TRICHINELLOSE ET VIRULENCE PARASITAIRE Lundi 5 décembre 2016 Directeur de thèse : COSTE Agnès

UNIVERSITE TOULOUSE III PAUL SABATIER FACULTE DES SCIENCES PHARMACEUTIQUES

ANNEE : 2016 THESE 2016 TOU3 2095

THESE

POUR LE DIPLOME D'ETAT DE DOCTEUR EN PHARMACIE

Présentée et soutenue publiquement par

CALVET Charlotte

TRICHINELLOSE ET VIRULENCE PARASITAIRE

Lundi 5 décembre 2016

Directeur de thèse : COSTE Agnès

JURY

Président : COSTE Agnès 1er assesseur : KARADJIAN Grégory

2ème assesseur : AUTHIER Hélène

- 1 -

- 2 -

- 3 - Remerciements

Aux membres du jury,

A ma directrice de thèse et présidente du jury, Madame A. Coste, je vous remercie d’avoir accepté d’encadrer ma thèse d’exercice et pour vos conseils.

A Monsieur Grégory Karadjian, merci d’avoir accepté de participer à mon jury de thèse. Je ne saurai te remercier assez pour ton encadrement, tes conseils et ton implication lors de mon stage de M2. Merci de m’avoir aidée à trouver ma voie.

A Madame H. Authier, merci d’avoir accepté d’évaluer mon travail.

A l’ANSES et à l’équipe PARALIM,

A Isabelle, Sylvain, les Aurélies, Mohammed, Tamara, Vitomir, Myriam, Dany et tous les autres, merci pour ces 6 mois de stage en votre compagnie, et ces belles rencontres.

Aux autres stagiaires : Maëllys, Nicolas et Véronique, qui ont participé à la bonne ambiance pendant ce stage. Je vous souhaite bonne continuation.

Aux gens formidables que j’ai rencontrés en stage de 5

année, Zoubeir, merci de m’avoir formé, de ta confiance et pour ton soutien.

Au MEDES, Marie-Claude, Marie-Pierre, Pascale, Véronique, Patrick, Audrey, François, et Laurent, à ces 4 mois passés avec vous, merci pour votre aide et vos conseils.

A mes grands-parents et ma famille,

A Guy et Josette, pour tous les moments passés avec vous à Cazères et en Espagne, à jouer aux cartes et à discuter.

A Janine, tu n’es plus là mais je sais que tu aurais été fière d’avoir une pharmacienne dans la famille.

A François, tu nous as quittés trop tôt, je pense à tous les bons moments passés avec toi, ceux à Font-Romeu et tous les autres, lorsque tu m’aidais à réviser le BAC de Français.

J’aurais tant aimé que cela continue.

- 4 -

A Déborah, en souvenir des 3 années à Auzeville, de notre colloc et notre année commune à Paris, tu es superbe, reste comme tu es.

A tous les membres de ma famille, mes cousins, mes oncles et tantes, pour tous les repas de famille, les bons moments partagés avec vous et ceux à venir.

A Sandrine, Marc et les petits, aux bons moments passés avec vous à la montagne, la plage, la piscine, sans oublier la construction et destruction des châteaux de sable.

A Alex, pour ta bonne humeur et ta gentillesse immense.

A Monique, pour partager tes passions avec nous à la montagne, au ski… et l’initiation au ski de rando, toujours là pour nous.

A mes chers amis,

A mes amis de fac, Milena, Daphné, Marine et Gaëlle, à ces 6 années d’études ensemble, aux moments inoubliables comme l’inté mais aussi les exams et le stress.

A mes amies de master, Adélie et Sophie, je suis très contente de vous avoir rencontré l’année dernière, on a passé de très bons moments ensemble et j’espère que ça va continuer.

A mes bons copains, Marie, Mathilde, Hélène, Ambre, Hugo, Quentin, Olivier, Simon, Louis, Mathilde et les autres, merci pour les moments partagés avec vous et votre bonne humeur.

A Manèle, à toutes ces années passées ensemble, à l’orchestre, l’Udem, à nos fou-rires et aux moments de stress partagés lors des concerts et des auditions.

A mes amies d’enfance, Lise, Cécile, Marine et Marie, les premières rencontres ne s’oublient pas.

A Anne et Pacou, Domi et Pierre, qui m’accompagnez depuis mes premiers pas.

A mon ancienne nounou et amie Edith, et sa famille, tu es comme une grande sœur pour

nous.

- 5 -

A mes deux familles adoptives, les Orch et les Oix-Timsit,

Aux Orch, Dadou, Maga, Idriss et Kenza, on se connaît depuis toujours, on se voit peu, pas assez, mais chaque retrouvaille est formidable.

Aux Oix-Timsit, Patouche, Oliv, Emma, Juju et Paloma, le temps passe vite, on grandit/vieillit mais on trouve toujours le temps de se retrouver.

A mes fidèles amies Séverine et Isabelle,

Merci d’être là quand j’ai besoin de vous, de me supporter, d’être à mes côtés, merci pour tout. On a encore tellement de bons moments à partager.

A ma famille,

Papa, Maman, Go et Lou, je ne serai pas là aujourd’hui sans vous, merci d’être là pour moi et de m’accompagner. Ceci n’est qu’une étape, encore 4 ans de thèse !

A Tony,

Au chemin que nous avons parcouru ensemble, et celui qui nous reste à parcourir. Merci

pour ton soutien, de m’écouter et de m’apaiser quand ça ne va pas.

- 6 - Table des matières

Introduction ... - 12 -

Première Partie : Trichinella spp. ... - 14 -

1. Classification ... - 14 -

2. Répartition géographique des différentes espèces ... - 15 -

3. Phylogénie ... - 17 -

4. Morphologie des différents stades parasitaires ... - 20 -

a. Larves musculaires ... - 20 -

b. Adultes ... - 20 -

c. Larves nouveau-nées ... - 22 -

5. Développement parasitaire ... - 22 -

a. Cycle auto-hétéroxène ... - 22 -

b. Formation de la cellule nourricière... - 25 -

c. Développement de la capsule ... - 27 -

Deuxième partie : La trichinellose ... - 28 -

1. Historique... - 28 -

2. Epidémiologie ... - 29 -

a. Cycle sauvage et domestique ... - 29 -

b. Répartition géographique des cas de trichinellose Humaine ... - 31 -

3. Relation hôte - pathogène ... - 34 -

a. Pathogénèse ... - 34 -

b. Stratégies d’échappement au système immunitaire de l’hôte ... - 36 -

4. Diagnostic ... - 38 -

a. Diagnostic clinique et biologique ... - 38 -

b. Diagnostic différentiel ... - 40 -

5. Clinique ... - 40 -

a. Signes cliniques chez les animaux ... - 40 -

b. Signes cliniques chez l’Homme ... - 41 -

c. Complications ... - 43 -

6. Prise en charge ... - 45 -

a. Traitement ... - 45 -

b. Conduite à tenir ... - 46 -

7. Prophylaxie ... - 47 -

a. Systèmes de surveillance ... - 47 -

b. Contrôle de la viande ... - 48 -

- 7 -

c. Prévention individuelle ... - 49 -

Troisième partie : La virulence de Trichinella ... - 51 -

1. Etat des lieux ... - 51 -

a. Introduction ... - 51 -

b. Différences de virulence entre les espèces de Trichinella ... - 51 -

c. Classification des antigènes de Trichinella ... - 54 -

d. Protéines et antigènes spécifiques de Trichinella ... - 55 -

e. Cibles diagnostiques et vaccinales ... - 62 -

2. Travail de recherche : identification de protéines impliquées dans la virulence de Trichinella ... - 64 -

a. Contexte ... - 64 -

b. Introduction ... - 64 -

c. Objectifs ... - 65 -

d. Matériel et méthodes ... - 65 -

e. Résultats et discussion ... - 71 -

f. Conclusion ... - 84 -

Conclusion générale ... - 86 -

Références (153) ... - 88 -

Annexes... - 104 -

- 8 - Liste des figures

Figure 1 Distribution géographique des espèces et génotypes de Trichinella ... - 15 -

Figure 2 Taxa de Trichinella et principaux hôtes.. ... - 18 -

Figure 3 Phylogénie des espèces et génotypes de Trichinella. ... - 19 -

Figure 4 Larve musculaire (L1M) (1 mm x 40 µm) ... - 20 -

Figure 5 Vers adultes.. ... - 21 -

Figure 6 Larve nouveau-née (L1NN) (115 à 140 µm x 9 à 13 µm) ... - 22 -

Figure 7 Développement de Trichinella spiralis ... - 24 -

Figure 8 Développement de la cellule nourricière dans le muscle de l’hôte ... - 25 -

Figure 9 Evolution du nombre de cas de trichinelloses Humaines en Europe de 2007 à 2014 ... - 33 -

Figure 10 Signes cliniques de la trichinellose Humaine ... - 43 -

Figure 11 Méthode de digestion artificielle pour la récupération des larves musculaires (L1M) ... - 66 -

Figure 12 Récupération des vers adultes au niveau de l’intestin ... - 67 -

Figure 13 Schéma représentatif du succès parasitaire à différentes étapes du cycle de T. spiralis (en rouge) et T. nativa (en bleu) ... - 72 -

Figure 14 SDS-PAGE à une dimension d’extraits protéiques totaux de Trichinella colorée au nitrate d’argent.. ... - 74 -

Figure 15 Protéines spécifiques ou communes à différents stades de Trichinella. 1) ... - 74 -

Figure 16 Diagramme de Venn représentant les protéines retrouvées spécifiquement chez les L1NN de T. spiralis et/ou T. nativa.. ... - 78 -

Figure 17 Peptides identifies par SM/SM pour confirmer la présence de la Chymotrypsine- C dans les échantillons de T. spiralis. ... - 81 -

Figure 18 Alignement des séquences de la Chymotrypsine-C, putative trypsine, NBL-1 SS2 and SS2-1 sur multalin... - 81 -

Figure 19 Western Blot pour détecter la présence de NBL-1 dans des extraits totaux de

différents stades de Trichinella.. ... - 82 -

- 9 - Liste des tableaux

Tableau 1 Classification du genre Trichinella ... - 14 - Tableau 2 Caractéristiques des différentes espèces de Trichinella. ... - 16 - Tableau 3 Cas de trichinellose rapportés à l’ECDC en Europe entre 2007 et 2014. ... - 32 - Tableau 4 Algorithme pour diagnostiquer la probabilité d’infection de l’Homme par

Trichinella ... - 39 - Tableau 5 Différences d’infectiosité des Trichinella. ... - 52 - Tableau 6 Index des capacités reproductives (RCI) de T. spiralis, T. pseudospiralis et T.

papuae chez 4 espèces de rongeurs. ... - 52 -

Tableau 7 Liste des protéines identifiées et étudiées chez Trichinella . ... - 60 -

Tableau 8 Protéines retrouvées spécifiquement dans le stade larve nouveau-née (L1NN)

de T. nativa et T. spiralis... - 77 -

- 10 - Liste des abréviations

ADCC : antibody-dependent cell-mediated cytotoxicity ADN : acide désoxyribonucléique

ALAT : Alanine aminotransférase

ANSES : agence nationale de sécurité sanitaire de l’alimentation, de l’environnement et du travail

ARS : Agence Régionale de Santé ASAT : aspartate aminotransférase

ATU : Autorisation Temporaire d’Utilisation

CDC : Centers for Disease Control and Prevention CMH : complexe majeur d’histocompatibilité

CNR : Centre National de Référence CPK : créatine phosphokinase CSS : cellule striée squelettique

DDASS : Direction Départementale des Affaires Sanitaires et Sociales

DDCSPP : Direction départementale de la cohésion sociale et de la protection des populations

DDSV : Direction Départementale des services vétérinaires ECDC : European Centre for Disease Prevention and Control ECF-A : eosinophil chemotactic factor

ECG : électrocardiogramme

EFSA : European Food Safety Authority ES : excrétée(s) - sécrétée(s)

FAO : Food and Agriculture Organization of the United Nations GST : glutathione-S-transférase

HRP : horseradish peroxidase HSP : Heat Shock Protein

ICT : International Commission on Trichinellosis

IGF-1 : insulin-like growth factor-1 (facteur de croissance 1) IL : Interleukine

InVS : Institut national de Veille Sanitaire IRM : imagerie à résonnance magnétique

IRTC : International Trichinella Reference Centre

IV : Intraveineuse

- 11 - L1M : larve musculaire

L1NN : larve nouveau-née LB : Lymphocyte B

LDH : lactate déshydrogénase

LNR : laboratoire national de référence LT : Lymphocyte T

MAC : complexe d’attaque membranaire

MAP kinase : Mitogen Activated Proteins kinase MIF : migration inhibitory factor

NK : natural killer NO : oxyde nitrique

OIE : Organisation mondiale de la santé animale OMS : Organisation Mondiale de la Santé

PAF : platelet activating factor p-i : post-infection

RCI : Reproductive Capacity Index (Index des capacités reproductives) Serpin : serine proteinase inhibitor

TBST : Tris–Borate Saline–Tween TGF : Transforming Growth Factor

TIAC : toxi-infections alimentaires collectives TNF : tumor necrosis factor

TRACES : TRAde Control and Expert System TSL-1 : Trichinella spiralis larvae group 1 TsNd : T. spiralis nudix hydrolase

VEGF : Vascular Endothelial Growth Factor

WHO : World Health Organization (OMS)

- 12 - Introduction

L’Organisation Mondiale de la Santé (OMS) et le Centre européen de prévention et de contrôle des maladies (ECDC) estiment que 50 nouveaux pathogènes sont apparus durant les 30 dernières années. Récemment, l’émergence de l’encéphalopathie spongiforme bovine, du syndrome respiratoire aigu sévère, des grippes H5N1 et H1N1 à engendrer des couts économiques importants (Bank 2010). 60% des maladies émergentes sont des zoonoses, maladies transmissibles entre l’Homme et les animaux (Clements et Casani 2016). Les zoonoses ont donc un impact à la fois économique mais aussi sur la santé publique animale et Humaine. Dans les pays développés, l’impact de ces maladies sur la santé humaine reste limité, les maladies infectieuses et parasitaires représentent 3,2% de la mortalité avant 65 ans. Ces maladies nécessitent une approche globale de santé publique permettant une surveillance épidémiologique des cas animaux et Humains. Les systèmes de surveillance et de contrôle permettent de maitriser ces maladies. Mais l’Homme peut s’infecter en consommant des produits d’origine animale qui ne sont pas soumis au contrôle (« InVS », s. d.).

Dans les années 1900, les maladies d’origine alimentaire étaient à l’origine de nombreux décès. Les principaux agents en cause étaient Brucella, Clostridium botulinum, Salmonella typhi, Trichinella, et Vibrio cholerae. Depuis 1990, avec la mise en place de mesures de surveillance et de contrôle de ces agents infectieux, ils sont responsables de 0,01% des maladies d’origine alimentaire. La mise en place de mesures de sécurité alimentaire permet de maîtriser progressivement les maladies d’origine alimentaire (Morse 2007). Cependant, l’OMS estime qu’une personne sur 10 est contaminée chaque année et que ces maladies sont à l’origine de 420 000 décès par an dans le monde. Ces maladies touchent essentiellement l’Afrique et l’Asie du Sud Est (« OMS | Organisation mondiale de la Santé », s. d.).

La trichinellose est une zoonose d’origine alimentaire causée par le parasite nématode

Trichinella. Dans le monde, 11 millions le nombre de personnes auraient été exposées à la

maladie (d’après des analyses sérologiques) et 10 000 nouveaux cas sont rapportés chaque

année au CDC (« Centers for Disease Control and Prevention » 2016). La trichinellose est

responsable de centaines de cas par an en Europe, essentiellement en Roumanie et en

Bulgarie. Depuis 2007, le nombre de cas de trichinellose humaine a diminué (« Centers for

Disease Control and Prevention » 2016). Les sources de contamination de l’Homme sont

- 13 -

essentiellement les animaux domestiques comme le porc ou le cheval. Des cas de contamination sont rapportés après consommation de viande d’animaux sauvages comme le sanglier ou l’ours (J. Dupouy-Camet et al. 2015). La trichinellose fait partie des toxi- infections alimentaires collectives (TIAC), elle est donc soumise à une déclaration obligatoire des cas auprès de l’Agence Régionale de Santé (ARS) (« InVS », s. d.). Des mesures prophylaxiques sont en place pour contrôler la maladie. L’éducation du consommateur est essentielle, notamment pour les voyageurs et dans les pays où le contrôle de la viande n’est pas satisfaisant. Cette maladie a un impact économique important, le contrôle des porcs à faible risque de trichinellose coute 570 millions d’euros chaque année en Europe (Kapel 2005).

Le diagnostic de la maladie est généralement établi tardivement, alors que les traitements disponibles actuellement ne sont que partiellement efficaces lorsque les larves sont enkystées dans le muscle (Gottstein, Pozio, et Nöckler 2009). L’identification de protéines antigéniques permettrait le développement d’outils diagnostic précoces et de nouveaux traitements. De nombreuses études se sont focalisées sur l’étude des larves musculaires (L1M). Face à la nécessité de mettre en place un diagnostic précoce pour une prise en charge rapide, l’étude des stades pré-adulte et adulte, stades précoces de l’infection, s’est développée depuis quelques années (Zocevic et al. 2011; R. D. Liu et al. 2015; Bien, Cabaj, et Moskwa 2015; J. Yang et al. 2015).

Dans un premier temps, nous aborderons la biologie de Trichinella. Nous verrons ensuite la

maladie, la trichinellose et sa prise en charge. La dernière partie sera consacrée à l’état des

lieux sur la virulence parasitaire et un travail de recherche sur la différence de virulence

entre T. spiralis et T. nativa, deux espèces aux infectiosités divergentes chez la souris.

- 14 -

Première Partie : Trichinella spp.

1. Classification

Les parasites du genre Trichinella sont des Helminthes, vers parasites du tube digestif, et appartiennent à la classe des nématodes ou vers ronds (Tableau 1). 9 espèces et 3 génotypes ont été identifiés. Le genre peut être divisé en deux groupes : les espèces encapsulées et les espèces non encapsulées (Edoardo Pozio et al. 2009). Les espèces encapsulées ont une capsule de collagène qui se forme autour de la larve dans le muscle, parmi-elles on retrouve : T. spiralis, T. nativa, T. britovi, T. murrelli, T6, T. nelsoni, T8, T9 et T. patagoniensis. Les espèces non encapsulées sont T. pseudospiralis, T. papuae et T.

zimbabwensis.

La première espèce à avoir été identifiée est Trichinella spiralis par Paget et Owen en 1835 (Edoardo Pozio et al. 2009). La dernière espèce identifiée est T. patagoniensis en 2012 (Krivokapich et al. 2008; Krivokapich et al. 2012). Les dates, les auteurs des découvertes, la distribution géographique et les principaux hôtes de chaque espèce sont reportés dans le Tableau 2. Tableau 2 Distribution et hôtes des différentes espèces de Trichinella, d’après (E. Pozio et Zarlenga 2005).

Tableau 1 Classification du genre Trichinella modifié d’après (Ripert 1998).

Règne Animalia

Sous-règne Euméthazoa (métazoaires supérieurs)

Clade Bilatéria

Embranchement (phylum) Nématodes

Classe Enoplea

Ordre Trichocéphalida

Famille Trichinellidae

Genre Trichinella

- 15 -

2. Répartition géographique des différentes espèces Les espèces encapsulées (Figure 1) :

L’Homme est responsable des mouvements d’animaux dans le monde, ce qui pourrait expliquer que T. spiralis soit présente sur tous les continents (Edoardo Pozio 2014). Cette espèce est le principal agent responsable de trichinellose Humaine. T. nativa est résistante aux basses températures, elle est retrouvée dans les zones arctiques et subarctiques. T.

britovi est la seconde espèce la plus répandue, elle est présente sur tous les continents à l’exception de l’Océanie et l’Amérique du Sud. T. murrelli est retrouvée dans les régions tempérées du continent Américain. Le génotype T6 est retrouvé en Amérique du Nord. T.

nelsoni est particulièrement résistante aux hautes températures ce qui peut expliquer sa répartition sur le continent Africain. Le génotype T8 est retrouvé en Afrique du Sud. Le génotype T9 se trouve en Asie (Nouvelle Guinée, Thailande, Malaisie). T. patagoniensis est retrouvée en Amérique du Sud (Feidas et al. 2014; J. Dupouy-Camet et al. 2015).

Les espèces non-encapsulées (Figure 1) :

T. papuae est retrouvée en Papouasie. T. zimbabwensis est retrouvée en Afrique du Sud.

T. pseudospiralis est largement distribuée, mais n’est pas retrouvée en Afrique et dans le Pacifique.

En Europe, quatre espèces sont présentes et responsables de trichinelloses Humaines : T.

spiralis et T. britovi sont les plus courantes puis T. nativa et T. pseudospiralis.

Figure 1 Distribution géographique des espèces et génotypes de Trichinella (A. De Bruyne

et al. 2006), modifié.

- 16 -

Tableau 2 Distribution et hôtes des différentes espèces de Trichinella, d’après (E. Pozio et Zarlenga 2005).

Espèces Découverte Distribution

géographique Principaux hôtes T. spiralis - T1 (Paget et Owen, 1835) Cosmopolite Porcs, animaux

sauvages T. nativa - T2 Britov and Boev, 1972 Régions arctiques

et subarctiques Carnivores sauvages sauf rat

T. britovi - T3 Pozio, La Rosa, Murrell

and Lichtenfels, 1992 Régions

paléarctiques Animaux domestiques et

sauvages T. pseudospiralis -

T4 Garkavi, 1972 Cosmopolite Mammifères, oiseaux

T. murrelli - T5 Pozio and La Rosa, 2000 Régions

néarctiques Animaux sauvages T6 Pozio, La Rosa, Murrell

and Lichtenfels, 1992 Régions

néarctiques Animaux sauvages T. nelsoni - T7 Pozio, La Rosa, Murrell

and Lichtenfels, 1992 Afrique

équatoriale Animaux sauvages T8 Pozio, La Rosa, Murrell

and Lichtenfels, 1992 Ethiopie, régions

subtropicales Animaux sauvages

T9 Nagano, Wu, Matsuo,

Pozio, and Takahashi, 1999

Japon Animaux sauvages

T. papuae - T10 Pozio, Kapel, and

Gamble, 1999 Papouasie

Nouvelle Guinée Mammifères, reptiles T. zimbabwensis -

T11 Pozio, Foggin,

Marucci,La Rosa, Sacchi, Corona,

Rossi, and Mukaratirwa,2002

Zimbabwe Mammifères, reptiles

T. patagoniensis -

T12 Krivokapich and Pozio,

2012 Argentine Puma

- 17 - 3. Phylogénie

A l’exception de l’existence d’une capsule chez certaines espèces et une différence de taille chez les espèces non-encapsulées, les parasites du genre Trichinella ne peuvent pas se différencier par leur morphologie quel que soit le stade (E. Pozio et Zarlenga 2005). La phylogénie permet d’étudier les liens existants entre différentes espèces. Les premières études dans les années 1980 se sont basées sur les caractères génétiques et biochimiques, elles ont permis de distinguer les espèces encapsulées des espèces non-encapsulées (Edoardo Pozio et Zarlenga 2013) (Figure 2). En 2006, une équipe Américaine a étudié les relations phylogénétiques entre les espèces en se basant sur les séquences d’ADN de chaque espèce ou génotype. Cette étude a confirmé la présence de 2 clades qui auraient divergé durant le Miocène moyen, il y a 10 à 15 millions d’années. Les espèces encapsulées infectent les mammifères et auraient une origine Eurasienne, les espèces non-encapsulées infectent aussi les reptiles, crocodiles et oiseaux (Zarlenga et al. 2006). Le génome de T.

spiralis a été séquencé en 2011 (Mitreva et al. 2011). Ce séquençage a permis une étude phylogénique basée sur la génomique et la transcriptomique en 2015 (Korhonen et al.

2016). Cette étude permet la distinction des espèces encapsulées de celles non-

encapsulées mais les relations phylogénétiques retrouvées sont différentes de celles

effectuées précédemment grâce à de l’ADN ribosomal et mitochondrial (Figure 3).

- 18 -

Figure 2 Taxa de Trichinella et principaux hôtes. Le renard et la hyène sont représentatifs des carnivores des continents Américain, Asiatique et Européen ou Africain respectivement.

Le cochon représente les espèces et races de porcs domestiques et sauvages. Le crocodile

représente le crocodile du Nile pour T. zimbabwensis et le crocodile des eaux salées pour

T. papuae. L’oiseau représente les oiseaux carnivores. Les pourcentages se réfèrent à la

probabilité de détecter un taxon de Trichinella dans le groupe d’hôtes. Les groupes d’hôtes

dont l’importance épidémiologique est faible ne sont pas représentés. Les données sur les

relations entre les Trichinella spp. et les hôtes et l’arbre du maximum de vraisemblance du

genre Trichinella proviennent de (Edoardo Pozio et Zarlenga 2013). D’après (Edoardo Pozio

2014).

- 19 -

Figure 3 Phylogénie des espèces et génotypes de Trichinella basée sur l’analyse de séquences en acides-aminés en utilisant différentes méthodes : l’inférence Bayésienne, le maximum de vraisemblance, le maximum de parcimonie. Trichuris suis et Ascaris suum sont les groupes extérieurs. 1042 et 747 groupes de gènes orthologues sont uniques dans les espèces encapsulées (en rouge) et non-encapsulées (en bleu) respectivement. La topologie des arbres construits par les 3 méthodes était la même. La barre grise sur les nœuds représente l’intervalle de confiance à 95% pour l’estimation des branches d’espèces dans le temps. T. spiralis ISS 195 partage la même position phylogénétique que T. spiralis ISS 3 (**). Les animaux hôtes (sur la droite) : 1) les suidés (Sus scrofa) représentent à la fois les porcs sauvages et domestiques, le potentiel reproducteur d’un taxon particulier de Trichinella chez Sus scrofa est indiqué par une échelle de couleurs : blanc : pas d’accès aux données, gris clair : faible, gris foncé : intermédiaire, noir : élevé. 2) les autres animaux représentent des exemples d’animaux sauvages carnivores dans différentes régions géographiques, ils incluent les renards, les lions, les lions des montagnes, les marsupiaux, les crocodiles, les oiseaux de proie et l’homme (hôte accidentel). D’après (Korhonen et al.

2016).

- 20 -

4. Morphologie des différents stades parasitaires (ex T. spiralis ) a. Larves musculaires

Figure 4 Larve musculaire (L1M) (1 mm x 40 µm). D’après (Villella 1970).

La larve musculaire (L1M) mesure environ 1 mm de long et son diamètre est de 40 µm. La L1M est sexuée, on peut différencier les mâles qui possèdent une ébauche génitale émoussée et un rectum long aux femelles qui ont une ébauche génitale pointue et un rectum court. Le stichosome dans la partie antérieure est formé de stichocytes qui possèdent des granules denses contenant des enzymes antigéniques qui peuvent être sécrétées par le parasite. La L1M est plus épaisse en partie postérieure, c’est une apomorphie (caractère ancestral) des Trichinellidae (J. Dupouy-Camet et al. 2015) (Figure 4).

b. Adultes

Les adultes sont aussi plus épais en partie postérieure. L’extrémité antérieure est plus étroite et possède la bouche suivie d’un œsophage tubulaire, entouré des stichocytes, qui s’étend sur la moitié du corps. Ensuite on retrouve un intestin à paroi fine et dilaté à l’origine qui s’abouche sur un rectum musculeux renforcé par de la chitine (J. Dupouy-Camet et al.

2015).

- 21 - Figure 5 Vers adultes. D’après (Villella 1970).

a. Vers femelle (3 à 4 mm x 60 µm).

b. Vers mâle (1.4 à 1.6 mm x 40 µm).

Le vers femelle est vivipare, il mesure 3 à 4 mm de long et 60 µm de large. La vulve est en position centrale. Les œufs intra-utérins sont sphériques, leur membrane vitelline est très fine et ils mesurent 30 à 40 µm de diamètre. Les embryons mesurent 100 à 160 µm de long et 9 µm de large. Les oocystes ont des tailles variables : les plus petits sont dans la portion ventrale de l’ovaire, les plus grands sont dans la portion dorsale. Le rectum du vers femelle est plus court que celui du mâle (environ 25 µm) (Kozek 1975; J. Dupouy-Camet et al. 2015).

Le vers mâle est long de 1.4 à 1.6 mm et large de 40 µm. Il se distingue par ses deux

appendices copulateurs de 10 µm autour de l’orifice du cloaque. Son rectum mesure 50 µm

de long environ. Les spermatocytes sont tous de même taille. (Kozek 1975; J. Dupouy-

Camet et al. 2015) (Figure 5).

- 22 - c. Larves nouveau-nées

Figure 6 Larve nouveau-née (L1NN) (115 à 140 µm x 9 à 13 µm) provenant du muscle de souris 7 jours après infestation par des L1M. D’après (Khan 1966), modifié.

La larve nouveau-née (L1NN) mesure 0.08 mm de long et 7 µm de diamètre (D. D.

Despommier, R. W. Gwadz, P. J. Hotez and C. A. Knirsch. 2001). Les structures rectales apparaissent dès le 3

jour de développement de la larve et l’anus au 12

jour. Au 12

jour, la larve mesure 270 µm de long et 21 µm de large. Elle va s’accroitre pour atteindre 252 à 705 µm de long et un diamètre de 24 à 29 µm 17 jours après infestation, elle est alors infestante pour l’hôte (Khan 1966) (Figure 6).

5. Développement parasitaire a. Cycle auto-hétéroxène

Le développement des différents stades parasitaires de Trichinella s’effectue chez le même hôte. Le cycle est de type auto-hétéroxène, il se réalise sans passage par une forme intermédiaire dans le milieu extérieur. Il nécessite la présence d’un seul hôte qui est à la fois hôte définitif en hébergent les vers adultes dans la muqueuse intestinale, puis hôte intermédiaire qui loge les L1M. L’infection s’effectue après ingestion de viande contaminée crue ou peu cuite. Les L1M encapsulées sont libérées au niveau de l’estomac et exposées à l’action de l’acide gastrique et de la pepsine qui vont libérer les L1M de leur capsule.

Ensuite, les L1M vont pénétrer dans la muqueuse intestinale et entrer dans les entérocytes.

Les L1M vont creuser des tunnels dans la muqueuse intestinale. Durant les 30 à 40

premières heures elles vont subir 4 mues successives (L2 à adulte) pour devenir des vers

- 23 -

adultes sexués. Les adultes mâles et femelles vont s’accoupler rapidement après la dernière mue. 2 jours après l’accouplement, les femelles vont libérer les premières L1NN. La ponte dure 5 à 6 semaines et chaque femelle libère 500 à 2000 L1NN. Une fois libérées, les L1NN vont migrer par les vaisseaux lymphatiques et sanguins de l’hôte jusqu’au cœur et aux poumons. Le cœur gauche les disperse dans la circulation générale. Elles vont être transportées essentiellement au niveau des muscles striés squelettiques les plus oxygénés (diaphragme, langue et muscles des membres). Cependant elles peuvent migrer vers l’encéphale, les poumons, le foie et le cœur et provoquer des complications (confère page 43). Les L1NN quittent les vaisseaux sanguins pour entrer dans les cellules striées squelettiques (CSS). Elles vont dédifférencier les CSS et les redifférencier en cellules nourricières. Dans la cellule nourricière, la L1NN va s’accroitre et se transformer en L1M sans subir de mues. Les L1M sont infectieuses à partir du 14

jour post-infection (p-i) mais la larve continue à s’accroitre jusqu’au 20

jour p-i. Dans la cellule nourricière, les L1M peuvent survivre plusieurs années (jusqu’à 40 ans chez l’Homme et 20 ans chez l’ours polaire). Chez les espèces encapsulées, la capsule est composée de la cellule nourricière et d’une paroi fibreuse contenant du collagène, ce qui leur confère une meilleure résistance (Ripert 1998; D. D. Despommier, R. W. Gwadz, P. J. Hotez and C. A. Knirsch. 2001;

Gottstein, Pozio, et Nöckler 2009) (Figure 7).

- 24 -

Figure 7 Développement de Trichinella spiralis. D’après (D. D. Despommier, R. W. Gwadz,

P. J. Hotez and C. A. Knirsch. 2001) modifié. Larve musculaire : L1M, Larve nouveau-née :

L1NN.

- 25 - b. Formation de la cellule nourricière

Le mécanisme de formation des cellules nourricières n’est pas totalement connu. La formation de la cellule nourricière se fait grâce à une interaction entre le parasite et l’hôte.

Trichinella tire parti de l’hôte pour sa survie en utilisant le système de régénération des cellules musculaires de l’hôte (Figure 8).

Figure 8 Développement de la cellule nourricière dans le muscle de l’hôte. D’après (D.

Despommier et Racaniello 2004), modifié.

1) Activation des cellules satellites, prolifération et différentiation

L’accroissement des L1M endommage les cellules infectées. Un processus similaire à la régénération des cellules musculaires se met en place, des cellules satellites sont activées : les myoblastes. Les facteurs de régulation myogénique, ayant un rôle dans la myogenèse et la régénération musculaire, sont surexprimés ainsi que des gènes associés à la différentiation des cellules satellites et des marqueurs de l’activation des cellules satellites.

Les cellules satellites vont donc permettre le remplacement des fibres musculaires

endommagées. Des différences au niveau de l’expression des cadhérines ont été

observées entre T. spiralis et T. pseudospiralis (Z. Wu, Nagano, et Takahashi 2013),

pouvant expliquer la différence de virulence entre les deux espèces. L’IGF-1 permet la

prolifération et la différenciation de cellules satellites lors de la régénération du muscle

(Zhiliang Wu et al. 2008; Z. Wu, Nagano, et Takahashi 2013).

- 26 -

2) Dédifférenciation des cellules musculaires infectées et différentiation ratée des cellules satellites

Les cellules musculaires infectées n’arrivent pas à se régénérer. Des gènes de dédifférenciation sont surexprimés ce qui entraine la production de facteurs myogéniques (Zhiliang Wu et al. 2008; Z. Wu, Nagano, et Takahashi 2013).

3) Pro-apoptose et anti-apoptose liées à l’accroissement de la larve et à sa survie Le cytoplasme basophile des cellules musculaires va devenir éosinophile au cours du développement des cellules nourricières. Ce nouveau cytoplasme est métaboliquement actif (activité phosphatase alcaline). Le changement de cytoplasme suggère des mécanismes de pro-apoptose et anti-apoptose. Les mécanismes d’apoptose sont visibles morphologiquement et ont été montrés au niveau moléculaire, ils sont p-53 indépendants.

Des gènes liés à l’apoptose sont présents dans le cytoplasme des cellules musculaires infectées. Le parasite exerce un stress cellulaire au niveau du cytoplasme éosinophile, des gènes d’apoptose sont donc exprimés. Mais des gènes anti-apoptotiques sont aussi présents dans le cytoplasme éosinophile. L’activité cytoplasmique est donc régulée par la balance entre l’expression des gènes apoptotiques et anti-apoptotiques. L’IGF-1 semble jouer un rôle dans la survie des cellules nourricières par l’activation de protéines anti- apoptotiques et l’inhibition de protéines pro-apoptotiques (Zhiliang Wu et al. 2008; Z. Wu, Nagano, et Takahashi 2013).

4) Cycle cellulaire

Les cellules musculaires infectées sont des cellules différenciées en phase G0. Après l’invasion par les L1NN, elles vont entrer à nouveau dans le processus du cycle cellulaire jusqu’en phase G2/M. Des gènes impliqués dans la prolifération, la réentrée et l’arrêt du cycle cellulaire des cellules musculaires infectées sont exprimés. IGF-1 joue aussi probablement un rôle dans la réentrée des cellules musculaires infectées dans le cycle cellulaire lors de la formation de la cellule nourricière par la voie des MAP kinases (Zhiliang Wu et al. 2008; Z. Wu, Nagano, et Takahashi 2013).

5) Les larves utilisent les systèmes métaboliques des cellules hôtes pour satisfaire leurs besoins nutritionnels

La cellule nourricière apporte les nutriments nécessaires à la croissance rapide de la larve

et permet la gestion des déchets. Durant la formation du kyste, les besoins métaboliques

de la larve sont importants, ce qui entraîne une augmentation de l’angiogenèse autour du

- 27 -

kyste. Il semblerait que la larve utilise le système métabolique de l’hôte ce qui expliquerait l’augmentation des taux d’insuline. Les gènes liés à la voie de signalisation de l'insuline sont surexprimés dans la cellule nourricière. La cellule nourricière synthétise du VEGF (Vascular Endothelial Growth Factor) qui favorise l’angiogenèse et la néovascularisation autour de la cellule nourricière (V. A. Capó, Despommier, et Polvere 1998).

6) Les protéines excrétées-sécrétées (ES) messagers instruisant les cellules musculaires pour qu’elles se transforment en cellules nourricières

Le processus de la formation des cellules nourricières semble être le résultat d’un conflit entre les signaux des cellules musculaires et des larves. Les protéines ES sont produites par les larves et permettent la cohabitation des cellules musculaires et des larves. Certaines protéines produites par les L1NN semblent jouer un rôle dans la formation de la cellule nourricière. Certaines protéines ES sont spécifiques d’un stade donné, mais la plupart des études ont été réalisées chez les L1M (Zhiliang Wu et al. 2008; Z. Wu, Nagano, et Takahashi 2013).

c. Développement de la capsule

Le kyste (ou capsule) est constitué d’une paroi fibreuse et de la cellule nourricière qui sont formées grâce à des cellules de l’hôte. Le terme capsule est alors souvent préféré car un kyste est formé à partir de cellules parasitaires. La paroi de la capsule comporte deux couches : une intérieure produite par la cellule nourricière et une extérieure produite par les fibroblastes autour de la capsule. Les cellules satellites sont localisées à l’intérieur de la paroi fibreuse et permettent une régénération constante des cellules. Ceci explique pourquoi la cellule nourricière reste intacte plusieurs années. La capsule est constituée de collagène de type IV et de type VI synthétisés par la cellule nourricière (Polvere et al. 1997; D. D.

Despommier 1998; Zhiliang Wu et al. 2008; Z. Wu, Nagano, et Takahashi 2013).

- 28 -

Deuxième partie : La trichinellose 1. Historique

L’origine du cycle domestique de Trichinella pourrait être liée à la domestication des porcs par l’Homo sapiens qui est passé du mode chasseur-cueilleur à la domestication et l’élevage après la dernière période glaciaire (après le 11

millénaire avant Jésus Christ) (E. Pozio et Zarlenga 2005).

Les Juifs se sont aperçus du danger que pouvait présenter un animal qui, en apparence, était en bonne santé. Les maladies comme la trichinellose pourraient expliquer, en partie, l’interdiction de consommer de la viande de porc dans certaines religions, notamment juive et musulmane (Neghina et al. 2012). Au 20e siècle, après l’autopsie d’une momie, des chercheurs ont trouvé un kyste de Trichinella, indiquant l’existence de la maladie depuis l’antiquité (de Boni, Lenczner, et Scott 1977). Cependant, Jean Dupouy-Camet remet en cause cette découverte, selon lui la momie présenterait plus probablement une cysticercose (Jean Dupouy-Camet 2015). Des larves de Trichinella ont été mises en évidence dans l’estomac d'Ötzi, chasseur préhistorique retrouvé momifié dans les Alpes (Lamoureux 2012).

Du 15

au 19

siècle, plusieurs épidémies de « grandes fièvres » se sont déroulées en Europe, d’abord en Angleterre et en Irlande puis en Allemagne et dans d’autres pays. Les personnes touchées présentaient les signes caractéristiques de la trichinellose. La maladie est apparue sur le continent Américain au 18

siècle.

En 1835, Paget et Owen ont annoncé la découverte d’un parasite enkysté dans les muscles suite à une autopsie, et l’ont nommé « Trichina ». En 1846, Joseph Leidy, parasitologue, s’est aperçu que le porc pouvait être contaminé par le parasite. Entre 1855 et 1860, Zenker, Leuckart et Virchow ont mis en évidence le cycle évolutif de T. spiralis. Friedrich Zenker en 1860 a publié les signes cliniques de la maladie et a fait la connexion entre la maladie et la consommation de viande de porc peu cuite ou crue. En 1897, Thomas Brown a associé l’éosinophilie à la maladie. Le parasite a été renommé « Trichinella spiralis » par Louis- Joseph Alcide Railliet parce que le nom « Trichina » était déjà attribué à un insecte (Ripert 1998; Neghina et al. 2012).

Les nombreuses épidémies de trichinellose ayant eu lieu au 19

siècle en Europe ont abouti

à la mise en place de la trichinelloscopie pour le contrôle des porcs. Par mesure de sécurité,

- 29 -

l’Allemagne a interdit l’importation de porcs Américains dans les années 1880. En suivant, ces mesures ont été adoptées par plusieurs pays Européens. Suite à ces évènements, le gouvernement Américain a mis en place le contrôle des porcs destinés à l’exportation par trichinelloscopie en 1890. A cette époque, la maladie était connue et reconnue dans le monde entier. Les cas de trichinellose ont diminué après les années 1950 aux Etats-Unis suite à l’interdiction de nourrir les animaux avec des déchets de viande de porc crue. A la fin du 19

siècle, la maladie a été retrouvée en Inde et dans les régions arctiques. En 1945 en Irlande du Nord la maladie toucha 705 prisonniers Allemands, et plus de 1000 personnes ont été infectées en Pologne en 1960 (Ripert 1998; Neghina et al. 2012).

La mondialisation, c’est-à-dire l’échange de personnes, animaux, ressources et autres, contribue à la dissémination des parasites alimentaires. Ce phénomène crée par l’Homme a aussi des conséquences négatives au niveau de la sécurité alimentaire et au niveau économique. La distribution de Trichinella pourrait s’expliquer par deux phénomènes (Robertson et al. 2014) :

- le mouvement de personnes comme la dissémination des rats voyageant avec l’Homme ou la contamination de voyageurs qui consomme de la viande peu cuite ou crue comme l’ours.

- le mouvement de nourriture, par exemple, l’exportation et l’importation de porcs, essentiellement les échanges avec les pays où le contrôle de la viande est insuffisant.

2. Epidémiologie

a. Cycle sauvage et domestique

Trichinella peut se transmettre entre les animaux et l’Homme. La contamination s’effectue

après ingestion de viande contaminée par des L1M. Les animaux sauvages sont les

réservoirs principaux. Mais des transmissions peuvent avoir lieu entre la faune sauvage et

domestique. Ces transmissions surviennent essentiellement dans les fermes où les

pratiques sont à haut risque : nutrition intentionnelle des animaux avec des déchets

alimentaires contenant des restes de porc, exposition non intentionnelle des animaux

domestiques à des carcasses de porcs morts ou des animaux sauvages contaminés,

élevage en plein air. Ces pratiques se retrouvent essentiellement dans les pays défavorisés

où les services vétérinaires sont absents. Les hôtes de Trichinella spp. sont les mammifères

omnivores monogastriques, les oiseaux et les reptiles (Edoardo Pozio 2014).

- 30 -

Des co-infections a plusieurs espèces de Trichinella ont été retrouvées chez des animaux sauvages en Finlande : T. nativa avec T. britovi, T. nativa avec T. spiralis, T. nativa avec T.

pseudospiralis (Airas et al. 2010). En Afrique du Sud, un lion (Panthera leo) était co-infecté par Trichinella T8 et T. nelsoni (Marucci et al. 2009).

1. Sauvage

Le cycle sauvage se retrouve sur tous les continents à part l’Antarctique. En fonction de la localisation, différentes espèces animales et parasitaires sont présentes. Les mammifères monogastriques sont les réservoirs principaux de Trichinella. T. pseudospiralis touche aussi les oiseaux. T. papuae et T. zimbabwensis sont aussi retrouvées chez les reptiles. T. spiralis et T. britovi sont essentiellement retrouvées dans les zones tempérées chez les sangliers, les renards, les coyotes, les loups… Les rongeurs entretiennent le cycle sauvage par cannibalisme. T. nelsoni infecte les carnivores des zones tropicales comme les hyènes et les phacochères. T. nativa se retrouve dans les zones arctiques et subarctiques et infecte essentiellement les renards, les ours, les loups, les chiens et les morses (J. Dupouy-Camet et al. 2015). Le raton laveur est un réservoir de Trichinella, il a été importé en Russie au 20

siècle et participe à la dissémination des espèces de Trichinella en Europe (Edoardo Pozio 2015).

2. Domestique

Le porc et le cheval sont source de contamination chez l’Homme. Le chien provoque aussi des infections chez l’Homme, notamment en Chine (M. Liu et Boireau 2002). Le porc peut se contaminer par l’ingestion de déchets contaminés, par le biais des rongeurs présents dans les fermes ou par caudophagie. Il peut aussi se contaminer lors d’exposition à des carcasses d’animaux sauvage contaminés. Le contrôle de la viande de porc permet de limiter les contaminations mais des cas persistent en Europe de l’Est, Asie et Amérique du Sud car la surveillance n’est pas suffisante. Des cas de trichinellose Humaine ont été rapportés en entre 1975 et 2005 en France et en Italie après consommation de viande de cheval contaminée par T. spiralis, T. murrelli ou T. britovi. Ces contaminations sont attribuables aux habitudes alimentaires, la consommation de viande crue ou peu cuite. La viande de cheval à l’origine de ces épidémies a été importée d’Europe de l’Est ou du continent Américain. 5 patients sont décédés en 1985 en France (Boireau et al. 2000;

Edoardo Pozio 2014; J. Dupouy-Camet et al. 2015; Edoardo Pozio 2015). Le cheval est

vecteur de la maladie mais n’est pas un réservoir de Trichinella (E. Pozio 2005).

- 31 -

b. Répartition géographique des cas de trichinellose Humaine 1. Au niveau mondial

La trichinellose est une zoonose importante au niveau mondial. 10 000 nouveaux cas par an sont rapportés au CDC. Entre 1986 et 2009, plus de 65 000 cas ont été rapportés dans le monde. La majorité des cas ont été rapportés en Europe dont plus de 50% en Roumanie.

Sur le continent Américain, la majorité des cas de trichinellose est due à la consommation de viande d’ours et de morse. Aux Etats-Unis 12 cas ont été rapportés entre 1997 et 2001.

En Amérique du Sud et en Amérique centrale, la trichinellose porcine est toujours un problème.

En Afrique, de rares cas de trichinellose ont été rapportés suite à la consommation de porc dans les communautés non soumises aux interdits religieux. Des cas de trichinellose ont été rapportés suite à la consommation de phacochère, de sanglier et de chacal.

En Asie, des cas de trichinellose ont été rapportés suite à la consommation de sanglier et de porc. En Chine la maladie est un véritable problème de santé publique, entre 1964 et 2002 plus de 500 épidémies ont eu lieu. Cependant le nombre de cas est sous-estimé puisque la maladie n’est pas à déclaration obligatoire. Le chien est source de contamination.

Au Japon des cas ont été rapportés suite à la consommation d’ours. En Corée et en Thaïlande des contaminations ont eu lieu chez des consommateurs de tortues.

En Océanie on retrouve des cas de trichinellose Humaine suite à la consommation de viande de porc (J. Dupouy-Camet et al. 2015).

2. Au niveau Européen

Entre 1986 et 2010, 65818 infections et 42 morts ont été rapportés dans 41 pays dont 87%

des cas en Europe (K. Darwin Murrell et Pozio 2011). 175 cas ont été rapportés en 2005, 776 en 2006 et 867 en 2007 en Europe. L’augmentation du nombre de cas pourrait s’expliquer par l’entrée de la Roumanie et de la Bulgarie dans l’Union Européenne (Jean Dupouy-Camet, Talabani, et Ancelle 2010). Selon le Centre Européen pour la prévention et le contrôle des maladies (European Centre for Disease Prevention and Control (ECDC)) entre 2008 et 2012, 2289 cas ont été rapportés en Europe dont 51% des cas en Roumanie (1177 cas) et 23% en Bulgarie. 537 cas ont été rapportés en 2013 et 2014 en Europe.

Depuis 2007 on observe une diminution du nombre de cas de trichinelloses Humaines

(Tableau 3, Figure 9).

- 32 -

Tableau 3 Cas de trichinellose rapportés à l’ECDC en Europe entre 2007 et 2014 (« European Centre for Disease Prevention and Control », s. d.).

Pays 2014 2013 2012 2011 2010 2009 2008 2007 Cas rapportés Cas confirmés Cas rapportés

Allemagne 1 14 2 3 3 1 1 10

Autriche 0 0 0 1 5 0 0 0

Belgique 16 1 0 0 3 0 5 3

Bulgarie 60 36 30 27 14 407 67 62

Chypre 0 0 0 0 0 0 0 0

Croatie 3 0 - - - - - -

Danemark - - - - - - - -

Espagne 1 23 10 18 10 7 27 36

Estonie 0 0 0 0 0 0 0 0

Finlande 0 0 0 0 0 0 0 0

France 0 0 0 2 0 9 3 1

Grèce 0 0 0 0 4 2 0 0

Hongrie 0 0 0 0 0 9 5 2

Irlande 0 0 0 0 0 0 0 2

Italie - - 33 6 0 1 0 1

Lettonie 5 11 41 50 9 9 4 4

Lituanie 5 6 28 29 77 20 31 8

Luxembourg 0 0 0 0 0 0 0 0

Malte 0 0 0 0 0 0 0 0

Pays-Bas 0 0 0 1 0 1 1 0

Pologne 6 4 1 10 14 18 4 217

Portugal 0 0 0 0 0 0 0 0

République

Tchèque 0 0 1 0 0 0 0 0

Roumanie 221 116 149 107 82 265 503 432

Royaume-Unis 1 0 0 0 0 0 0 0

Slovaquie 0 5 5 13 2 0 18 8

Slovénie 0 1 1 1 0 1 1 0

Suède 1 0 0 0 0 0 0 1

Total UE 320 217 301 268 223 750 670 787

Islande 0 0 - - - - - -

Liechtenstein - - - - - - 0 -

Norvège 0 0 0 0 0 0 0 0

- 33 -

Figure 9 Evolution du nombre de cas de trichinelloses Humaines en Europe de 2007 à 2014 (« European Centre for Disease Prevention and Control », s. d.)

3. En France

En France, 2538 cas ont été rapportés entre 1975 et 2005 (« Centre national de référence des Trichinella », s. d.) et 14 cas entre 2008 et 2012 (« European Centre for Disease Prevention and Control », s. d.). Des cas de trichinellose ont été rapportés après consommation de viande provenant de Corse en 2015 (Peignaud et Orsoni 2015). Trois Français se sont contaminés suite à la consommation de viande d’Ours Polaire infestée par T. nativa (« ProMED - the Program for Monitoring Emerging Diseases » 2016). Les cas de trichinellose Humaine en France sont dus à des viandes contaminées importées et non contrôlées. Aucun cas de trichinellose Humaine n’a été déclaré sur de la viande contrôlée depuis 1998 (J. Dupouy-Camet et al. 2015).

4. Les cas récents de trichinellose

En aout 2016, 4 cas de trichinellose ont été rapportés en Ukraine suite à la consommation de viande achetée sur un marché. Les personnes ont été hospitalisées.

20 personnes se sont contaminées en Sibérie (Russie) suite à la consommation de viande d’ours et ont été hospitalisées.

3 Français se sont contaminés suite à la consommation de viande d’ours polaire (Ursus maritimus) lors d’un voyage au Groenland en février. L’un des consommateurs, âgé de 55 ans s’est présenté à l’hôpital Cochin pour des douleurs musculaires et une forte fièvre. Un autre consommateur, âgé de 56 ans, était totalement asymptomatique. Le dernier consommateur, âgé de 59 ans, a présenté des diarrhées, une forte fièvre, des myalgies et

0 100 200 300 400 500 600 700 800 900

2007 2008 2009 2010 2011 2012 2013 2014

Nombre de cas

Année

- 34 -

un léger œdème facial. Des tests sanguins ont été effectués sur tous les patients et ont montré des taux d'enzymes musculaires et d’éosinophiles élevés. Les tests sérologiques se sont révélés positifs pour les trois patients. Ils ont été traités par albendazole pendant 10 jours.

49 personnes se sont contaminées suite à la consommation de viande de porc en Argentine (« ProMED - the Program for Monitoring Emerging Diseases » 2016).

3. Relation hôte - pathogène a. Pathogénèse

La pathogénèse est un processus basé sur des mécanismes physiologiques, biochimiques ou moléculaires, et qui conduit à des effets nocifs pour l'hôte : l'épuisement de ses ressources, la destruction des tissus, des altérations du comportement, une diminution de la fécondité, la mort prématurée…(Schmid-Hempel 2009).

Le pouvoir pathogène des adultes est essentiellement dû aux femelles par une action mécanique et irritative en perforant la muqueuse intestinale, une action toxique et antigénique par libération de produits ES, une action bactérifère limitée. Les larves sont aussi pathogènes par leur action toxique et irritative lors de l’enkystement dans le muscle et une action antigénique qui active le système immunitaire de l’hôte (Ripert 1998).

La réponse de l’hôte à l’infection par Trichinella est très variable, elle serait liée au complexe majeur d’histocompatibilité (CMH). Différents mécanismes d’activation du système immunitaire de l’hôte se mettent en place lors de la phase intestinale et de la phase parentérale. Les anticorps sont les effecteurs majeurs de l’immunité contre Trichinella.

Lors de la phase intestinale, le système immunitaire permet l’élimination des vers adultes et

limite la durée de la phase intestinale (Wakelin 1993). L’infestation provoque une infiltration

de cellules inflammatoires (lymphocytes, mastocytes et éosinophiles) au niveau de la

lamina propria. La réponse immunitaire est dépendante des lymphocytes T (LT) CD4+, qui

sont spécifiques du parasite et activés dans les 2 à 4 jours p-i, au niveau de la lamina propria

de la muqueuse intestinale. Les LT migrent vers les plaques de Peyer et les ganglions

mésentériques. L’intégrine VLA-4 permet aux LT de franchir l’endothélium vasculaire pour

se déplacer de l’intestin vers la circulation sanguine et ré-entrer dans l’intestin au site de

l’infection. Elle est aussi impliquée dans la migration des macrophages et des éosinophiles

et à travers l'endothélium veineux. Une réponse de type Th1 se met en place durant la

phase intestinale, les cellules des ganglions mésentériques libèrent de l’interféron γ et des

- 35 -

interleukines (IL) 2 et 3. L’interleukine 2 stimule la prolifération des lymphocytes T et B, l’interleukine 3 permet de stimuler l’hématopoïèse. Sous l’action de l’IL 3, les mastocytes vont libérer des médiateurs (protéinases à activité chymotrypsique, « platelet activating factor » (PAF), « eosinophil chemotactic factor » (ECF-A), leukotriènes, histamine et sérotonine) qui permettent l’expulsion des vers adultes de l’intestin en modifiant la motricité intestinale. L’interféron γ permet l’activation des macrophages. D’autres cellules jouent un rôle dans l’élimination des vers adultes au niveau intestinal : les cellules caliciformes par l’hypersécrétion de mucus empêchent le contact entre le parasite et l’épithélium intestinal (Soulé et al. 1991; Bell 1998; Fabrizio Bruschi et Chiumiento 2012).

Lors de la phase musculaire, l’entrée du parasite produit une inflammation chronique au niveau du muscle de l’hôte. Une réponse de type Th2 se met en place avec la libération des IL 4, 5, 6, 10 et 13. Cette phase dure pendant toute la phase chronique de l’infection. Durant cette phase, des anticorps IgG et IgE spécifiques sont produits en grande quantité, les taux d’IgM et IgA sont plus faibles. Les anticorps produits contre le β-tyvelose (sucre inhabituel, partie immunodominante des principaux antigènes des glycoprotéines larvaires de Trichinella spiralis (Goyal, Wheatcroft, et Wakelin 2002)) participent à l’expulsion des vers adultes de l’intestin en empêchant l’interaction entre le parasite et les entérocytes de l’hôte (Sofronic-Milosavljevic et al. 2015).

Les IL 4 et 13 sont produites par les cellules Th2 et les cellules natural killer (NK).

Les IL 4 et 10 stimulent la synthèse d’IgE, l’IL 4 participe aussi au transport de l’IgE au niveau intestinal. L’IL 4 joue un rôle dans l’expulsion des vers au niveau de l’intestin par son action sur les IgE et en stimulant la prolifération des mastocytes au niveau de la muqueuse intestinale, la réponse des cytokines de type Th2, la croissance des LT, en augmentant l'expression de VCAM-1 (récepteur des cellules endothéliales pour l'intégrine VLA-4). L’IL 10 et le TGF β (Transforming Growth Factor) sont des cytokines régulatrices. Elles participent au contrôle de l’inflammation au niveau musculaire (Aranzamendi et al. 2012).

Le TGF β pourrait favoriser l’enkystement des larves au niveau musculaire pour protéger le parasite du système immunitaire de l’hôte (Picherot et al. 2007).

Les IL 5 et 6 favorisent le développement des éosinophiles, leur quantité et leur vitesse

d’apparition sont fonction de l’intensité de l’infection. Les éosinophiles apparaissent lors de

la migration des L1NN, et permettent leur élimination (Fabrizio Bruschi 2002; Fabrizo

Bruschi et Chiumiento 2011).

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L’IL 3 stimule la synthèse de mastocytes à partir du 7

jour p-i. La dégranulation des mastocytes libère des protéases qui vont augmenter la perméabilité intestinale et faciliter le passage des anticorps au niveau du site de l’infection. Les mastocytes permettent le recrutement des éosinophiles sur le site de l’infection. Les mastocytes produisent de l’IL 4 et du TNF α (tumor necrosis factor). Ils sont donc impliqués à la fois dans la phase aigüe de l’infection pour l’expulsion des vers intestinaux mais aussi lors de la phase chronique. Le TNF α est une cytokine pro-inflammatoire. Les taux de TNF α sont plus élevés au niveau de la muqueuse intestinale (Picherot et al. 2007). Cette cytokine participerait à l’inflammation de la muqueuse et à la production d’oxyde nitrique (NO) pour l’élimination du parasite. Les antigènes du groupe TSL-1 pourraient avoir un effet de régulation sur la dégranulation des mastocytes (Fabrizio Bruschi 2002; Fabrizo Bruschi et Chiumiento 2011).

Les éosinophiles et les neutrophiles participent à la destruction des L1NN par ADCC (antibody-dependent cell-mediated cytotoxicity). L’infiltrat cellulaire autour de la cellule nourricière est composé de macrophages, LT CD4+, CD8+ et quelques lymphocytes B (Finkelman et al. 1997; Bell 1998; Fabrizio Bruschi 2002; Fabrizo Bruschi et Chiumiento 2011).

b. Stratégies d’échappement au système immunitaire de l’hôte

La possibilité de s’établir avec succès au niveau du muscle de l’hôte dépend principalement de la capacité de Trichinella à échapper au système immunitaire de l’hôte. Différentes stratégies sont adoptées par le parasite (Fabrizio Bruschi 2002; Fabrizio Bruschi et Chiumiento 2012).

1. Les mécanismes antigène dépendants

Après la migration des L1NN au niveau des systèmes lymphatiques et sanguins, les larves vont atteindre les muscles striés squelettiques de l’hôte. Un moyen de s’isoler du système immunitaire l’hôte est la formation de la cellule nourricière et de la capsule de collagène. Le parasite est alors protégé des anticorps et des cellules effectrices de l’immunité de l’hôte.

Lors de la formation de la cellule nourricière, un dialogue entre l’hôte et le parasite est nécessaire pour une relation au long terme. Le maintien de la cellule nourricière est possible grâce aux échanges entre les 2 entités. Ces échanges dépendent essentiellement de molécules signalétiques sécrétées comme les cytokines. Les cellules de l’hôte répondent aux signaux moléculaires en participant à la formation de la cellule nourricière (D. D.

Despommier 1998; Fabrizio Bruschi 2002; Fabrizio Bruschi et Chiumiento 2012).

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Par ailleurs la modification des antigènes de surface parasitaire permet à Trichinella d’échapper à l’action des cellules effectrices de l’immunité de l’hôte. La cuticule de T. spiralis est un organe dynamique qui subit des changements protéiques pendant le processus de mues et pendant la croissance. Chaque stade exprime des molécules de surface spécifiques (Philipp, Parkhouse, et Ogilvie 1980). Mais des changements d’expression des protéines de surface s’observent aussi au sein d’un même stade. Durant leur développement, les L1NN subissent des modifications au niveau de l’expression des protéines de surface qui permettent l’échappement au système immunitaire de l’hôte (Jungery, Clark, et Parkhouse 1983). Un même stade peut exprimer des profils protéiques différents pour s’adapter à l’environnement local (Fabrizio Bruschi 2002).

2. Les modulations du système immunitaire de l’hôte Au niveau central

Lors de la production des L1NN, une immunosuppression apparait, ce qui suggère que les L1NN libèrent des facteurs lymphocytotoxiques.

Le parasite stimule l’activation polyclonale de lymphocytes, ce qui pourrait participer à l’augmentation des IgE non spécifiques au profit des IgE spécifiques. Le rôle des IgE n’est pas clair, ces anticorps pourraient participer aux mécanismes d’échappement au système immunitaire de l’hôte ou avoir un rôle protecteur contre Trichinella.

Le parasite stimule aussi la production d’éosinophiles ce qui diminue la réponse immunitaire Th1, néfaste pour le parasite.

Au niveau périphérique

Les antigènes sécrétés par le parasite pourraient aussi empêcher la maturation des cellules dendritiques présentatrices d’antigène, favorisant ainsi une réponse Th2. Ils pourraient aussi stimuler la production de lymphocytes T régulateurs qui inhibent la production des autres lymphocytes T effecteurs (Aranzamendi et al. 2012).

Trichinella produirait des MIF (migration inhibitory factor), cytokines impliquées dans l’inflammation. Les MIF modulent la production des cytokines et la migration des monocytes et permettent l’activation des lymphocytes T (Vermeire et al. 2008).

Trichinella peut moduler les fonctions des leucocytes de l’hôte. Certaines protéines ES des

L1M inhibent le chimiotactisme des neutrophiles de l’hôte. Des produits ES de T. spiralis

pourraient moduler les fonctions des macrophages notamment en diminuant leur capacité

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à exprimer des cytokines pro-inflammatoires (TNF α, IL 1, IL 6 et IL 12) en présence de LPS (Lipopolysaccharide) (Bai et al. 2012).

Trichinella produirait des anticorps spécifiques capables de bloquer la réaction d’ADCC des éosinophiles et des neutrophiles contre les L1NN.

Chez l’Homme et les animaux infectés, les taux de complexes immuns circulants sont augmentés, ce qui pourrait être lié au parasite.

Il semble que Trichinella puisse produire des composés capables d'inhiber l'assemblage et la polymérisation du complexe d’attaque membranaire (MAC), empêchant les dommages liés au système du complément. Les différents stades de T. spiralis et T. nativa ont la capacité d’activer le système du complément et d’échapper à son attaque mais les mécanismes en jeu ne sont pas encore clairs (Anu Näreaho et al. 2009).

4. Diagnostic

a. Diagnostic clinique et biologique

Le diagnostic précoce est difficile puisque les signes cliniques ne sont pas spécifiques de la maladie. Le diagnostic est souvent posé lors de la phase musculaire quand les larves sont déjà installées dans le muscle. La capsule de collagène leur permet alors de résister aux traitements. Le diagnostic de la trichinellose se base sur les critères suivants (Jean Dupouy-Camet et al. 2002; Gottstein, Pozio, et Nöckler 2009; Bourée et Dupouy-Camet 2014) :

- Les signes cliniques : les signes les plus évocateurs sont la fièvre, les myalgies, l’œdème de périorbitaire. D’autres symptômes peuvent apparaitre comme les troubles gastro-intestinaux ou les hémorragies sub-conjonctivales, sublinguales ou rétiniennes.

- Les signes biologiques, non spécifiques, sont les suivants : une éosinophilie qui peut être très élevée (> 10 000 éosinophiles/mm

), une hyperleucocytose (15 000 à 20 000 globules blancs/ mm

). La vitesse de sédimentation et la CRP sont élevées.

L’ionogramme est aussi perturbé avec une hypoprotidémie (et une hypoalbuminémie), augmentation des alpha 1, alpha 2 et gammaglobulines, augmentation des enzymes hépatiques (ASAT, ALAT). Une hypokaliémie et une augmentation des enzymes musculaires (CPK, LDH, aldolase) peuvent apparaître, - Le diagnostic parasitologique : l’identification des larves de Trichinella par biopsie

musculaire au niveau du deltoïde peut être réalisée 1 mois après infestation, une fois