°°°°°°°°°°
UNIVERSITE D’ABOMEY-CALAVI
°°°°°°°°°°
ECOLE POLYTECHNIQUE D’ABOMEY-CALAVI
°°°°°°°°°°
DEPARTEMENT DE GENIE DE BIOLOGIE HUMAINE
°°°°°°°°°°
OPTION : ANALYSES BIOMEDICALES
RAPPORT DE STAGE DE FIN DE FORMATION POUR L’OBTENTION DU DIPLOME DE LICENCE PROFESSIONNELLE
THEME :
Présenté et soutenu par : Ziyadath AKADIRI
Sous la direction de :
Performance diagnostique de la goutte épaisse et du TDR SD BIOLINE Malaria en milieu pédiatrique du
CHUZ/Abomey-Calavi
Tuteur:
Jean-Eudes DEGBELO Ingénieur Biotechnologiste
Superviseur :
Dr ATCHADE S. Pascal Parasitologie-Mycologie
Physiopathologie-Médecine Tropicale Maître assistant/CAMES/UAC/EPAC
Année académique 2015-2016
°°°°°°°°°°
UNIVERSITE D’ABOMEY-CALAVI
°°°°°°°°°°
ECOLE POLYTECHNIQUE D’ABOMEY-CALAVI
°°°°°°°°°°
DEPARTEMENT DE GENIE DE BIOLOGIE HUMAINE
°°°°°°°°°°
OPTION : ANALYSES BIOMEDICALES
RAPPORT DE STAGE DE FIN DE FORMATION POUR L’OBTENTION DU DIPLOME DE LICENCE PROFESSIONNELLE
THEME :
Présenté et soutenu par : Ziyadath AKADIRI
9
èmePromotion
Performance diagnostique de la goutte épaisse et du TDR SD BIOLINE Malaria en milieu pédiatrique du
CHUZ/Abomey-Calavi
Tuteur:
Jean-Eudes DEGBELO Ingénieur Biotechnologiste
Superviseur :
Dr ATCHADE S. Pascal
Année académique 2015-2016
Résumé
Pour contribuer àl’amélioration de la qualité du diagnostic biologique du paludisme, nous avons fait une étude comparative des résultats de la technique de diagnostic biologique basée sur la coloration de la goutte épaisse/frottis sanguin, et le test de diagnostic rapide SD BIOLINE Malaria Ag Pf qui recherche parimmunochromatographie l’antigène HRP2. Notre étude prospective et descriptive a porté sur 200 patients admis au CHUZ/Abomey-Calavi pour suspicion du paludisme.
Les résultats de cette étude ont montré une bonne performance du TDR SD BIOLINE Malaria Ag Pf. Parmi les 200 patients, 93 soit 46,5% étaient positifs au TDR contre 89 soit 44,5%
positifs à la Goutte Epaisse (GE). La sensibilité, la spécificité, les valeurs prédictives positives et négatives du test par rapport à la goutte épaisse étaient respectivement de (94,34%, 91,89%, 90,32%, 95, 32%) et le coefficient Kappa de 0,86 témoigne une bonne concordance. Les limites du test se trouvent dans sa faible capacité à détecter la maladie en cas de faible parasitémie. Les cas de faux positifs sont notés chez les patients ayant pratiqués l’automédication et même après guérison du fait de la persistance de l’antigène HPR2 dans le sang. Cependant, il constitue une alternative intéressante de la prise en charge du paludisme.
Au termede notre étude, nous suggérons de poursuivre l’utilisation des TDR dans les centres de santé en renforcement de la microscopie et de renforcer la capacité du personnel à la prise en charge des cas du paludisme.
Mots clés: Test de Diagnostic Rapide, Protéine Riche en Histidine-2 antigène, Goutte Epaisse
Réalisé par AKADIRI Rèmilèkoun Ziyadath Page 3
Abstract
In order to contribute to the improvement of the quality of biological diagnosis, we carried out a comparative study of the results from biological diagnosis technic based on the color of the thick/thin drop of blood and swift diagnosis test SD BIOLINE Malaria Ag Pf who searches through immunochromatology for the antigen HRP2. Our prospective and descriptive study examined 200 patients admitted at CHUZ/Abomey-Calavi for suspected malaria.
The results of this study have revealed a good performance of SD BIOLINE Malaria Ag Pf RDT. Among the 200 patients, 93 or 46,5% were positive with RDT and 89 or 44,5% were positive with Thick Smear (TS). The sensitivity, specificity, positive and negative predictive values of the test comparatively to the thick smear were respectively 94,34%, 91,89%, 90,32%, 95, 32% and the value of Kappa coefficient: 0,86 reflects a good agreement. The test limits are in its poor capacity to detect the disease in case of low parasitaemia. The cases of false positives are noticed on patients who practice self-medication and even after healing due to the persistence of HRP2 antigen in the blood. However, it remains an interesting alternative for the treatment of malaria. At end of our study, we suggest the use of RDTs in health centers for the reinforcement of microscopy and strengthen staff training in the management of malaria cases.
Key words: rapid diagnostic test, Histidin-Rich Protein-2, Thick Smear
N° NOM et Prénoms Matières enseignées
01 ABLEY Sylvestre Déontologie Médicale
02 ADOMOU Alain Physique
03 AGBANGLA Clément Génétique Moléculaire
04 AGOUA Jean Informatique
05 AHOYO Théodora Angèle Microbiologie/ Santé Publique et Hygiène Hospitalière
06 AKAKPO B. Huguette Education Physique et Sportive 07 AKOGBETO Martin Entomologie Médicale
08 AKPOVI Casimir Biologie Cellulaire / Physiologie humaine / Biochimie métabolique
09 ALITONOU Alain Guy Chimie Générale / Chimie Organique
10 ANAGO Eugénie Biochimie Structurale / Biochimie Clinique / Biologie Moléculaire
11 ANAGONOU Sylvère Education Physique et Sportive 12 ATCHADE Pascal Parasitologie / Mycologie
13 AVLESSI Félicien Chimie Générale / Chimie Organique 14 BANKOLE Honoré Bactériologie / Virologie
15 DARBOUX Raphaël Histologie Appliquée
16 DESSOUASSI Noel Biophysique
17 DOSSEVI Lordson Techniques Instrumentales
18 DOSSOU Cyriaque Techniques d’Expression et Méthodes de Communication
19 DOUGNON T. Victorien Microbiologie / Méthodologie de la recherche
20 HOUNNON Hyppolite Mathématiques
LISTE DES ENSEIGNANTS DU DEPARTEMENT DE GENIE DE BIOLOGIE HUMAINE (GBH)
Réalisé par AKADIRI Rèmilèkoun Ziyadath Page 5 21 HOUNSSOSSOU Hubert Bio statistique et Epidémiologie
22 LALLY Armel Législation et Droit du travail
23 LOKO Frédéric Biochimie Clinique
24 LOKOSSOU Gatien Immunologie / Immunologie-Pathologie
25 LOZES Evelyne Immunologie / Immuno-Pathologie / Equipements biomédicaux
26 MASSOULOKONON Vincent Histologie Générale 27 OGOUDIKPE Nicarette Informatique médicale
28 SECLONDE Hospice Transfusion Sanguine
29 SEGBO. Julien Biochimie / Biologie Moléculaire
30 SENOU Maximin Histologie Appliquée
31 TOPANOU Adolphe Hématologie / Hémostase et pharmacologie
32 SOEDE Casimir Anglais
33 YOVO K. S. Paulin Pharmacologie / Toxicologie
34 TOHOYESSOU Zoé Soins infirmiers
A tous les scientifiques qui œuvrent pour le bien-être des populations ; DEDICACE
Réalisé par AKADIRI Rèmilèkoun Ziyadath Page 7 A Dieu le tout miséricordieux, le très miséricordieux
Pour sa grâce infinie dontj’ai été comblée tout au long de ma formation.
A mes chers parents,
Ceci est une occasion pour vous témoigner ma profonde gratitude pour vos conseils, vos prières, efforts et sacrifices que vous avez faits pour mon épanouissement. Que le Tout Puissant vous accorde une longue vie et une santé inébranlable, qu’il vous comblede bénédictions. Recevez à travers ce travail toute ma gratitude et tout mon amour.
A tous mes tantes et mes oncles,
Vous tous qui m’avez toujours soutenu de diverses manières depuis le début ! Recevez ici mes sincères remerciements.
A mes frères etsœurs,
Même de loin vous jouez votre rôle d’ainé, puisse le seigneur nous unir d’avantage et nous protège etque ce travail soit pour vous le fruit d’une motivation continue et d’une ambition de réussite.
A mes cousins et cousines,
Puisse ce travail être pour vous le fruit des efforts ensemble consentis. Que DIEU nous unisse d’avantage.
A M. DEGBELO Jean Eudes,
Vous avez su vous rendre disponible pour nous accueillir chaleureusement en tant que Responsable du laboratoire de CHUZ/Abomey-Calavi et vous avez accepté de nous encadrer pour cette étude. Nous vous remercions pour votre rigueur scientifique, votre franchise et vos nombreux conseils avisés. Merci pour tous les moyens mis à notre disposition pour la réussite de notre stage.
REMERCIEMENTS
A tout le personnel du laboratoire de CHUZ/Abomey-Calavi pour vos compétences techniques transmises et pour votre soutien dans la réalisation de ce travail.
A mes camarades de promotion !
Je m’en voudrais de ne pas vous témoigner ma profonde gratitude.
Le présent document estle couronnement de trois années de formations à l’Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi (EPAC). Ce travail a été réalisé grâce à la collaboration et au soutien d’un certain nombre de personnes auxquelles nous nous reconnaissons redevables :
Au Dr ATCHADE S. Pascalqui en dépit de ses multiples occupations, s’est imposé le sacrifice d’assurer la direction de ce mémoire, pour son encadrement et ses orientations qui nous ont permis de réaliser ce travail.
Aux Enseignants du Département de Génie de la Biologie Humaine et aux autorités de l’EPAC, pour leurs enseignements de qualitéqui font de nous aujourd’hui Biologiste médical. Vous nous avez donné une formation soutenue, riche de savoir, de savoir‐faire et de savoir‐être. Que ce travail soit pour nous, l’élément propulseur qui nous permettra de suivre vos traces.
Nous n’oserons plus citer de noms de peur d’en oublier. Que donc tous ceux qui, d’une manière quelconque, ont contribué à ce modeste travail, ceux qui ont œuvré pour notre éducation trouvent ici notre profonde gratitude
Ziyadath AKADIRI
Réalisé par AKADIRI Rèmilèkoun Ziyadath Page 9
A son Excellence Monsieur le Président du Jury
Je vous exprime mes vives gratitudes pour l’honneur que vous nous faites en acceptant de présider le jury de notre soutenance. Permettez-nous d’exprimer notre grande considération à votre endroit.
Nous tiendrons compte de vos remarques pour améliorer la qualité de ce travail.
Respectueux hommages !
Aux Honorables Membres du Jury
Pour avoir accepté de siéger dans ce jury et de juger ce rapport à sa juste valeur, nos hommages à vous. Nous serons ravis de vos critiques qui certainement contribueront à parfaire la présentation de ce travail.
Veuillez trouver ici, l’expression de notre profonde gratitude et de notre sincère considération.
HOMMAGES
Ac Anticorps
Ag Antigène
CHUZ Centre Hospitalier Universitaire de Zone EDTA Ethylène Diamine Tétra Acétique
FS Frottis Sanguin GE Goutte Epaisse
HRP2 Histidine-Rich Protein-2 LDH Lactate Déshydrogénase
MIILD Moustiquaire Imprégnée d’Insecticides à longue Durée d’action µL Microlitre
OMS Organisation Mondiale de la Santé Pf Plasmodium falciparum
QBC Quantity Buffy Coat
pLDH Plasmodium Lactatate déshydrogénase
PNLP Programme National de Lutte Contre le paludisme
PCR Polymérase Chain Réaction (réaction de polymérisation en chaine) Se Sensibilité
Sp Spécificité
Spp Plasmodium Pan Spécifique TDR Test de Diagnostic Rapide VPP Valeur Prédictive Positive VPN Valeur Prédictive Négative
LISTE DES SIGLES ET ABREVIATONS
Réalisé par AKADIRI Rèmilèkoun Ziyadath Page 11 TABLEAUX
Tableau 1 : Résultat global de la GE et du TDR. ... 30 Tableau 2: Synthèse des résultats des deux techniques : SD BIOLINE Malaria et de la goutte épaisse. ... 30 Tableau 3: Résultats obtenus pour la mesure de la validité intrinsèque et extrinsèque du test SD BIOLINE Malaria. ... 31 Tableau 4 : Tableau récapitulatif des résultats des calculs du test rapide SD BIOLINE Malaria Ag Pf. ... 31 Tableau 5 : Sensibilité du TDR SD BIOLINE Malaria en fonction de la parasitemie ... 32
FIGURES
Figure 1:Image de l’anophèle... 16 Figure 2: Cycle biologique du plasmodium ... 18 Figure 3: Examen microscopique de P. falciparum sur une goutte épaisse... 20 Figure 4: Trophozoïtes de Plasmodium falciparum sur un frottis sanguin coloré au MGG.... 20 Figure 5 : Une cassette de TDR Combo Pf/Pan ... 21
LISTE DES TABLEAUX ET FIGURES
SOMMAIRE
INTRODUCTION... 13 PREMIERE PARTIE : GENERALITES SUR LE PALUDISME ... 15 DEUXIEME PARTIE : CADRES, MATERIELS ET METHODOLOGIE DE TRAVAIL ... Erreur ! Signet non défini.
TROISIEME PARTIE : RESULTATS ET DISCUSSION ... Erreur ! Signet non défini.
CONCLUSION ... 35 SUGGESTIONS... 36 REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ... 37
Réalisé par AKADIRI Rèmilèkoun Ziyadath Page 13
Introduction
Le paludisme constitue un véritable problème de santé publique dans le monde, particulièrement dans les régions tropicales. Selon le rapport annuel 2011 de l’OMS les estimations font état de 216 millions d’épisodes palustres en 2010, dont 81% dans la région Afrique de l’OMS, soit 174 millions de cas (Coulibaly et al, 2012). Au Bénin, comme dans la majorité des pays au sud du Sahara, le paludisme demeure la première cause de morbidité dans la population générale (41 % de prévalence) et de mortalité dans les groupes vulnérables, à savoir les enfants de moins de cinq ans et les femmes enceintes. La maladie représente 39,7%
des causes de recours aux soins dans les formations sanitaires et se situe au premier rang des principales affections dont souffrent les communautés en 2014. Chez les enfants de moins de 5 ans ce pourcentage est de 56,1%. Le paludisme est la première cause d’hospitalisation 29,2%
et de décès 26,0% au cours de la même année [annuaire statistique PNLP, 2014].
La prise en charge précoce (en moins de 24 heures après le début de la maladie) fait partie des points essentiels de la lutte vers le contrôle ou l’élimination du paludisme. La microscopie reste la référence pour le diagnostic parasitologique du paludisme. Mais il est difficile d’en avoir accès à cause du faible taux d’électrification en Afrique, ou du manque de matériels ou d’approvisionnement en réactifs. De plus, les formations sanitaires n’ont pas toujours la capacité d’effectuer un diagnostic microscopique de qualité faute de personnels médicaux qualifiés ou à cause de surcharge de travail. Une goutte épaisse lue par un personnel qualifié est positive même si la parasitémie est basse entre 5 et 10 plasmodies/µL de sang. Mais avec les conditions sur le terrain, elle détecte une parasitémie à partir de 100 plasmodies/µL.
Ainsi, vers la fin des années 90, l’OMS s’est intéressée au test de diagnostic rapide du paludisme(TDR).
Depuis le début de l’année 2010, l’OMS a recommandé une confirmation parasitologique rapide par un examen microscopique ou par un TDR, moins de 2 heures après l’arrivée en consultation, avant tout traitement, dans tous les cas suspects de paludisme (Rakotoarivelo et al, 2012). Les TDRpeuvent être utilisés dans les endroits où l’accessibilité à des examens de laboratoire est impossible, et directement à l’endroit où le patient est pris en charge. La disponibilité actuelle d’un outil facile à utiliser, le TDR, constitue un nouvel élan dans la marche vers l’élimination du paludisme.
Pour vérifier la conformité des résultats de ce test avec ceux de la microscopie, dans les conditions de travail du CHUZ/Abomey Calavi, il faut mener des études de cas complémentaires à celles déjà effectuées. D’où le thème : Performance diagnostique de la goutte épaisse et du TDR SD BIOLINE Malaria Ag Pf en milieu pédiatrique du CHUZ/Abomey Calavi. Cette étude contribuera à l’amélioration de la prise en charge du malade par le clinicien. Pour y parvenir nous proposons de : faire une comparaison entre les résultats de la goutte épaisse et ceux du test rapide TDR SD BIOLINE Malaria Ag Pf dans le diagnostic biologique du paludisme. Les objectifs poursuivis dans le présent travail se présentent comme suit :
Objectif général
Analyser l’efficacité des techniques de la GE et du SD BIOLINE Malaria dans la prise en charge du paludisme chez les enfants moins de 5 ans du CHUZ/Abomey Calavi ;
Objectifs spécifiques
Comparer les résultats obtenus du TDR SD BIOLINE Malaria Ag Pf et de la goutte épaisse au CHUZ/Abomey Calavi ;
Préciser les performances de la Goutte Epaisse et du TDR SD BIOLINE dans le diagnostic du paludisme.
Cette étude, s’articulera autour des pointsci-après :
La première partie est consacrée aux généralités sur le paludisme. La deuxième partie a traité du matériel et les méthodes de travail suivie de la troisième partie, qui a pris en compte les résultats commentés, la discussion et la conclusion.
Réalisé par AKADIRI Rèmilèkoun Ziyadath Page 15 1. GENERALITES SUR LE PALUDISME
1.1. DEFINITION ET HISTORIQUE
Le paludisme ou malaria, est la première endémie parasitaire mondiale. C’est une érythrocytopathie fébrile provoquée par des protozoaires du genre Plasmodium (P.) et transmise par la piqûre d’un insecte vecteur, l’Anophèle. Quatre espèces sont responsables de la maladie chez l’homme; P. falciparum est la plus fréquente et la plus redoutable. Les 3 autres espèces sont P. ovale, P. vivax et P. malariae. Récemment, P. knowlesi, espèce proche de P. malariae et connue antérieurement chez le singe, a été rapportée chez l'homme en Asie du Sud-Est (Siala et al, 2010). La cause de cette maladie a été découverte à la fin du XIXème siècle par le français Alphonse LAVERAN (1845-1922), médecin militaire en Algérie. Il découvre en 1878, dans le sang des malades atteints de paludisme, un organisme microscopique particulier, qu’il nomme hématozoaire (« animal du sang »), dont la présence est associée à la survenue d’un accès de fièvre. Il confirme son observation chez des malades de la région Rome en 1882 et rend sa découverte publique. Jusqu’en 1889, cette découverte est critiquée avant d’être progressivement admise. Les modalités de transmission du parasite par l’insecte vecteur, sont par la suite démontrées par le britannique Ronald Ross en 1895.Son travail, fondateur de la parasitologie moderne, et largement conduit sur le terrain, se poursuit avec une démarche analogue sur le trypanosome, agent de parasitoses animales et humaines dont la Maladie du Sommeil en Afrique, à partir de 1900. L’ensemble des travaux lui valut le prix Nobel de physiologie et médecine en 1907 (Clarisse, 2015).
1.2. EPIDEMIOLOGIE
Le paludisme reste, au plan mondial, un problème majeur de santé publique avec 3,3 milliards de gens exposés dans 90 pays d’endémie, environ 225 millions de cas en 2009, et près d’un million de morts par an, dont 91 % en Afrique et 85 % chez desenfants de moins de cinq ans. Néanmoins,dès 2005, sous l’impulsion de l’Organisation mondiale de la santé (OMS), du partenariat Roll Back Malaria et des États concernés, on assiste à une amélioration qui devient perceptible, puisque le nombre de décès est en baisse, estimé à 781 000 en 2009. Ce programme a nécessité 1,5 milliard de dollars en 2009, et nécessiterait idéalement six milliards en 2010 (Bruneel, 2012).
1.2.1. Agents pathogènes
Les hémosporidies, appartenant au genre Plasmodium, sont de protozoaires parasites des mammifères et des oiseaux, dont il existe quatre espèces pathogènes pour l’homme.
Notons qu’une 5ème espèce est découverte récemment.
Plasmodium falciparum (agent de la fièvre maligne); il est le plus redoutable et le plus intensément implanté. Il est l’agent du paludisme « des tropiques », celui qui tue. Son incubation est de 7 à 12 jours. Il est responsable de la fièvre tierce maligne, de l’accès pernicieux et, indirectement, de la fièvre bilieuse hémoglobinurique. Il évolue d’une seule tenue, sans rechutes.
Plasmodium vivax (agent de la fièvre tierce bénigne) ;
Plasmodium ovale (agent de la fièvre tierce bénigne) ;
Plasmodium malariae (agent de la fièvre quarte).
Plus une 5ème découverte récente: Plasmodium knowlesi (1927) (Abdoul et Ulrich, 2015).
1.2.2. Vecteur du paludisme
Le vecteur principal du paludisme est l’anophèle. C’est un moustique fortement anthropophile. Les femelles hématophages assurent la transmission de la malade. La femelle est fécondée 48 heures au plus après son éclosion. Elle prend son premier repas sanguin et si elle s’infecte, elle le restedurant toute sa vie. Elle ne pique que le soir et la nuit. Quatre espèces anophéliennes sont vectrices de la maladie : An.Gambiae, An. Arabiensis, An.Funestus et An.
Mascarensis.
Les adultes ont des ailes recouvertes d’écailles, définissant le long du bord antérieur une alternance de taches claires et sombres. (Figure N°1).Lorsqu’une femme enceinte est infectée, elle contamine son enfant.
Figure 1:Image de l’anophèle
Réalisé par AKADIRI Rèmilèkoun Ziyadath Page 17 1.2.2.1 Cycles du parasite
Le cycle du Plasmodium est complexe et comporte deux étapes essentielles : une phase asexuée chez l’homme, et une phase sexuéechez le moustique. (Figure N°2)
Le cycle chez l’homme
Au cours de la piqûre, un moustique infesté injecte dans un capillaire des sporozoïtes, formes infestantes contenues dans ses glandes salivaires. Ces sporozoïtes ne font que transiter une demie heure dans les capillaires sanguins et, en 24 heures gagnent le foie. Ils pénètrent dans les hépatocytes. Leur développement et leur multiplication repoussent en périphérie le noyau de la cellule et finit par constituer une masse multi nucléée appelée schizonte ou corps bleu. La cellule éclate, libérant de nombreux mérozoïtes. Certains parasites restent quiescents dans l’hépatocyte, sans se transformer en corps bleu (hypnozoïtes). Après un temps variable, génétiquement déterminé, ils entrent en division. Ce phénomènen’existe que dans les espèces P. vivax et P. ovale expliquant les accès de reviviscence tardifs. Les mérozoïtes libérés gagnent la circulation sanguine, pénètrent par endocytose dans une hématie et deviennent chacun un trophozoïte. Celui-ci se développe, grossit et son noyau se divise. Il en résulte un schizonte, qui se charge progressivement d’un pigment spécifique d’origine parasitaire, l’hémozoïne ou pigment malarique. La multiplication des noyaux forme dans l’hématie un corps en rosace.
Parallèlement, apparaissent dans l’hématie selon l’espèce plasmodiale en cause, des granulations de Schüffner (P. vivax, P. ovale), des taches de Maurer (P. falciprum) ou des ponctuations de Ziemann (P.malariae). Le corps en rosace, dilaté et mûr, éclate ; cet éclatement est contemporain de l’accès thermique clinique. L’hémozoïne libérée est phagocytée par des leucocytes polynucléaires ou mononucléaires qui deviennent mélanifères. Ils déversent cette charge pigmentaire dans les tissus, au niveau des cellules du système monocytemacrophage (cellules de Küpfer du foie et histiocytes de la rate). Les mérozoïtes libérés vont parasiter une hématie vierge et poursuivre le cycle intra-érythrocytaire ; chaque cycle schizogonique dure 48 heures (fièvre tierce) ou 72 heures (fièvre quarte). Après plusieurs schizogonies, apparaissent dans les hématies des éléments à potentiel sexué, les gamétocytes, qui ne poursuivront leur développement que s’ils sont absorbés par un anophèle femelle. Ainsi, chez l’homme, on distingue deux cycles : l’un exo-érythrocytaire intra-hépatique, l’autre intra-érythrocytaire. Ces deux cycles sont asexués ou schizogoniques.
Le cycle chez l’anophèle (cycle sexué ou sporogonique)
Lorsqu’un anophèle femelle absorbe le sang d’un paludéen, il peutingérer des gamétocytes et le cycle se poursuit. Les gamétocytes absorbés, à potentiel sexuel mâle ou femelle parviennent dansl’estomac du moustique et se transforment en gamètes. Le gamètemâle subit un processus d’ex flagellation après lequel les gamètes femelles sont fécondés (gamogonie). Il en résulte un oeuf, encore appelé oocinète ; cet oeuf s’implante sous la paroi de l’estomac dumoustique en formant l’oocyste dans lequel, par divisions, s’individualisent les sporozoïtes (sporogonie).
Comme au cours desprocessus, c’est l’éclatement de la cellule hôte ou de l’oocyste forméqui libère les éléments mobiles. Ces sporozoïtes gagnent préférentiellement les glandes salivaires du moustique. A partir de ce réservoir, ils pourront être injectés avec la salive lors d’une piqûre infestante. Chez le moustique, l’ensemble de ce cycle se déroule en 10 à 40 jours, selon la température extérieure et les espèces en cause (Prisca et Sylvie, 2010).
Figure 2: Cycle biologique du plasmodium
1.3. DIAGNOSTIC DU PALUDISME 1.3.1 Diagnostic clinique
Les manifestations du paludisme apparaissent environ 10–15 jours après une piqure par
Réalisé par AKADIRI Rèmilèkoun Ziyadath Page 19 arthralgies, céphalées, anorexie et fièvre peu élevée. Ces troubles peuvent persister pendant 2–
3 jours avant la survenue d’un paroxysme aigu. Une crise aigüe commence par des frissons puis, dans les 30–60 minutes, une fièvre apparait en association à une tachycardie, des sueurs profuses, des céphalées, un malaise et des myalgies. Les patients peuvent également présenter des nausées, des vomissements, une diarrhée peu sévère, des douleurs abdominales, des bouffées vasomotrices et une sécheresse cutanée. Une fièvre élevée persiste pendant plusieurs heures puis est suivie par une période de sudation intense. Tandis quel’infestationnon traitée progresse, la rate augmente progressivement de volume et l’anémie s’aggrave (Akato et Davidson H., 2008).
1.3.2 Diagnostic biologique du paludisme
L’examen microscopique certifie le diagnostic du paludisme en mettant en évidence le parasite dans le sang circulant. Il doit être réalisé avant tout traitement antipaludique et immédiatement sans attendre un pic thermique. Le sang est recueilli par ponction veineuse sur tube contenant un anticoagulant (EDTA) ce qui permet de multiplier les techniques diagnostiques avec le même prélèvement. Les étalements peuvent être réalisés à partir d’un prélèvement capillaire par piqûre au bout du doigt.L’examen microscopique du FS et la GE est la technique de référence préconisée par l’OMS (Gold Standard). Il a une bonne sensibilité et une bonne spécificité pour la détection du Plasmodium. Il permet un diagnostic rapide et un contrôle de l’efficacité du traitement antipaludique par le suivi de la parasitémie (Siala et al, 2010). .
a) La Goutte Epaisse
La goutte épaisse est une méthode de concentration qui permet de trouver les parasites même s’ils sont rares. Cette technique très ancienne réalise un micro concentration, et reste la méthode de référence. Elle consiste à examiner quelques microlitres (µl) de sang après hémolyse des globules rouges et coloration selon la méthode de May-Grunwald Giemsa (MGG). C’estune excellente technique mais dont la réalisation est un peu délicate et nécessite une bonne expérience pour la lecture. Un résultat positif est lié à la présence des parasites.
Cependant, l’identification de l’espèce est difficile.
Figure 3: Examen microscopique de P. falciparum sur une goutte épaisse b) le frottis sanguin
Le frottis sanguin doit être effectué avec soin de manière à ne comporter qu’une couche cellulaire. Il permet de faire le diagnostic de l’espèce. La lame est colorée selon la méthode de May-Grunwald Giemsa après fixation à l’alcool. (Pas d’hémolyse dans cette technique). Si la coloration est bonne: les noyaux sont roses, les cytoplasmes bleus clairs, les vacuoles incolores et le pigment noir. Le cytoplasme de l’hématie parasitée est rose. Les granulations quand elles existent sont, de couleur brune (Clarisse, 2015).
Figure 4: Trophozoïtes de Plasmodium falciparum sur un frottis sanguin coloré au MGG.
c) Technique de QBC (Quantitative Buffy coat).
Le QBC Malaria test est d’apprentissage facile et de réalisation rapide ; il constitue actuellement le meilleur test de dépistage pour des biologistes non spécialisés et pour les structures traitant un grand nombre de recherche de Plasmodium.
Malheureusement, son emploi nécessite un matériel et des réactifs coûteux ce qui limite son utilisation. Il ne permet pasnon plus le diagnostic d’espèceet le calcul de la parasitémie.
Réalisé par AKADIRI Rèmilèkoun Ziyadath Page 21 d) PCR (Réaction à la chaine polymérase)
L’amplification génique par PCR est la technique la plus utilisée. C’est la technique la plus sensible qui permet de détecter de très faibles parasitémies de l’ordre de 0.3parasite/μl de sang avec une possibilité de quantification del’ADN plasmodial en utilisant la PCR quantitative. La PCR a également une excellente valeur prédictive négative avec une spécificité absolue si elle est réalisée dans de bonnes conditions. En dépit de ses avantages, la biologie moléculaire ne peut remplacer en pratique courante les méthodes classiques de diagnostic du paludisme dans la pratique courante en raison du temps de réalisation relativement long, non compatible avec l’urgence du diagnostic du paludisme (Siala et al, 2010).
1.3.3. Diagnostic indirect
Les Tests de Diagnostic Rapide du paludisme (TDR)
Un TDR est un test immunochromatographique détectant la présence des antigènes spécifiques de Plasmodium sp dans le sang en 10 à 15 mn. Il se présente sous la forme d’une cassette en plastique oud’une carte qui contient une bandelette de nitrocellulose. Un anticorps spécifique de Plasmodium sp cible (Ac lié) est lié à la bandelette de nitrocellulose sur une fine ligne (test) et un anticorps ou antigène spécifique de l’anticorps marqué sur la ligne contrôle. L’anticorps libre marqué (Ac marqué) au colorant fluorescent, spécifique de Plasmodium sp cible est placé sur une des extrémités de la bandelette. Sur la même extrémité est déposée la goutte de sang puis la solution tampon. Le mélange migre le long de la bandelette. Une partie de l’anticorps libre marqué (Ac marqué) est toujours capturé sur la ligne contrôle (contrôle positif). Si un antigène spécifique de Plasmodium sp cible (Ag cible) est présent, il se fixeraavec l’anticorps libre marqué (Ac marqué) au colorant fluorescent. Puis le couple Ag cible-Ac marqué sera capturé par l’anticorps lié sur la ligne test (test positif). Les TDR disponibles actuellement utilisent du sang ou du plasma, mais des études prometteuses ont rapporté la possibilité de détecterl’Ag HRP2 dans la salive.
Figure 5 : Une cassette de TDR Combo Pf/Pan
Différents types de TDR
Les TDRdisponibles actuellement détectent 3 types d’antigènesspécifiques de Plasmodium sp:
-L’histidine-rich protein 2 (HRP2) : un antigène spécifique de P. falciparum. Il peut persister dans l’organisme jusqu’à la3ème semaine après la guérison du paludisme.
- Le plasmodium lactate deshydrogenase (pLDH) : un antigène pan-spécifique des 5 espèces plasmodiales (P. falciparum, P. vivax, P. ovale, P. malariae, P. knowlesi) ou spécifique de P.
falciparum, ou spécifique de P. vivax. Il disparait rapidement après le traitement.
- L’aldolase : un antigène pan-spécifique des 4 espèces plasmodiales. Il disparait rapidement après le traitement.
Plusieurs types de TDRexistent en fonction du nombre d’antigènesspécifiques de Plasmodium sp qu’ils détectent. Un test détecte soit un seul type d’antigène, soit deux ou trois antigènes différents. Ces derniers sont appelés les tests Combo.
169
Avantages de l’utilisation duTDR L’utilisation deTDR :
- n’a besoin ni de matériels complexes ni d’électricité. LeTDR est facile à réaliser,
- permet une meilleure prise en charge des malades fébriles.La mise en route d’un traitement antipaludique se fait dans un meilleur délai en cas de positivité du test,
- évite l’administration inutile d’un traitement antipaludique,
- améliore la notification des cas de paludisme qui influencera sur la fiabilité des données de surveillance. Ce d’autant que l’on a besoin de ces données pour mettre un pays dansla phase de contrôle ou d’élimination du paludisme.
Limites du TDR
L’examen microscopique reste la référence pour le diagnostic du paludisme. Les limites du TDR sont comparées à celui-ci:
- La densité parasitaire ne peut pas être quantifiée par le TDR
- Toutes les espèces plasmodiales ne peuvent pas être différenciées par le TDR. On distingue habituellement P. falciparum et P. vivax
- Les TDR ne permettent pas de distinguer les stades de parasites
Réalisé par AKADIRI Rèmilèkoun Ziyadath Page 23 - L’antigène HRP2 persiste jusqu’à 3 semaines après untraitement et une clairance parasitaire.
Il est difficile dans ce cas de faire la différence entre la rechute, la résistance aux antipaludiques et la cinétique normale de HRP2.
- Les TDR ne permettent pas de suivre la guérison du paludisme (Siala et al, 2010).
1.4. Critères de choix d’un test de diagnostic
Le choix d’un TDR doit tenir compte de sa sensibilité, sa spécificité, sa stabilité, sa facilité d’utilisation, de son principe de détection des antigènes et de son coût. La pertinence des TDR spécifiques de P.falciparumou spécifiques d’autres espèces plasmodiales, et des tests pan-spécifiques varie en fonction de la zone d’intervention et avec la prévalence relative des différentes espèces plasmodiales humaines de la région (Clarisse, 2015)
2. MATERIEL ET METHODES 2.1.Cadre de travail
Cette étude a été rendue possible grâce à deux cadres : l’un institutionnel et l’autre technique.
2.1.1 Cadre institutionnel
Le cadre institutionnel étant ici l’Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi, plus précisément le département de Génie de Biologie Humaine où nous avons eu à suivre notre formation pendant trois ans.
2.1.2 Cadre technique
Les stages se sont déroulés essentiellement dans le laboratoire de l’Hôpital de Zone d’Abomey-Calavi/ Sô-ava, du 20 Juin au 20 Septembre 2016. La présente étude a été rendue possible grâce à deux cadres: l’un institutionnel et l’autre technique.
2.1.3Historique de l’CHUZ-AC/SA
AuBénin, selon la pyramide sanitaire, chaque zone sanitaire doit être dotée d’un centre de référence. C’est dans cette optique, que la construction de l’hôpital de zone d’Abomey - Calavi /Sô-Ava a démarré au cours de l’année 2000 pour couvrir les communes d’Abomey- Calavi et de Sô-Ava. Il a été inauguré le 12 Mai 2003, et mis en service le 18 Août 2003.
L’CHUZ-AC/SA est une structure périphérique de la pyramide sanitaire. Il est placé sous la tutelle administrative du Ministère de la Santé et dépend directementde la DDS de l’Atlantique et du Littoral. Il est situé à environ 30km de Cotonou dans la commune d’Abomey-Calavi. Il fait face à la station terrienne de l’ex-Office des Postes et Télécommunications et s’étend sur une superficie de six (06) hectares soixante-dix-sept (77) ares.
2.1.4 Les différents services du l’CHUZ-AC/SA
L’CHUZ-AC/SA est subdivisé en deux blocs: le bloc administratif et le bloc technique.
Le bloc technique regroupe les services cliniques et paracliniques :
Les services cliniques comprennent: la médecine, la pédiatrie, la chirurgie + le bloc opératoire, la maternité, l’ophtalmologie, la stomatologie, le service des urgences, le
Réalisé par AKADIRI Rèmilèkoun Ziyadath Page 25
Les services paracliniques aident les services cliniques dans leurs tâches. Nous dénombrons les services suivants: la kinésithérapie,l’imagerie médicale, la pharmacie, le service social etle laboratoire d’Analyses Médicales, lieu de notre stage.
Laboratoire de l’CHUZ-AC/ SA comprend :
une salle de prélèvement ;
une première salle de manipulation qui regroupe les sections d’hématologie, d’immuno- hématologie, de bactériologie, de parasitologie;
une deuxième salle de manipulation qui regroupe les sections de biochimie, de sérologie.
Le laboratoire dispose d’une banque de sang pour le stockage et la cession des poches de sang, d’une salle de garde, d’unetoilette, d’un bureau pour le responsable, d’un vestiaire et d’un hall d’attente.
2.2. Méthodesd’étude 2.2.1 Type de l’étude
Il s’agit d’une étude transversale, descriptive et comparative de type évaluatif qui vise à mesurer les performances diagnostique de la goutte épaisse et d’un test de diagnostic rapide SD BIOLINE Malaria Ag P f.
2.2.2. Echantillonnageet critères d’inclusion des malades
L’étude a porté sur 200 patients admis au CHUZ/Abomey- Calavi/ Sô-ava pour raison d’accès palustre. Les sujets inclus dans cette étude sont des enfants filles ou garçon âgés de moins de 05 ans chez qui on note une fièvre et pour qui l’examen de la goutte épaisse a été demandé pour confirmation du Test de Diagnostic Rapide (TDR) préalablement réalisé. Dès qu’un sujet répond ànos critères nous procédons au prélèvement veineux ou capillaire pour les manipulations subséquentes. Les sujets non inclus danscette étude sont ceux admis à l’hôpital pour des raisons de santé autres que le paludismeet n’ayant pas l’âge considéré.
2.2.3. Démarche technique
Al’arrivé du patient, les cliniciens font le test de diagnostic rapide et qu’il soit positif ou non, ils attendent le résultat de la goutte épaisse pour confirmation.
2.2.3.1 .Le prélèvement
Nous faisons un prélèvement capillaire chez les patients ayant seulement la goutte épaisse comme examen et un prélèvement par ponction veineuse au pli du coude pour les patients ayant en plus de la GE/DPd’autres examens.
Prélèvement veineux
Après avoir apprêté le matériel, nous installons le patient. Le garrot est ensuite attaché à son bras. A l’aide d’un coton imbibé d’alcool iodé, nous désinfectons la peau à l’endroit choisi pour la piqûre. Nous adaptons l’aiguille au tube EDTA le biseau tourné vers le haut et nous l’enfonçonsdans la veine choisie.
Prélèvement capillaire
Après avoir apprêté le matériel, nous installons le patient. Nous désinfectons le 4ème doigt (l’annulaire) de la main gauche. A l’aide d’une lancette nous piquons l’endroit choisi. Nous essuyons la première goutte avant de recueillir une goutte sur une lame porte-objet
2.2.3.2 Confection du frottis et de la goutte épaisse - Réunir le matériel
- Dégraisse les lames
- Diluer le colorant au 10ème
Frottis sanguin
Pour confectionner un frottis il faut qu’une petite goutte de sang soit posée à quelques centimètres d’un des bords d’une lame porte-objet propre déjà numérotée. Nous mettons ensuite une lamelle de manière à ce qu’elle forme une inclinaison de 45 degrés avec la lame. Nous attendons que le sang se répande le long du bord de la lamelle puis nous menons la lamelle inclinée vers l’autre extrémitélibre de la lame porte-objet en entraînant derrière elle le sang qui s’étaleen couche d’épaisseur mince. Le mouvement doit être régulier et ininterrompu jusqu’à épuisement de la goutte de sang lorsque le frottis est correctement fait.
Goutte épaisse
Pour obtenir une bonne goutte épaisse, il est conseillé de la réaliser de la façon suivante :
Réalisé par AKADIRI Rèmilèkoun Ziyadath Page 27 En utilisant le coin de la lamelle qui sert à confectionner le frottis, réunir rapidement les gouttes de sang et les étaler de façon à en faire une couche épaisse régulière. Le sang ne doit pas être trop remué ; 3 à 6 mouvements suffisent pour donner à la goutte une forme circulaire d’environ 1cm de diamètre.
NB : Le frottis et la goutte épaisse sont réalisés sur la même lame.
Après la réalisation nous laissons sécher les frottis en les posant de façon horizontale sur la paillasse bien nettoyée à l’abri des mouches, de la poussière et d’une forte chaleur pour permettre un séchage uniforme de la goutte, ensuite nous écrivons à l’aide du crayon gras sur la partie la plus épaisse du frottis le numéro du patient et la date, avant de passer à la coloration.
Coloration des lames et lecture
La recherche de l’hématozoaire se fait après la coloration des lames au Giemsa, qui se fait de la manière suivante :
- Fixer les frottis avec le méthanol 70° pendant 2 à 3 minutes en évitant le contact de la goutte épaisseavec l’alcool ;
- Placer les lames sur la baguette de coloration en s’assurant que lesgouttes épaisses sont du même côté ;
- Recouvrir entièrement les lames de quelques gouttes de Giemsa dilué au dixième avec de l’eau de robinet. Laisser agir pendant 10 à 15minutes ;
- Rejeter délicatement le colorant et rincer doucement les lames avec l’eau du robinet en versant l’eau du côté où se trouvent les frottis pour nepas abîmer les gouttes épaisses ; - Egoutter les lames sur du papier cellulose ;
- Laisser sécher à la température du laboratoire en les déposant dans les fentes du râtelier à lames à l’air libre après avoir essuyé leur derrière avec du coton imbibé d’alcool.Après le séchage des lames, passer à l’observation microscopique à l’objectif à immersion x 100.
- Etablir la densité parasitaire selon la recommandation de l’OMS La densité parasitaire sur la GE se calcule de la manière suivante :
=
6000 : le nombre de leucocytes/ μlde sang chez un sujet normal.
X : nombre de leucocytes comptés.
Y : nombre de parasites comptés.
Résultat en parasites /μl.
2.3 Réalisation du TDR - réunir le matériel de TDR ;
- se laver les mains et porter des gants ;
- vérifier la date de péremption des cassettes et la couleur des conservateurs ;
- s’assurer que tous les éléments sont à la température ambiante juste avant la réalisation du test ; retirer la cassette de sa poche ;
- étiqueter la cassette.
- en utilisant la pipette fournie, prélever le sang en piquant le 4ème doigt (l’annulaire) de la main gauche. Essuyer la première goutte de sang. Poser le bout de la pipette sur la goutte de sang et prélever lentement ce dernierjusqu’ à la première ligne(5 microlitres) de la pipette - transférer le sang dans la cassette de test en posant la canule dans le petit orifice et en pinçant
la bulle de la pipette ;
- en tenant le flacon de réactif A verticalement, ajouter doucement 5 gouttes de réactif A dans le grand orifice ;
- attendre 15 minutes avant de lire la réaction
Lecture et interprétation
- Lire les résultats à travers la fenêtre au bout de 15 minutes. Des résultats hautement positifs peuvent apparaître plus vite.
- Quand le test est négatif, une ligne de contrôle rosâtre apparaît. Aucune autre ligne n’apparaît plus.
- Quand le test est positif une ligne de contrôle rosâtre apparaît et une ligne de test rosâtre apparaît en dessous de la ligne de contrôle.
- Quand le test est non valide aucune ligne n’apparaît. Si aucune ligne decontrôle ne se forme, qu’une ligne de test apparaisse ou non, le test est non valide. Dans ce cas, refaire le test avec un nouvel échantillon et une nouvelle cassette.
Réalisé par AKADIRI Rèmilèkoun Ziyadath Page 29 - Après la lecture des résultats, nous notons ceux-ci dans un cahier avant de jeter les cassettes utilisées dans une poubelle. Nous rangeons et nettoyons la paillasse avant de nous laver les mains à nouveau.
2.4 Traitements des données
Les données collectées ont été saisies et analysées à l’aide de logiciels EPI INFO et Excel.
3. RESULTATS ET DISCUSSION
3.1. Résultats
Tableau 1 : Résultat global de la GE et du TDR.
Résultats TDR Goutte épaisse
Effectif Pourcentage (%) Effectif Pourcentage (%)
Positif 93 46,5 89 44,5
Négatif 107 53,5 111 55,5
TOTAL 200 100
L’analysedu tableau 1 montre qu'il y a eu 93 échantillons qui ont donné un résultat positif au test rapide SD BIOLINE Malaria sur les 200 échantillons alors que 89 échantillons sont positifs pour la goutte épaisse.
Tableau 2: Synthèse des résultats des deux techniques : SD BIOLINE Malaria et de la goutte épaisse.
TDR positif TDR négatif Total
GE positif 84 (42%) 5 (2,5%) 89 (44,5)
GE négatif 9 (4,5%) 102 (51%) 111 (55,5)
TOTAL 93 (46,5%) 107 (53,5%) 200 (100)
Nous retenons du tableau 2 que 84 échantillons sont positifs à la fois en GE et au test rapide SD BIOLINE Malaria, 5 échantillons sont positifs pour la goutte épaisse et négatifs au test rapide SD BIOLINE Malaria, 9 échantillons sont négatifs pour la goutte épaisse et positifs au test rapide SD BIOLINE Malaria et enfin 102 échantillons sont négatifs à la fois en GE et au test rapide SD BIOLINE Malaria.
Réalisé par AKADIRI Rèmilèkoun Ziyadath Page 31 Tableau 3: Résultats obtenus pour la mesure de la validité intrinsèque et extrinsèque du test SD BIOLINE Malaria.
Test Maladie présente Maladie absente Total
Test positif 84(vrais positifs) 9(faux positifs) 93
Test négatif 5(faux négatifs) 102(vrais négatifs) 107
Le tableau 3 montre qu'il y a 84 patients malades avec un test SD BIOLINE Malaria positif, 9 patients non malades avec un test SD BIOLINE Malaria positif, 5 patients malades avec un test SD BIOLINE Malaria négatif et enfin 102 patients non malades avec un test SD BIOLINE Malaria négatif.
Tableau 4 : Tableau récapitulatif des résultats des calculs du test rapide SD BIOLINE Malaria Ag Pf.
Indicateur de performance du TDR SD BIOLINE Valeur de l’indication(%)
Sensibilité 94,38
Spécificité 91,89
Valeur prédictive positive 90,32
Valeur prédictive négative 95,32
Taux de faux positifs 9,68
Taux de faux négatifs 4,67
Coefficient de concordance 93
Coefficient Kappa 0,86
Indice de Youden 0,86
Coefficient de Yule 0,99
Le tableau 4 montre la récapitulation des indicateurs de performances du TDR SD BIOLINE.
Tableau 5 : Sensibilité du TDR SD BIOLINE Malaria en fonction de la parasitémie parasitémie (patrasites/l) Goutte épaisse positif TDR positif Sensibilité (%)
[1-100] 1 0 0
[101-200] 4 0 0
[201-500] 35 35 100
[501-1000] 19 19 100
[1001-5000] 12 12 100
>5000 18 18 100
Total 89 84 94.3
En répartissant les 89 échantillons positifs à la goutte épaisse par classe de parasitémie dans le tableau 5, nous constatons que la capacité de détection du paludisme par le TDR (Sensibilité) est nulle pour les parasitémies comprises entre 1et 200et de 100% pour les parasitémies allant de 201 à plus de 500 parasites/l.
Réalisé par AKADIRI Rèmilèkoun Ziyadath Page 33 3.2 DISCUSSION
De nos travaux, les résultats obtenus ont permis d’apprécier toutes les variables prévues dans le cadre de cette étude. Au vu de ce qui précède, les objectifs poursuivis ont été atteints.
La sensibilité et la spécificité du TDR au cours de notre étude étaient respectivement de 94,38%
et 91,89%.
Au regard des travaux réalisés sur la performance du TDR, nous avons constaté que la sensibilité trouvée dans notre étude est inférieur à celle trouvée par d’autres auteurs. Ainsi, Davou Denise en 2011 à Parakou a rapporté une sensibilité de 95,5%, celle de Hounto et al en 2013 à Cotonou, est de 96,3%. Par contre elle est approximativement égale au 94,7 rapporté par Dongmo Tanke Norbert en 2012 au Cameroun avec Diaspot®-Malaria-Pf, un test détectant également la protéine HRP2.
Quant à la spécificité, elle est de 91,89%. Cette valeur obtenue dans notre étude est inférieure à celle rapportée par Hounto et al en 2013 à Cotonou qui avaient trouvé 96,7%.
Nos résultats ont révélé 9 cas de faux positifs, soit 4,5%. Ce taux est inférieur à celui trouvé par HOUESSOUM.Clarisse à l’HIA/CHU-Parakou et àl’CHUZ Bokoen 2015 qui était de 17,1%
avec 34 cas de faux positifs. Par contre il est approximativement égal à celui présenté par l’OMS en 2009 qui était de 4%. Au cours de notre étude, nous avons constaté que ces faux positifs provenaient des patients prélevés après des traitements antérieurs à l’aide d’antipaludiques avant leur admission à l’hôpital. Ces cas de faux positif pourraient être dus à la persistance de la protéine HRP2 dans le sang comme l’ont reconnu plusieurs auteurs (Kyabayinze et al, 2011, Kattenberg et al, 2011). De plus, d’autres facteurs ont été cités comme causes de faux positifs.
Les réactions croisées avec les facteurs rhumatoïdes chez les malades sans paludisme (Iqbal et al, 2000).
Sur un total de 89 échantillons confirmés à la GE, 84 sont positifs au test rapide SD BIOLINE MALARIA. L’étude a révélé 5 cas de faux négatifs, soit 2,5%. Cette valeur est inférieure à celle trouvé par Davou Denise qui était de 3,6% dans ses travaux réalisés à Parakou en 2011. La répartition de la sensibilité du TDR en fonction de la parasitémie nous a permis de constater que les 5 cas de faux négatifs correspondent à des cas de faibles parasitémies. Il apparait ainsi une faible capacité du TDR à détecter la maladie en cas de parasitémie faible tel que l’a notifié l’OMS dans son seuil de détection indiqué dans le bilan des résultats des évaluations des produits soit 200 parasites/L de sang(OMS 2012). En se basant sur les critères d’évaluation
de la performance du TDR, le coefficient Kappa donne 0,86; ce qui signifie une bonne concordance du TDR avec la goutte épaisse. Cette bonne performance est confirmée par l’indice de Youden qui est aussi de 0,86. Le coefficient de Yule retrouvé à 0,99 témoigne de la très forte intensité de la liaison entre la goutte épaisse (GE) et le TDR SD BIOLINE MALARIA.
Toutefois le clinicien doit s’assurer que le patient dont le résultat est positif au TDR n’a pas subi un traitement dans les 15 jours précédant la réalisation du test.
Réalisé par AKADIRI Rèmilèkoun Ziyadath Page 35
Conclusion
Au terme de notre travail, nous retenons que l’efficacité du traitement prescrit par le médecin dépend en grande partie du résultat fourni par le laboratoire. L’efficacité des TDR présente des limites à cause de son incapacité à déterminer la parasitémie d’un patient. La présente étude avait pour objet de comparer les résultats du TDR SD BIOLINE Malaria à celle de la goutte épaisse dans le diagnostic du paludisme. Notre étude a montré que le TDR SD BIOLINE Malaria utilisé, a une bonne performance dans le diagnostic de l’infection à Plasmodium. D’une manière générale, le niveau de performance a été jugé bon car il permet de diagnostiquer 9 cas sur 10 parmi les malades suspectés de paludisme. Les valeurs intrinsèques du TDR SD BIOLINE sont : Sensibilité 94,34% ; spécificité 91,89% ; valeur prédictive positive 90,32% ; valeur prédictive négative 95, 32%, coefficient Kappa de 0,86.
Par conséquent, nous encourageons l’utilisation de ces TDR dans tousles centres de santé aussi bien périphériques que dans les formations sanitaires de référence pour faciliter une prise de décision précoce. Toutefois, l’utilisation de ces tests doit nécessairement être couplée à la microscopie dans ces centres de référence afin d’assurer une bonne prise en charge.
Suggestions
Au terme de notre travail, nos suggestions vont à l’endroit des structures etpersonnes suivantes :
Au ministère de la santé
- Exiger la microscopie à l’appui des TDR Aux techniciensd’analyses biomédicales
- Lire attentivement la notice des TDR avant la réalisation des tests.
A l’endroit des cliniciens
- S’assurer que les patientsdont les TDR sont positifs n’avaient pas subi un traitement il y a environ 15 jours.
Aux autorités de l’EPAC
- Mettre à la disposition des sites d’accueil un minimum de matériel car notre passage en ces lieux augmente leur consommation et fausse ainsi leurs prévisions.
Al’endroit de l’hôpital de zone d’Abomey-Calavi
Continuer le diagnostic microscopique et ne faire recours au TDR seul qu'en casd’extrême urgence.
Réalisé par AKADIRI Rèmilèkoun Ziyadath Page 37
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
1. C. Coulibaly et al. « Prise en charge des cas de paludisme chez les enfants de 0 à 5 ans et perception des mères dans un service de pédiatrie à Bamako. » Mali médical 2012, 3: 6p.
2. PROGRAMME NATIONAL DE LUTTE CONTRE LE PALUDISME : Rapport annuel 2014
3. R.A. Rakotoarivelo et al. « Les tests de diagnostic rapide du paludisme en pratique quotidienne. » Rev. Méd. Madag. 2012, 2: 168-173.
4. E. SIALA et al. « Actualités du diagnostic biologique du paludisme. » Revue Tunisienne d’Infectiologie- Janvier 2010,4: 5-9.
5. C. HOUESSOU. «Evaluation d’un Test de Diagnostic Rapide (TDR) en cours d’utilisation dans la prise en charge du paludisme chez les enfants de l’HIA/CHU-Parakou et l’CHUZ Boko.
» Mémoire, parasitologie. Ecole Supérieure le FAUCON, 2015, 61p.
6. F. Bruneel. « Traitement du paludisme grave par artésunate intraveineux. » Réanimation (2012) 21:S399-S405.
7. A. RAFIOU et U.TOSSIN. « Variation du Biomarqueur ‘’Proteine C Réactive’’ chez les sujets paludéens consultés à l’hôpital EL-FATEH de Porto-Novo.» Mémoire, parasitologie.
Université d’Abomey- Calavi : Ecole Polytechniqued’Abomey- Calavi, 2015, 41p.
8. P.FAÏZOUN et S. SOWANOU. « Etude comparative des résultats du Test Rapide ICT Malaria P.f et de la microscopie dans le diagnostic biologique du Paludisme à l’hopital Saint- Luc de Cotonou.» Mémoire, parasitologie. Université d’Abomey-Calavi : Ecole Polytechnique d’Abomey- Calavi, 2010, 51p.
9. A. Kwame et H.Davidson. « Prise en charge du paludisme pédiatrique: rôle des interventions nutritionnelles.» Ann Nestlé [Fr] 2008;66:31-47.
10. D. Davou « Etude comparative des résultats de la goutte épaisse et du test de diagnostic rapide (SD BIOLINE Malaria P.f) et de la microscopie dans le diagnostic biologique du Paludisme au CHDU-B et CS de KPEBIE à Parakou».
11. Hounto et al.« Evaluation d’un test de diagnostic rapide et d’un microscope à fluorescence portable pour le diagnostic du paludisme à Cotonou (Bénin) » February 2013,106 : 27-31.
12. T. N. Dongmo « Etude comparative d’un Test de Diagnostic Rapide du paludisme (TDR) avec la Goutte épaisse (GE) à l’hôpitalde Bafoussam au Cameroun 2012 ».
13. DJ. Kyabayinze et al. 2011. Placentaire Plasmodium falciparum infection paludéenne:
«précision opérationnelle des tests de diagnostic rapide HRP2 dans un cadre d’endémie palustre». Malar J 10, 306. doi : 10.1186 / 1475-2875-10-306 pmid : 22004666.
14. JH. Kattenberg et al. 2011. Une revue systématique et méta-analyse: « tests de diagnostic rapide par rapport à l’histologie du placenta, la microscopie et la PCR pour le paludisme chez les femmes enceintes ». Malar J 10, 321. doi : 10.1186 / 1475-2875-10-321 pmid : 22035448.
15. J. Iqbal et al.2000. Plasmodium falciparum riche en histidine test de diagnostic de base immunocapture-2 protéines pour le paludisme : « réactivité croisée avec facteurs rhumatoïdes».
J Clin Microbiol 38, 1184-1186. pmid : 10699018.
16. Organisation Mondiale de la Santé, (Genève). OMS (2012). Rapport mondial sur le paludisme.
