidus de culture sont constitués de biomasse végétale morte. Celle-ci est composée de lignine, d’hémicelluloses et de cellulose, d’où l’appellation
« biomasse lignocellulosique ».
3. La biomasse lignocellulosique
La biomasse lignocellulosique est le composant principal de la paroi cellulaire des plantes. La lignocellulose est constituée de trois polymères majeurs, la cellulose, l’hémicellulose et la lignine qui sont complémentées par plusieurs composants mineurs comme la pectine et des substances extractibles par détergent neutre lors du fractionnement van Soest. Les teneurs de ces composants varient en fonction de la plante (Tableau 2).
27 Tableau 2. Trois exemples de compositions de la biomasse lignocellulosique (en pourcentage de MS) (Teghammar, 2013).
Bois tendre (épicéa) Bois de feuillu (hêtre) Herbe (panic érigé)
Cellulose 44,7% 45,6% 32,2%
Hémicellulose 22,9% 25,9% 24,4%
Lignine 30,6% 23,8% 23,2%
Autres 1,8% 4,7% 20,2%
La lignine est présente en plus grande proportion dans les bois de feuillus que dans les bois tendres et les herbes (Li, 2011). Ces différences de composition, particulièrement la teneur en lignine, peuvent influencer leur biodégradation (Teghammar, 2013). La Figure 3 présente l’organisation générale de la paroi cellulaire végétale composée de macrofibrilles.
Ces dernières sont constituées par une couche extérieure contenant la lignine et de l’hémicellulose et un faisceaux de fibres cellulosiques cristallines.
Figure 3. Présentation schématique de la biomasse lignocellulosique organisée au sein de la paroi cellulaire végétale (Rubin, 2008).
28 À l’échelle moléculaire, les fibres cellulosiques présentes dans les macrofibrilles sont reliées entre-elles par les fibres hémicellulosiques et les fibres de pectine (Figure 4). La lignine est répartie parmi ces fibres, jouant un rôle de rigidification et de protection.
Figure 4. Schéma de la structure de la paroi cellulaire des plantes (Smith, 2001).
3.1 Cellulose
La cellulose est composée de molécules de D-glucose liés par des liaisons β-(14).
Une fibre cellulosique n’a pas de branche mais peut contenir plus de 10 000 molécules de D- glucose. Au sein de la paroi cellulaire, les fibres cellulosiques adjacentes s’aggrègent et forment des microfibrilles grâce aux liaisons hydrogène intermoléculaires (Figure 5). Chaque microfibrille peut contenir 30 à 36 fibres cellulosiques. Ces microfibrilles sont organisées en couches. Les microfibrilles d’une même couche sont parallèles mais perpenticulaires à celles des couches adjacentes (Figure 5). Il existe deux types de fibres cellulosiques. Elles peuvent s’organiser pour former de la cellulose crystalline à l’exemple de la structure présentée sur la Figure 5, ou se mélanger de façon arbitraire pour former de la cellulose amorphe, à l’exemple du coton.
29 Figure 5. Structure chimique de la cellulose avec les liaisons hydrogènes intercellulaires (A) et photo SEM (scanning electron micrograph) présentant l’organisation des microfibrilles en couche (B) (Science Photo Library).
La dégradation biologique de la cellulose est réalisée par des cellulases appartenant à trois familles qui attaquent les liaisons β-(14) à des endroits spécifiques dees fibres cellulosiques. Les endoglucanases interrompent la structure cristalline de microfibrilles et coupent les fibres entières en chaînes plus courtes. Les exoglucanases enlèvent les oligosaccarides de deux à quatre résidus à l’extrémité des fibres libres. Enfin, les β- glucosidases hydrolysent le cellobiose en glucose. Les cellulases sont produites principalement par les champignons, les bactéries et les protozoaires. Au sein de ces différents organismes, chaque espèce peut posséder des cellulases caractéristiques (Zhang & Lynd, 2004).
3.2 Hémicelluloses
Comparée à la cellulose, l’hémicellulose est constituée de polysaccharides plus courts et ramifiés. Elle est constituée de xylane, glucuronoxylane, glucomannane, xyloglucane et de plusieurs autres polysaccharides. Contrairement à la cellulose qui ne contient que des résidus de glucose, l’hémicellulose contient de nombreux D-pentoses : mannose, arabinose, galactose, rhamnose et xylose. La chaîne principale de polymères est en général constituée de xylane, polymère de xylose. Le xylane est composé de xylopyranosides liés par la liaision β-(14).
Les chaînes latérales de l’hémicellulose sont composées de xylose et de résidus mineurs à l’exemple des résidus phénoliques comme l’acide férulique et l’acide p-coumarique (Barakat
A B
30 et al., 2014b). La cellulose peut former une structure cristalline grâce aux liaisons hydrogène entre les fibres adjacentes, ce qui n’est pas possible pour l’hémicellulose qui possède des chaînes latérales. Ainsi, l’hémicellulose possède une structure amorphe et souple (Puls, 1997).
Elle peut être hydrolysée par une solution d’acide ou de base même si la réaction est lente et incomplète. Des microorganismes ont développé des systèmes d’hémicellulases qui comprennent de nombreuses hydrolases spécifiques aux différentes liaisons retrouvées dans l’hémicellulose (Figure 6). Malgré cette diversité, l’hémicellulose est facilement accessible par les enzymes en raison de sa structure amorphe. Elle ne représente donc pas une étape limitante de la décomposition de la biomasse lignocellulosique.
Figure 6. Schéma simplifié des hydrolases nécessaires à la dégradation du xylane, composant principal de l’hémicellulose (Dodd & Cann, 2009).
3.3 Lignine
La lignine est un hétéropolymère complexe qui n’a pas encore de structure primaire bien définie (Figure 7). Elle est enrichie en cycles aromatiques, notamment en unités phenylpropanoid aryl-C3 liées par les liaisons éther et carbone-carbone (C-C) (Figure 7).
Actuellement, trois monomères de lignine sont identifiés : le guaiacyl (G), le syringyl (S) et le p-hydroxyphényl (H). Le ratio G :S :H de la lignine se diffère pour chaque espèce végétale.
En général, les bois tendres contiennent plus de G, les bois de feuillus contiennent autant de G que de S et la proportion de H est plus élevée dans la lignine des herbes. La structure de la lignine est extrêmement récalcitrante à l’action des enzymes hydrolytiques (Leisola et al., 2012).
31 Figure 7. Schéma de la structure chimique de la lignine (A) et photo SEM de la lignine (B) (Pizzi et al., 2003).
Dans la paroi cellulaire végétale, la lignine lie les polymères cellulosiques et hémi- cellulosiques par les liaisons convalentes et ainsi confère une bonne résistance mécanique à la plante. Une observation microscopique à un niveau nanomètrique a montré que le polymère lignine masque la cellulose et l’hémicellulose les protégeant ainsi des enzymes hydrolytiques (Casler et al., 2002). La lignine est imperméable à l’eau et agit comme un obstacle à l’absorption d’eau par les polysaccharides. Elle assure ainsi le fonctionnement des systèmes vasculaires (Sarkanen & Ludwig, 1971).
Les monomères de lignine sont assemblés par des liaisons très variées (Figure 8). La liaison β-aryl ether est la plus fréquement observée dans lignine. Elle représente 45 à 50% des liaisons dans les bois tendres et 60% dans les bois de feuillus. La liaison biphenyl est aussi courante, repésentant 20 à 25% des liaisons dans les bois tendres et 3 à 9% des liaisons dans les bois de feuillus. D’autres liaisons hétérocycliques sont présentes à des pourcentages plus faibles, comme la liaison phenylcoumarane et spirodienone (Bugg et al., 2011a).
A B
32 Figure 8. Trois monomères principaux du polymère lignine (A) et deux liaisons majeures de la lignine (B) (Bugg et al., 2011a).
La biodégradation de la lignine est beaucoup plus difficile que celle des polysaccharides. Dans la nature, la première attaque du polymère lignine commence par les peroxydases ou les radicaux, qui sont des oxydants de haut-potentiel non-spécifiques. Le terme « ligninolytique » définit la capacité des microorganismes à dégrader ce polymère.
Cette capacité est surtout étudiée chez les champignons, notamment chez les basidiomycetes.
Les propriétés ligninolytiques des microorganismes sont discutées en détail plus tard dans ce chapitre.
Les biomasses lignocellulosiques présentent des gisements importants qui sont mobilisables pour la filière de digestion anaérobie surtout pour le secteur agricole. Parmi ces dernières, les résidus de cultures ont un réel potentiel et représentent un gisement de ressources mobilisables important. Leur utilisation actuelle dans la filière reste marginale. La production annuelle nationale de residus de culture a été évaluée à 35 Mt ce qui correspond à 24 Mt de pailles. De plus, le potentiel méthanogène moyenne de ce type de déchet mesuré par Møller et al., (2004) est proche de 200 LCH4/kgMO. Malgré ce stock important, peu d’installations utilisent ce substrat. Plusieurs raisons peuvent être évoquées :
La valeur marchande de la paille est suffisamment importante pour être vendue (100
€/t de paille de blé mise en balle et 40€/t de paille aux champs).
Les exploitations agricoles qui possèdent un méthaniseur n’en produisent pas suffisamment pour les intégrer dans le plan d’alimentation du digesteur.
Son emploi dans les unités de méthanisation est problématique car elle représente le plus souvent un substrat très sec (>80% matières sèches), lentement biodégradable en
Guaiacyl syringyl p-hydroxyphenyl
unit (G) unit (S) unit (H)
b-aryl ether Biphenyl SW 45-50%, HW 60% SW 20-25% HW 3-9%
A B
33 conditions anaérobies, susceptible de générer des problèmes de fonctionnement tel que le colmatage de pompe ou la réduction de la production de biogaz.
Malgré d’importants stocks mobilisables à l’échelle de l’exploitation agricole, le pouvoir méthanogène de la paille est insuffisant pour qu’elle soit utilisée dans les digesteurs.
Afin de lever ces restrictions d’usage dans la filière, différentes solutions peuvent être envisagées pour améliorer la biodégradabilité des résidus de culture.
4. Production de biogaz avec les résidus de culture et son optimisation par prétraitement
4.1 Résidus de culture : gisement prometteur et défis technologiques
La filière de méthanisation possède un grand potentiel. Une étude menée par l’Insitut für Energetik und Umwelt de Leipzig montre que le potentiel théorique de biogaz en Europe est de 500 milliard m3, ce qui permet de substituer complètement la consommation de gaz naturel importé de Russie (Scholwin, 2006). En Europe, la France occupe la première place pour son potentiel de production de bio-méthane qui s’élevait en 2009 à 5,13 Mt équivalent essence, selon une estimation de l’AEBIOM (European Biomass Association). Une autre étude réalisée par le CNRS a conclu qu’en France, les résidus de culture présentent un potentiel de 1,59 Mt équivalent essence (Whitwham et al., 1999). Pourtant en 2011, la production de biogaz en France n’était que de 349,6 Kt équivalent essence, soit 7% du potentiel estimé, alors que le biogaz produit en Allemagne correspondait à 5067,6 Kt équivalent essence qui est 14,5 fois supérieur à la production française.
Le potentiel bio-méthanogène des cultures est assez proche de celui d’autres substrats classiques tel le fumier de bovin (Zhong et al., 2011). Toutefois, comme l’illustre la Figure 9, il existe des différences entre la cinétique de production de biogaz de la paille de blé et celle du fumier de bovin. En s’appuyant sur l’exemple de la paille de blé, il apparaît que la dégradation des résidus des culture est plus lente et moins complète que celle des fumiers. En
34 revanche, les résidus de culture possèdent une teneur en matière organique élevée (>80% de MS).
Figure 9. Cinétique de production de biogaz de la paille de blé et du fumier de bovin, sous condition classique mésophile de digestion par voie sèche (Degueurce, 2016).
De nombreuses études ont été réalisées afin de comprendre les facteurs limitant la biodégradation de ces biomasses. Il a été montré que la biodégradabilité de la biomasse lignocellulosique est inversement proportionelle à sa teneur en cellulose + lignine (Buffière &
Frédéric, 2008) et que le BMP est inversement proportionel à la crystallinité de la cellulose (Barakat et al., 2014a).
D’autres études récentes ont déterminé que le facteur clé dans la dégradation de la biomasse lignocellulosique est l’accessibilité de l’holocellulose (cellulose + hémicelluose) aux enzymes hydrolytiques au sein de la biomasse (Jeoh et al., 2007; Rollin et al., 2011). En s’appuyant sur ces observations, l’optimisation de la biodégradabilité des résidus de culture peut être atteinte en réalisant une étape de prétraitement préalable à la digestion anaérobie permettant une première dégradation de la biomasse lignocellulosique, dans le but d’augmenter l’accessibilité de l’holocellulose.
4.2 Les prétraitements des biomasses lignocellulosiques
Les prétraitements agissent en altérant la structure de la biomasse, permettant aux enzymes d’accéder à la cellulose pour convertir les polymères carbohydratés en sucres
35 fermentescibles. Ils permettent d’augmenter l’accessibilité des enzymes aux substrats (Figure 10) (Mosier et al., 2005).
Figure 10. Schéma représentant l’objectif du prétraitement des biomasses lignocellulosiques selon Mosier et al. (2005).
Les prétraitements peuvent être de différentes natures et plusieurs peuvent être appliqués, s’ils sont compatibles, sur un même produit. Ils peuvent être physiques ou chimiques. Les procédés physiques consistent (i) en un broyage/découpage de la biomasse qui augmente la surface et l’accessibilité de la matière dégradable par les enzymes, ou (ii) en un traitement thermique qui dépolymérise la lignine, la cellulose crystalline et l’hémicellulose.
Les procédés chimiques sont des traitements oxydatifs, acides ou alcalins appliqués directement sur le substrat. Il existe également des prétraitements biologiques qui reposent essentiellement sur l’action d’enzymes, de bactéries ou de champignons. Des associations peuvent aussi être faites entre les prétraitements physiques et chimiques pour que le rendement en terme de dégradabilité soit optimum, mais une certaine vigilance doit être apportée quant à la production d’inhibiteurs de fermentation générés lors de ces prétraitements (Weil et al., 1998).
4.2.1 Prétraitements physiques
Les prétraitements physiques portent essentiellement sur une action mécanique ou thermique appliquée sur la biomasse.
Les prétraitements mécaniques (broyage ou ultrasons) consistent à découper la biomasse afin d’en augmenter la surface, ce qui conduit à une augmentation du rendement de la production en méthane de 5 à 25% (Delgènes et al., 2003). Ils présentent également
36 l’avantage de limiter la production d’inhibiteurs de la méthanogénèse tels que le furfural, et les phénols. Le broyage est plutôt adapté aux résidus secs (MS>90%), le broyage des biomasses humides nécessitant plus d’énergie (Barakat et al., 2015). L’effet du broyage s’appuie sur l’interruption de la structure macroscopique de la biomasse lignocellulosique.
Pour la digestion anaérobie, cet effet atteint son maximum quand la taille des fragments est réduite à environ 1 mm de diamètre (Dumas et al., 2015). Les ultrasons, qui entraînent une interruption mécanique de la lignocellulose (Pilli et al., 2011), sont notamment utilisés pour la production de bioéthanol et sont appliqués lors de l’étape de saccharification de la biomasse (Zhang et al., 2008). Cependant, les prétraitements requièrent une énergie considérable.
Comme l’ont souligné Fan et al. (2014), au regard de l’augmentation du prix de l’énergie, ce type de prétraitement n’est économiquement pas réalisable.
Les prétraitements thermiques consistent à hydrolyser par la chaleur l’hémicellulose et la cellulose. Les températures comprises entre 150°C et 180°C conduisent à une hydrolyse de l’hémicellulose puis de la cellulose dont la solubilisation est plus lente que celle de l’hémicellulose. L’hydrolyse de l’hémicellulose produit des acides qui catalysent à leur tour l’hydrolyse des oligomères solubles de l’hémicellulose, phénomène appelé « auto-cleave » (Mok & Antal, 1992). Cependant, certains produits de dégradation résultant de l’hydrolyse par l’élévation de température peuvent être des inhibiteurs de la digestion anaérobie, à l’exemple des phénols. De plus, lorsque le prétraitement est réalisé à très haute température et avec un temps d’exposition long (>15 min), les composés phénolés qui sont des inhibiteurs de nombreuses enzymes, précipitent avec les composants solubles de l’hémicellulose (Hendriks
& Zeeman, 2009). Même s’il est possible de retirer les composés phénolés avant d’utiliser les résidus lignocellulosiques prétraités par la chaleur, le procédé peut être long et coûteux (Hendriks & Zeeman, 2009). Il existe d’autres traitements thermiques pour lesquels le substrat est maintenu sous pression avec de la vapeur à une température supérieure à 240°C. Le temps de maintien dépend du taux de matière sèche du substrat ; plus celui-ci est élevé, plus la durée du traitement augmente. A la fin du traitement, la vapeur est enlevée par dépressurisation, ce qui entraîne un refroidissement du substrat. Une autre méthode consiste à remplacer la vapeur par de l’eau chauffée. L’irradiation par micro-ondes, autre type de traitement thermique,