ENQUÊTE sur la séroprévalence de chez le raton laveur et la moufette rayée

ENQUÊTE

sur la séroprévalence

de Leptospira chez

le raton laveur et la

moufette rayée

ENQUÊTE SUR LA SÉROPRÉVALENCE DE LEPTOSPIRA CHEZ LE RATON LAVEUR ET LA

MOUFETTE RAYÉE

Présenté par

Luc Bergeron Isabelle Côté Nathalie Côté Chantal Vincent

Direction de la santé animale et de l’inspection des viandes Ministère de l’Agriculture, des Pêcheries et de l’Alimentation

Julien Mainguy

Direction de l’expertise sur la faune et ses habitats Ministère des Ressources naturelles et de la Faune

RAPPORT FINAL

Mai 2011

Résumé

La leptospirose est une zoonose causée par Leptospira interrogans. Depuis quelques années, elle est considérée comme étant en réémergence dans le nord-est de l’Amérique du Nord. Une des causes possibles de cette réémergence est une augmentation des contacts entre les animaux domestiques, notamment les chiens, et les animaux de la faune considérés comme des réservoirs de Leptospira, principalement les ratons laveurs et les moufettes rayées.

Le but de l’enquête était de dresser le portrait de la situation de l’infection par Leptospira chez les ratons laveurs et les moufettes rayées dans le sud de la Montérégie et de mieux comprendre le risque de transmission de Leptospira présenté par ces populations pouvant être à la fois en contact avec des humains et des animaux domestiques. L’objectif spécifique était de déterminer la séroprévalence de Leptospira au sein de ces populations dans les zones à l’étude et d’identifier les sérovars qui y circulent. Pour ce faire, des échantillons de sang ont été prélevés en 2007 chez 107 ratons laveurs et 112 moufettes rayées. Ils ont ensuite été envoyés au Laboratoire d’expertise en pathologie animale du Québec pour que des analyses sérologiques soient effectuées.

La séroprévalence de Leptospira dans les zones à l’étude a été estimée à 56,1 % chez les ratons laveurs et à 25,0 % chez les moufettes rayées. Autant pour les ratons laveurs que pour les moufettes rayées, une différence statistiquement significative a été observée entre la séroprévalence chez les adultes et les jeunes de l’année. Par contre, aucune différence n’a été observée selon le sexe. Ces résultats suggèrent que, dans le sud de la Montérégie, les ratons laveurs et les moufettes rayées agissent en tant que réservoirs pour Leptospira et qu’ils représentent une source potentielle d’infection pour les animaux et les humains.

Mots-clés : leptospirose, Leptospira interrogans, zoonose, enquête sur la séroprévalence, ratons laveurs, moufettes rayées

iv

Abstract

Leptospirosis is a zoonosis caused by Leptospira interrogans, and is regarded as being re-emergent in northeastern North America. One possible cause of this re-emergence is increased contact between domestic animals such as dogs and wild animals considered reservoir hosts of Leptospira, primarily raccoons and striped skunks.

The purpose of the survey was to describe the current status of Leptospira infection in raccoons and striped skunks in the south of the Montérégie region and increase understanding of the possible transmission of Leptospira by these populations through contact with humans and domestics animals. The specific objective was to determine the seroprevalence of Leptospira in populations in the study areas of this region and identify the serovars circulating there. To accomplish this, in 2007 blood samples were collected from 107 raccoons and 112 striped skunks and sent to the Laboratoire d’expertise en pathologie animale du Québec for serological analysis.

The seroprevalence of Leptospira in the study areas in the south of the Montérégie region was estimated to be 56.1 % in raccoons and 25.0 % in striped skunks. In both species, a statistically significant difference was found between the seroprevalence in adults and young-of-the-year, while no differences were observed between sexes. These results suggest that in the south of Montérégie, raccoons and striped skunks act as Leptospira reservoirs and represent a potential source of infection for animals and humans.

Keywords : leptospirosis, Leptospira interrogans, zoonosis, seroprevalence survey, raccoons, striped skunks

Table des matières

RÉSUMÉ...III

ABSTRACT...IV

TABLE DES MATIÈRES...V

LISTE DES TABLEAUX...VII

LISTE DES FIGURES...VIII

REMERCIEMENTS...IX

CHAPITRE 1. INTRODUCTION...1

1.2.DÉFINITION DE LA PROBLÉMATIQUE...1

1.2.OBJECTIF DE L’ENQUÊTE...2

CHAPITRE 2. REVUE DE LA LITTÉRATURE...3

2.1.INTRODUCTION...3

2.2.SÉROPRÉVALENCE ET PRÉVALENCE DE LEPTOSPIRA CHEZ LES ANIMAUX SAUVAGES...3

2.2.1. Séroprévalence et prévalence de Leptospira chez les ratons laveurs ...4

2.2.2. Séroprévalence et prévalence de Leptospira chez les moufettes rayées ...6

2.3.LEPTOSPIROSE CHEZ LES ANIMAUX...9

2.3.1. Leptospirose chez les animaux sauvages ...9

2.3.2. Leptospirose chez les animaux domestiques...10

2.3.3. Leptospirose et santé publique ...11

2.4.MODES DE TRANSMISSION...12

2.5.DIAGNOSTIC DE LABORATOIRE...13

CHAPITRE 3. MÉTHODOLOGIE ...16

3.1.MÉTHODOLOGIE GÉNÉRALE...16

3.2.TRAITEMENT DES DONNÉES...16

3.3.COLLECTE DES DONNÉES...17

3.3.1. Sélection des animaux...17

3.3.1.1. Sélection des ratons laveurs ... 18

3.3.1.2. Sélection des moufettes rayées... 18

3.3.2. Prélèvement des échantillons de sang ...19

3.3.2.1. Méthode de prélèvement des échantillons de sang chez les ratons laveurs ... 19

3.3.2.2. Méthode de prélèvement des échantillons de sang chez les moufettes rayées ... 20

vi

3.3.3. Détermination du sexe et de l’âge des animaux ...20

3.4.ANALYSE SÉROLOGIQUE DES ÉCHANTILLONS...21

CHAPITRE 4. RÉSULTATS ...23

4.1.DESCRIPTION DES POPULATIONS DE RATONS LAVEURS ET DE MOUFETTES RAYÉES ÉCHANTILLONNÉES.23 4.2.SÉROPRÉVALENCE DE LEPTOSPIRA CHEZ LES RATONS LAVEURS...23

4.3.SÉROPRÉVALENCE DE LEPTOSPIRA CHEZ LES MOUFETTES RAYÉES...25

4.4.SÉROPRÉVALENCE DE LEPTOSPIRA SELON LE SEXE ET L’ÂGE DES ANIMAUX...26

4.5.SÉROPRÉVALENCE DE LEPTOSPIRA SELON L’ESPÈCE ANIMALE...27

CHAPITRE 5. DISCUSSION ...29

5.1.SÉROPRÉVALENCE DE LEPTOSPIRA CHEZ LES RATONS LAVEURS...29

5.2.SÉROPRÉVALENCE DE LEPTOSPIRA CHEZ LES MOUFETTES RAYÉES...30

5.3.COMPARAISON DE LA SÉROPRÉVALENCE DE LEPTOSPIRA ENTRE LES RATONS LAVEURS ET LES MOUFETTES RAYÉES...32

5.4.RISQUE DE TRANSMISSION DE LEPTOSPIRA AUX HUMAINS ET AUX ANIMAUX DOMESTIQUES...32

CHAPITRE 6. CONCLUSION...33 BIBLIOGRAPHIE... I

Liste des tableaux

TABLEAU I.SÉROPRÉVALENCE DE LEPTOSPIRA CHEZ LES RATONS LAVEURS...5

TABLEAU II.PRÉVALENCE DE LEPTOSPIRA CHEZ LES RATONS LAVEURS...6

TABLEAU III.SÉROPRÉVALENCE DE LEPTOSPIRA CHEZ LES MOUFETTES RAYÉES...8

TABLEAU IV.PRÉVALENCE DE LEPTOSPIRA CHEZ LES MOUFETTES RAYÉES...9

TABLEAU V.DESCRIPTION DES POPULATIONS DE RATONS LAVEURS ET DE MOUFETTES RAYÉES ÉCHANTILLONNÉES...23

TABLEAU VI.SÉROPRÉVALENCE ESTIMÉE DE LEPTOSPIRA CHEZ LES RATONS LAVEURS DANS LA ZONE À L’ÉTUDE SELON LES SÉROVARS...24

TABLEAU VII.SÉROPRÉVALENCE ESTIMÉE DE LEPTOSPIRA CHEZ LES MOUFETTES RAYÉES DANS LA ZONE À L’ÉTUDE SELON LES SÉROVARS...25

TABLEAU VIII.COMPARAISON DE LA SÉROPRÉVALENCE DE LEPTOSPIRA SELON LE SEXE DES RATONS LAVEURS ET DES MOUFETTES RAYÉES...26

TABLEAU IX.COMPARAISON DE LA SÉROPRÉVALENCE DE LEPTOSPIRA SELON L’ÂGE DES RATONS LAVEURS ET DES MOUFETTES RAYÉES...27

TABLEAU X.COMPARAISON DE LA SÉROPRÉVALENCE DE LEPTOSPIRA ENTRE LES RATONS LAVEURS ET LES MOUFETTES RAYÉES...28

viii

Liste des figures

FIGURE 1.ZONES DE CAPTURE DES RATONS LAVEURS ET DES MOUFETTES RAYÉES DANS LE SUD DE LA

MONTÉRÉGIE...17 FIGURE 2.NOMBRE DE SÉROVARS DE LEPTOSPIRA IDENTIFIÉS PAR RATON LAVEUR...24 FIGURE 3.NOMBRE DE SÉROVARS DE LEPTOSPIRA IDENTIFIÉS PAR MOUFETTE RAYÉE...26

Remerciements

Les auteurs désirent remercier Pierre Canac-Marquis, du ministère des Ressources naturelles et de la Faune (MRNF), ainsi que toutes les personnes qui ont participé aux opérations de contrôle de la rage de la souche virale du raton laveur en 2007.

Des remerciements sont aussi adressés à Mélanie Trudel, Geneviève Côté, François L’Hérault, Magaly Bégin-Pépin, Sylvie Fortier, Marcelo Ribotta, Djaouida Chalal,Olivia Labrecque, Inès Prudhommeaux, Julie Ferland et Irène Bouffard du ministère de l’Agriculture, des Pêcheries et de l’Alimentation du Québec, à Guylaine Séguin et Andrée Lafaille de la Faculté de médecine vétérinaire de l’Université de Montréal, et à Hélène Jolicoeur du MRNF.

Chapitre 1. Introduction

1.2. Définition de la problématique

Depuis quelques années, la leptospirose est considérée comme une zoonose en réémergence dans le nord-est des États-Unis (Moore et al., 2006), en Ontario (VITA- TECH, 2006)et au Québec (Vincent et al., 2007a; Vincent et al., 2007b). La leptospirose chez les animaux domestiques représente un risque d’infection pour les humains qui les côtoient (Brown and Prescott, 2008). De plus, une grande variété d’espèces animales peuvent servir de réservoir pour un ou plusieurs sérovars de Leptospira et l’excréter en grande quantité dans leur environnement durant des mois. Les animaux domestiques peuvent se contaminer en entrant en contact avec l’urine des animaux de la faune ou d’autres animaux domestiques lors d’activités telles que la nage, l’abreuvement ou la marche.

Il ne manque qu’un pas pour que les animaux domestiques contaminent les humains qui les côtoient, mais heureusement, ce pas ne semble pas facile à franchir. En effet, un seul cas humain indigène de leptospirose a été signalé au Québec depuis que cette maladie est à déclaration obligatoire, soit depuis 2003 (Vincent et al., 2007a). Plusieurs auteurs mentionnent qu’une des causes possibles de la réémergence de cette maladie est une augmentation des contacts entre les chiens et les animaux de la faune considérés comme des réservoirs de Leptospira, principalement les ratons laveurs (Procyon lotor) et les moufettes rayées (Mephitis mephitis) (Goldstein, 2008; VITA-TECH, 2006). L’étalement urbain jusque dans les habitats fauniques ou une meilleure adaptation de la faune aux milieux urbains peuvent favoriser les contacts entre les chiens et la faune (Mitchell et al., 1999). Par le passé, les principaux sérovars retrouvés chez les chiens en Amérique du Nord étaient icterohaemorragiae et canicola, mais depuis à l’introduction de la vaccination, les sérovars les plus fréquemment identifiés sont grippotyphosa, pomona, bratislava et autumnalis (Prescott et al., 2002). Selon Brown et al. (1996), les ratons laveurs représentent une source probable d’infection des chiens par le sérovar grippotyphosa.

La faune urbaine peut devenir très dense dans les milieux habités et servir de réservoir pour divers agents pathogènes. Le potentiel de transmission de ces agents aux animaux domestiques, puis aux humains est donc présent. Le raton laveur est un animal commun dont la population peut atteindre une densité élevée en milieu urbain. Il y a peu de données concernant la séroprévalence ou la prévalence de la leptospirose chez ces animaux au Québec et il en existe encore moins au sujet des moufettes rayées. Les ratons laveurs sont considérés comme un réservoir important pour les sérovars grippotyphosa (Mitchell et al., 1999) et icterohaemorragiae (Richardson and Gauthier, 2003). Une étude réalisée au Québec a aussi démontré que le sérovar bratislava peut être endémique chez ces animaux (Mikaelian et al., 1997).

1.2. Objectif de l’enquête

Une enquête de séroprévalence a donc été réalisée à l’été 2007 dans le sud de la Montérégie. Le but de l’enquête était de dresser le portrait de la situation de l’infection par Leptospira chez les ratons laveurs et les moufettes rayées dans cette région du Québec et de mieux comprendre le risque de transmission de Leptospira présenté par ces populations pouvant être à la fois en contact avec des humains et des animaux domestiques. L’objectif spécifique était de déterminer la séroprévalence de Leptospira au sein des populations de ratons laveurs et de moufettes rayées dans les zones à l’étude et d’identifier les sérovars qui y circulent parmi les six sérovars recherchés, soit grippotyphosa, pomona, icterohaemorragiae, bratislava, canicola et autumnalis.

Chapitre 2. Revue de la littérature

2.1. Introduction

La leptospirose est une des maladies zoonotiques les plus communes au monde. Elle est courante chez plusieurs animaux domestiques et sauvages et touche environ 160 espèces de mammifères à l’échelle mondiale (Acha and Szyfres, 2005).

Cette maladie est causée par une bactérie de forme spiralée qui appartient au genre Leptospira et à l’ordre des Spirochaetales. Présentement, deux espèces de Leptospira sont reconnues : Leptospira interrogans et Leptospira biflexa. Cette dernière, qui est généralement retrouvée dans des eaux peu profondes, est rarement associée à des infections chez les mammifères. Quant à Leptospira interrogans, elle est pathogène pour l’homme et plusieurs espèces animales, et compte plus de 200 sérovars qui sont regroupés en 23 sérogroupes. Certains sérovars comme icterohaemorrhagiae et canicola sont universels, alors que d’autres ne se trouvent que dans certaines régions. Bien que la plupart des sérovars puissent infecter plus d’une espèce animale, ils ont habituellement un hôte préféré.

Par exemple, les chiens sont le réservoir principal du sérovar canicola, mais ce dernier peut à l’occasion être détecté chez des renards, des porcs ou des bovins (Acha and Szyfres, 2005; Colville and Berryhill, 2007).

2.2. Séroprévalence et prévalence de Leptospira chez les animaux sauvages

Plusieurs auteurs ont étudié la séroprévalence ou la prévalence de Leptospira chez les animaux sauvages, notamment chez des écureuils, des opossums, des lapins, des souris, des rats, des lynx, des coyotes, des tatous, des rats musqués, des marmottes et des cerfs (Abdulla et al., 1962; Alexander et al., 1972; Bischof and Rogers, 2005; Davis et al., 1970;

Ferris and Andrews, 1967; Fleming et al., 1979; Kingscote, 1986; Labelle et al., 2000;

Richardson and Gauthier, 2003; Shotts et al., 1975). Les sections suivantes de cette revue

de la littérature porteront sur les données de séroprévalence et de prévalence chez les ratons laveurs et les moufettes rayées.

2.2.1. Séroprévalence et prévalence de Leptospira chez les ratons laveurs

Quelques auteurs ont étudié la séroprévalence (tableau I) et la prévalence (tableau II) de Leptospira chez les ratons laveurs. Dans certains cas, ils ont démontré que des ratons laveurs étaient séropositifs pour plus d’un sérovar en même temps (Alexander et al., 1972; Bischof and Rogers, 2005; Richardson and Gauthier, 2003).

Les données de séroprévalence et de prévalence fournies par ces études sont très variables (tableaux I et II). Cela peut s’expliquer par les différences méthodologiques entre les études ainsi que par des facteurs comme l’âge des animaux, la saison, le type d’habitat et la région géographique. Mitchell et al. (1999) ont étudié certains de ces facteurs à partir d’un échantillon considérable de 459 ratons laveurs. Ils ont observé une différence statistiquement significative entre la séroprévalence chez les ratons laveurs âgés de moins d’un an et ceux plus âgés : 33 % chez les jeunes de l’année, 53 % chez les animaux entre un an et deux ans et 58 % chez les adultes. Toutefois, ils n’ont noté aucune différence statistiquement significative entre les sexes. Quant à l’habitat, les ratons laveurs capturés à proximité d’une ferme (52 %) avaient plus de risque d’être séropositifs que ceux capturés dans un parc (43 %). Ces auteurs ont aussi observé une différence statistiquement significative entre la séroprévalence chez les ratons laveurs capturés au printemps (58 %) et ceux capturés à l’automne (44 %). Par contre, cette différence saisonnière disparait lorsque les auteurs tiennent compte de l’âge des animaux et elle s’explique par le peu de ratons laveurs âgés de moins d’un an capturés au printemps.

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Tableau I. Séroprévalence de Leptospira chez les ratons laveurs

Sérovar Séroprévalence (%) Région géographique Référence Au moins un sérovar 48,4 (222/459) Illinois (Mitchell et al., 1999)¹ Grippothyphosa 47,9 (220/459) Illinois (Mitchell et al., 1999)¹ Icterohaemorrhagiae 0,2 (1/459) Illinois (Mitchell et al., 1999)¹ Canicola 0,2 (1/459) Illinois (Mitchell et al., 1999)¹ Au moins un sérovar 35,5 (11/31) Connecticut (Richardson and Gauthier, 2003) Grippothyphosa 6,5 (2/31) Connecticut (Richardson and Gauthier, 2003) Icterohaemorrhagiae 35,5 (11/31) Connecticut (Richardson and Gauthier, 2003) Canicola 9,7 (3/31) Connecticut (Richardson and Gauthier, 2003)

Pomona 12,0 (3/25) Québec (Mikaelian et al., 1997)

Hardjo 4,0 (1/25) Québec (Mikaelian et al., 1997)²

Bratislava 28,0 (7/25) Québec (Mikaelian et al., 1997)² Grippothyphosa 4,0 (1/25) Québec (Mikaelian et al., 1997) Au moins un sérovar 58,8 (10/17) Floride, Géorgie (Shotts et al., 1975) Icterohaemorrhagiae 8,9 (14/158) Missouri (Junge et al., 2007)³ Grippothyphosa 6,3 (10/158) Missouri (Junge et al., 2007)³

Pomona 0,6 (1/158) Missouri (Junge et al., 2007)³

Hardjo 0,6 (1/158) Missouri (Junge et al., 2007)³

Canicola 3,2 (5/158) Missouri (Junge et al., 2007)³ Au moins un sérovar 11,1 (7/63) Nebraska (Bischof and Rogers, 2005)⁴ Bratislava 3,2 (2/63) Nebraska (Bischof and Rogers, 2005)⁴ Grippothyphosa 9,5 (6/63) Nebraska (Bischof and Rogers, 2005)⁴ Pomona 1,6 (1/63) Nebraska (Bischof and Rogers, 2005)⁴ Au moins un sérovar 50,0 (47/94) Maryland (Alexander et al., 1972) Icterohaemorrhagiae 10,6 (10/94) Maryland (Alexander et al., 1972) Autumnalis 25,5 (24/94) Maryland (Alexander et al., 1972)

Pomona 2,1 (2/94) Maryland (Alexander et al., 1972)

Grippothyphosa 2,1 (2/94) Maryland (Alexander et al., 1972) Canicola 2,1 (2/94) Maryland (Alexander et al., 1972)

Borincana 1,1 (1/94) Maryland (Alexander et al., 1972) Javanica 1,1 (1/94) Maryland (Alexander et al., 1972) Australis 1,1 (1/94) Maryland (Alexander et al., 1972) Sérovars multiples 4,3 (4/94) Maryland (Alexander et al., 1972) 1. Un titre sérologique supérieur ou égal à 1:80 est considéré comme positif.

2. Un titre sérologique supérieur ou égal à 1:50 est considéré comme positif.

3. Il s’agissait d’une population de ratons laveurs vivant dans un parc zoologique.

4. Un titre sérologique supérieur ou égal à 1:200 est considéré comme positif.

Tableau II. Prévalence de Leptospira chez les ratons laveurs

Sérovar Prévalence (%) Région géographique Référence

Au moins un sérovar 6,1 (5/82) Illinois (Mitchell et al., 1999) Grippothyphosa 38,1 (8/21) Floride, Géorgie (Shotts et al., 1975) Au moins un sérovar 1,0 (1/97) Maryland (Alexander et al., 1972) Icterohaemorrhagiae 1,0 (1/97) Maryland (Alexander et al., 1972) Au moins un sérovar 8,4 (60/715) Géorgie (Gorman et al., 1962) Au moins un sérovar 10,3 (15/145) Pennsylvanie (Clark et al., 1961)¹ Au moins un sérovar 3,8 (8/209) Géorgie (McKeever et al., 1958) 1. Il s’agissait d’une population de ratons laveurs vivant à proximité de fermes bovines reconnues positives.

2.2.2. Séroprévalence et prévalence de Leptospira chez les moufettes rayées

Quelques auteurs ont étudié la séroprévalence (tableau III) et la prévalence (tableau IV) de Leptospira chez les moufettes rayées. Tout comme pour les ratons laveurs, Alexander et al. (1972) ont démontré que des moufettes rayées pouvaient être séropositives pour plus d’un sérovar en même temps.

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Les données fournies par ces études sont également très variables (tableaux III et IV). Encore une fois, cela peut s’expliquer par les différences méthodologiques entre les études ainsi que par des facteurs comme le sexe des animaux, la saison, le type d’habitat et la région géographique. Ferguson et Heidt (1981) ont observé une différence entre la séroprévalence chez les moufettes rayées mâles et femelles, mais ils ne mentionnent pas si cette différence est statistiquement significative. Ferris et Andrews (1967) n’ont, quant à eux, observé aucune relation entre l’isolement de Leptospira chez les moufettes rayées et le sexe ou l’âge de ces dernières. Une étude de Schowalter et al. (1981) a démontré que 40 % des moufettes rayées capturées à proximité d’une ferme reconnue positive pour Leptospira interrogans sérovar pomona étaient séropositives pour ce sérovar, alors que la proportion atteignait seulement 6 % pour les animaux capturées dans d’autres types d’habitats. Les mêmes auteurs ont aussi observé une séroprévalence plus élevée durant l’hiver que l’été chez les moufettes rayées capturées près de cette ferme, mais mentionnent que cette observation doit être investiguée de façon plus approfondie.

Tableau III. Séroprévalence de Leptospira chez les moufettes rayées

Sérovar Séroprévalence (%) Région géographique Référence

Au moins un sérovar 13,3 (4/30) Connecticut (Richardson and Gauthier, 2003) Grippothyphosa 13,3 (4/30) Connecticut (Richardson and Gauthier, 2003) Au moins un sérovar 62,4 (63/101) Maryland (Alexander et al., 1972) Icterohaemorrhagiae 9,9 (10/101) Maryland (Alexander et al., 1972) Grippothyphosa 21,8 (22/101) Maryland (Alexander et al., 1972) Ballum 2,0 (2/101) Maryland (Alexander et al., 1972) Autumnalis 6,9 (7/101) Maryland (Alexander et al., 1972) Djasiman 2,0 (2/101) Maryland (Alexander et al., 1972) Andamana 2,0 (2/101) Maryland (Alexander et al., 1972) Javanica 1,0 (1/101) Maryland (Alexander et al., 1972) Sérovars multiples 16,8 (17/101) Maryland (Alexander et al., 1972) Au moins un sérovar 46,7 (21/45) Arkansas (Ferguson and Heidt, 1981)¹ Pomona 5,7 (25/438) Alberta, Saskatchewan (Schowalter et al., 1981) Pomona 40,4 (38/94) Alberta, Saskatchewan (Schowalter et al., 1981)² Pomona 28,1 (9/32) Illinois (Ferris and Andrews, 1967) Pomona 44,4 (4/9) Ontario (McGowan and Karstad, 1965) 1. Un titre sérologique supérieur ou égal à 1:50 est considéré comme positif.

2. Il s’agissait d’une population de moufettes rayées vivant à proximité d’une ferme de bovins laitiers reconnue positive.

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Tableau IV. Prévalence de Leptospira chez les moufettes rayées

Sérovar Prévalence (%) Région géographique Référence

Au moins un sérovar 25,0 (26/104) Maryland (Alexander et al., 1972) Icterohaemorrhagiae 11,5 (12/104) Maryland (Alexander et al., 1972) Grippothyphosa 3,8 (4/104) Maryland (Alexander et al., 1972)

Ballum 1,0 (1/104) Maryland (Alexander et al., 1972)

Autumnalis 1,0 (1/104) Maryland (Alexander et al., 1972) Pomona 10,7 (8/75) Illinois (Ferris and Andrews, 1967) Au moins un sérovar 58,1 (180/310) Illinois (Roth et al., 1961) Au moins un sérovar 15,8 (68/430) Géorgie (Gorman et al., 1962) Au moins un sérovar 33,3 (18/54) Pennsylvanie (Clark et al., 1961)¹ Au moins un sérovar 13,6 (18/132) Géorgie (McKeever et al., 1958) Au moins un sérovar 57,4 (373/650) Louisiane (Roth et al., 1963) 1. Il s’agissait d’une population de moufettes rayées vivant à proximité de fermes bovines reconnues positives.

2.3. Leptospirose chez les animaux

Courante chez plusieurs animaux sauvages et domestiques, la leptospirose est considérée comme une des maladies zoonotiques les plus communes au monde (Acha and Szyfres, 2005).

2.3.1. Leptospirose chez les animaux sauvages

Bien que les infections soient fréquentes, de nombreux animaux sauvages sont parfaitement adaptés aux leptospires et ne présentent ni signe clinique, ni lésion (Acha and Szyfres, 2005). Une étude portant sur des ratons laveurs trappés vivants a révélé qu’aucun des neuf ratons laveurs ayant une néphrite interstitielle à Leptospira ne présentait de signes cliniques de la maladie (Hamir et al., 2001).

2.3.2. Leptospirose chez les animaux domestiques

La leptospirose est courante chez de nombreux animaux domestiques. Elle est très rare chez les chats, mais les chiens y sont plus sensibles. Chez ces derniers, la maladie peut prendre plusieurs formes, de suraiguës à inapparentes (Prescott, 2008). La sévérité des signes cliniques dépend de facteurs individuels (âge, immunité), des facteurs environnementaux favorisant la survie des leptospires, de la virulence des microorganismes et des organes où ils se logent (Greene, 2006). Dans les cas suraigus et aigus, les chiens démontrent des signes de choc avec une coagulopathie et des dommages vasculaires, et ils décèdent rapidement. Dans les cas subaigus, la forme la plus fréquente de la maladie, on peut observer de la fièvre, de l’anorexie, des signes de détérioration de la fonction rénale, qui débutent par de la polyurie et de la polydipsie et qui progressent ensuite vers l’oligurie et l’anurie, le tout accompagné de vomissements, de douleurs abdominales et parfois de diarrhée. Un ictère et une myalgie sont aussi fréquemment présents. On peut également observer des conjonctivites, de la toux ou d’autres atteintes respiratoires, mais la forme inapparente est probablement la plus répandue.

Chez les bovins, on a isolé treize sérovars de Leptospira, essentiellement pomona, hardjo et grippotyphosa. La sévérité de la maladie dépend des sérovars et des animaux atteints. En effet, elle est plus sévère chez les veaux. Ces derniers peuvent présenter de l’hyperthermie, de l’anorexie, de la dyspnée consécutive à de la congestion pulmonaire, de l’ictère, de l’hémoglobinurie et de l’anémie hémolytique. La morbidité et la mortalité sont plus élevées que chez les adultes, qui peuvent être atteints des formes aiguë ou subaiguë de la maladie ou encore demeurer asymptomatiques. Les multiples présentations cliniques de la leptospirose en complexifient le diagnostic. Elle se manifeste notamment par de la fièvre, de l’anorexie, une conjonctivite et de la diarrhée. Lorsque les anticorps produits réduisent la bactériémie, les leptospires encore vivants se logent dans les tubules contournés rénaux et l’infection devient chronique. L’animal excrète alors de grandes quantités de leptospires

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dans l’environnement, surtout durant les premiers mois après le début de l’infection. La forme chronique de la maladie se manifeste principalement par de l’agalaxie ou la production d’un lait anormal, épais, jaunâtre et parfois teinté de sang. Elle cause aussi des problèmes reproducteurs, tels que des avortements, de la mortinatalité ou la mise-bas de veaux affaiblis qui meurent peu après leur naissance. On remarque aussi de la rétention placentaire et de la stérilité dans certains cas (Acha and Szyfres, 2005; Harkin, 2008).

Chez les porcs, les sérovars pomona et bratislava sont les plus souvent impliqués.

La maladie se manifeste par des avortements à la fin de la gestation, par de la mortinatalité ou par la mise-bas de porcelets faibles et rachitiques qui meurent peu de temps après leur naissance. Des problèmes d’infertilité peuvent être la conséquence d’une infection chez les truies. Comme pour les veaux, on peut aussi, quoique rarement, observer une forme aiguë de la maladie provoquant de l’ictère ainsi que des problèmes gastro-intestinaux et neurologiques (Acha and Szyfres, 2005; Harkin, 2008).

Chez les chevaux, la plupart des infections sont inapparentes. Cependant, lorsque des signes cliniques de la maladie sont visibles, il peut s’agir d’avortements, d’atteintes rénales, d’atteintes hépatiques ou d’atteintes générales chez le poulain. Toutefois, la forme clinique la plus importante est une uvéite qui, si elle persiste ou récidive, occasionne des troubles de la vision et des lésions du globe oculaire (Acha and Szyfres, 2005; Harkin, 2008).

Chez les ovins et les caprins, la leptospirose est peu fréquente. Lorsque des manifestations cliniques sont présentes, elles consistent en de la fièvre, de l’anorexie, de l’ictère et des problèmes reproducteurs.

2.3.3. Leptospirose et santé publique

La plupart des cas de leptospirose chez les humains passent inaperçus, car les symptômes sont très peu spécifiques. La période d’incubation est de cinq à quatorze jours,

mais peut s’étendre de deux à trente jours. La maladie évolue habituellement de façon biphasique, la première phase étant la phase septicémique et la seconde, la phase immune.

Quant à la durée, elle s’étend d’une semaine à plusieurs mois (Brown and Prescott, 2008).

La première phase, qui dure de trois à sept jours, est caractérisée par une dissémination de la bactérie dans tout l’organisme. Les symptômes apparaissent subitement : fièvre, céphalées, frissons, douleurs abdominales, anorexie, nausées, vomissements, diarrhée, myalgies, douleurs articulaires et maux de dos. Après une amélioration de l'état général qui dure d’un à trois jours, la seconde phase, ou phase immune, apparait. Elle coïncide avec l'apparition des anticorps et dure d’une à plusieurs semaines. Durant cette phase, les bactéries se réfugient dans l’œil (humeur aqueuse), les méninges, le foie ou les tubules rénaux; la méningite aseptique est le plus important syndrome clinique observé. Elle se traduit par une paralysie des nerfs crâniens, par une encéphalite et quelquefois par un changement de l’état de conscience. Cette forme d’infection entraîne très rarement la mort (Green-McKenzie and Schoff, 2010).

Approximativement 5 % à 10 % des patients développent la forme grave ictérique, appelée syndrome de Weil. Chez les femmes enceintes, un pourcentage élevé de mortalité fœtale est observé. Cette forme est plus grave et caractérisée par de l’ictère et une dysfonction rénale. Elle peut aussi être accompagnée d’une pneumonite hémorragique, d’arythmie cardiaque et d’un collapse circulatoire (Green-McKenzie and Schoff, 2010).

2.4. Modes de transmission

L’infection provoque une bactériémie lors de laquelle la bactérie peut se loger dans plusieurs organes et tissus de son hôte. Lorsque les anticorps apparaissent et éliminent les leptospires de la circulation sanguine, ceux-ci se nichent dans les tubules rénaux des animaux infectés. Il s’ensuit une période de bactériurie qui contribue à la contamination de l’environnement. Les espèces animales qui servent de réservoir pour un sérovar en

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particulier présentent habituellement peu ou pas de signes cliniques de la maladie. Elles hébergent les leptospires durant de très longues périodes et constituent une source d’infection pour les autres animaux. Lorsque des hôtes accidentels sont infectés, ils développent plus souvent une maladie clinique et excrètent la bactérie moins longtemps (Greene, 2006).

Les leptospires se transmettent par contact direct ou indirect. La transmission directe se produit lorsque les bactéries pénètrent les muqueuses ou la peau non intacte des hôtes à la suite principalement d’un contact avec de l’urine ou des tissus animaux infectés.

Celles-ci peuvent également pénétrer la peau intacte lors d’une exposition prolongée. La transmission indirecte, quant à elle, survient après un contact avec un environnement contaminé comme l’eau, le sol ou la nourriture. Selon les conditions climatiques, les leptospires peuvent survivre dans l’environnement durant plusieurs mois (Langston and Heuter, 2003).

Par conséquent, les animaux de compagnie peuvent s’infecter lorsqu’ils partagent le même environnement que des animaux de la faune ou d’autres animaux domestiques. Ils représentent ensuite une source d’infection potentielle pour les humains qu’ils côtoient.

2.5. Diagnostic de laboratoire

Les cas de leptospirose pouvant prendre diverses apparences cliniques, une confirmation en laboratoire est nécessaire pour établir le diagnostic. Lorsque la maladie est aigüe, la bactériémie se produit en même temps que l’apparition des premiers signes cliniques. À ce moment, la détection des bactéries ou de leur ADN dans le sang, le liquide céphalorachidien ou les tissus peut permettre un diagnostic précoce de la maladie (Faine et al., 1999). Il est plus difficile de détecter les leptospires après sept jours, ceux-ci n’étant présents que dans des sites particuliers où ils sont protégés de la réponse immunitaire (Faine et al., 1999). Des leptospires peuvent se retrouver dans l’urine au cours de la phase

fébrile de la maladie; par la suite, les bactéries ne sont excrétées que d’une à trois semaines après les premiers signes cliniques en raison de la colonisation rénale. La non-détection des leptospires dans l’urine d’un animal n’exclut pas l’état de porteur chronique (OIE, 2008).

L’excrétion pouvant être intermittente ou trop faible pour être détectée.

Il est possible de détecter les bactéries au moyen de cultures. Toutefois, les cultures de leptospires exigent des milieux spécifiques et elles ne peuvent officiellement être déclarées négatives qu’après trente jours, bien que certains laboratoires les conservent jusqu’à six mois (Faine et al., 1999). La détection des bactéries peut aussi se faire par la détection de zones conservées d’ADN par la technique par PCR.

Étant donné que la probabilité de détecter des leptospires diminue rapidement avec le temps, la sérologie est un outil intéressant pour déceler une infection après coup. Elle est d’ailleurs la méthode la plus fréquemment employée pour diagnostiquer la leptospirose et le test d’agglutination microscopique est reconnu comme étant l’épreuve de référence (OIE, 2008). De façon générale, il est recommandé de prélever un premier échantillon de sang le plus tôt possible après l’apparition des signes cliniques, puis d’en recueillir un autre de deux à trois semaines plus tard. À l’occasion, les anticorps ne sont produits que quatre semaines après l’infection et des séroconversions retardées de plusieurs mois ont été rapportées (Faine et al., 1999). Après leur apparition, les anticorps peuvent persister pendant plusieurs mois, rendant difficile l’interprétation d’un seul titre sérologique en l’absence d’autres données cliniques. De façon générale, un seul titre sérologique de plus de 400 peut donner une indication de diagnostic en présence d’une anamnèse et de signes cliniques compatibles. La mise en évidence de titres sérologiques quatre fois plus élevés entre des sérums prélevés en phase aiguë et en phase de convalescence a une valeur diagnostique (Cumberland et al., 1999). Dans le cas d’une infection par un sérovar adapté à l’espèce, les titres sérologiques peuvent être particulièrement bas quoique toujours significatifs.

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Pour le test d’agglutination microscopique, le premier titre sérologique testé est une dilution de 1:100. Cette dernière permet de limiter les faux positifs dus aux réactions croisées à faible dilution. Le test peut alors manquer de sensibilité pour détecter les faibles taux d’anticorps au tout début de l’infection. Pour obtenir une sensibilité optimale, les antigènes utilisés doivent être représentatifs des sérovars existant dans la région (OIE, 2008). Ce test peut présenter une réactivité croisée significative entre les sérovars testés (OIE, 2008).

Chapitre 3. Méthodologie

3.1. Méthodologie générale

Des échantillons de sang ont été prélevés chez des ratons laveurs et des moufettes rayées dans le sud de la Montérégie. La collecte de ces échantillons s’est déroulée parallèlement aux opérations de contrôle de la rage de la souche virale du raton laveur en 2007 (Guérin et al., 2008). Durant ces opérations, plusieurs ratons laveurs et moufettes rayées ont été capturés et des échantillons de sang ont été prélevés sur certains d’entre eux.

Des données sur le sexe et l’âge des animaux ont aussi été collectées. Les échantillons ont ensuite été envoyés au Laboratoire d’expertise en pathologie animale du Québec (LEPAQ) pour que des analyses sérologiques soient effectuées. La séroprévalence de Leptospira chez ces animaux a été estimée à partir des résultats de ces analyses.

3.2. Traitement des données

Tous les échantillons de sang prélevés dans le cadre de l’enquête ont été analysés en sérologie au LEPAQ. La séroprévalence de Leptospira a été estimée pour six sérovars différents, soit grippotyphosa, pomona, icterohaemorragiae, bratislava, canicola et autumnalis. Pour qu’un animal soit considéré comme positif, il devait être positif pour au moins un des six sérovars testés. Pour tous les sérovars étudiés, un titre sérologique supérieur ou égal à 1:100 était considéré comme positif. Des séroprévalences ont aussi été estimées selon le sexe et l’âge des animaux. Des intervalles de confiance (niveau de confiance à 95 %) autour de ces séroprévalence ont été calculés à l’aide de la méthode exacte. Le test du chi carré (seuil alpha = 0,05) a été utilisé pour comparer la séroprévalence des ratons laveurs et celle des moufettes rayées. La séroprévalence a aussi été comparée selon le sexe et l’âge des animaux, d’une part pour les ratons laveurs et, d’autre part, pour les moufettes rayées. La version 2004 du logiciel NCSS (Hintze, 2004) a été utilisée pour l’ensemble des analyses statistiques.

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3.3. Collecte des données

La collecte des données s’est déroulée au mois de juillet 2007 dans le cas des ratons laveurs et aux mois de septembre et octobre 2007 pour les moufettes rayées.

3.3.1. Sélection des animaux

Les animaux sélectionnés pour l’enquête ont été capturés durant les opérations de contrôle de la rage de la souche virale du raton laveur en 2007 (Guérin et al., 2008). Les ratons laveurs et les moufettes rayées échantillonnés ont été capturés dans deux régions géographiques différentes du sud de la Montérégie (figure 1).

Zone de capture des ratons laveurs Zone de capture des moufettes rayées

Figure 1. Zones de capture des ratons laveurs et des moufettes rayées dans le sud de la Montérégie

3.3.1.1. Sélection des ratons laveurs

Les ratons laveurs ont été sélectionnés parmi ceux qui ont été capturés au cours de la phase 1 des opérations en juillet 2007, plus particulièrement parmi ceux capturés dans les zones de réduction, c’est-à-dire dans les secteurs où les animaux ont été ultimement euthanasiés. La population à l’étude correspondait aux animaux qui habitaient ces zones.

Ces dernières avaient un diamètre total de cinq kilomètres qui pouvait s’agrandir selon l’évolution des opérations.

Le nombre de ratons laveurs à échantillonner a été déterminé à l’aide du logiciel Win Episcope 2.0 (Thrusfield et al., 2001). Il a été obtenu à partir d’une estimation de la taille de la population à l’étude (taille inconnue) et de la séroprévalence attendue de Leptospira chez les ratons laveurs. Cette dernière a été estimée entre 11 % et 59 % (tableau I). Plus la séroprévalence attendue se rapproche de 50 %, plus le nombre d’échantillons augmente. C’est pour cette raison qu’une séroprévalence attendue de 50 % a été retenue pour déterminer le nombre d’animaux à échantillonner. Ainsi, pour une population infinie de ratons laveurs, une prévalence attendue de 50 %, un niveau de confiance de 95 % et une précision de 10 %, le nombre de ratons laveurs à échantillonner a été établi à 97. Par contre, étant donné que des échantillons peuvent parfois se perdre ou arriver au laboratoire en mauvaise condition, ce nombre a été considéré comme un minimum d’échantillons à prélever. Finalement, 107 ratons laveurs ont été échantillonnés.

3.3.1.2. Sélection des moufettes rayées

En ce qui a trait aux moufettes rayées, elles ont été sélectionnées parmi celles qui ont été capturées lors de l’étude de stabilité et de couverture vaccinale des opérations de septembre et octobre 2007. La population à l’étude correspondait aux animaux qui habitaient la zone couverte par cette étude.

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Le nombre de moufettes rayées à échantillonner a été déterminé selon les mêmes critères que pour les ratons laveurs (section 3.3.1.1). La séroprévalence attendue de Leptospira chez les moufettes rayées a été estimée entre 13 % et 62 % (tableau III). Ainsi, le nombre de moufettes rayées à échantillonner a été établi à 97. Ce nombre était aussi considéré comme un minimum d’échantillons à prélever et 112 moufettes rayées ont finalement été échantillonnées.

3.3.2. Prélèvement des échantillons de sang

Des échantillons de sang ont été prélevés sur plusieurs ratons laveurs et moufettes rayées capturés durant les opérations de contrôle de la rage de la souche virale du raton laveur en 2007.

3.3.2.1. Méthode de prélèvement des échantillons de sang chez les ratons laveurs Les ratons laveurs capturés ont été amenés au centre de coordination des opérations.

Ils ont d’abord été tranquillisés, puis euthanasiés. Avant l’euthanasie de l’animal, un minimum de cinq millilitres de sang a été prélevé par ponction intracardiaque dans un tube sans anticoagulant.

Les échantillons ont été conservés à température ambiante pendant environ une heure, puis réfrigérés à 4 °C jusqu’au moment du transport. Ils ont ensuite été placés dans une glacière et envoyés au LEPAQ. Dans la majorité des cas, ils sont passés par le Laboratoire d’épidémiosurveillance animale du Québec. Étant donné que les échantillons n’ont pas été analysés le jour même, ils ont été centrifugés avant d’être congelés à - 20 °C dès leur arrivée dans un des laboratoires. Le délai entre le prélèvement et la congélation d’un échantillon a été de moins de 24 heures dans la plupart des cas.

3.3.2.2. Méthode de prélèvement des échantillons de sang chez les moufettes rayées Après leur capture, les moufettes rayées ont été amenées au centre de coordination de l’étude de stabilité et de couverture vaccinale. Elles ont d’abord été anesthésiées, puis une extraction dentaire a été pratiquée. Elles ont aussi été vaccinées contre la rage et marquées à l’aide d’une étiquette d’oreille. Avant l’extraction dentaire, un minimum de cinq millilitres de sang a été prélevé par ponction de la veine jugulaire proximale dans un tube sans anticoagulant.

Les échantillons ont été réfrigérés à environ 4 °C jusqu’au moment du transport. Ils ont ensuite été placés dans une glacière et envoyés au Centre québécois sur la santé des animaux sauvages (CQSAS) de la Faculté de médecine vétérinaire de l’Université de Montréal. Dès leur arrivée au CQSAS, les échantillons ont été centrifugés, puis congelés à - 70 °C. Ils ont ensuite été mis dans une glacière et transportés au LEPAQ, où ils ont été congelés à - 20 °C. Le délai entre le prélèvement et la congélation d’un échantillon a été de moins de 24 heures dans la majorité des cas.

3.3.3. Détermination du sexe et de l’âge des animaux

Autant pour les ratons laveurs que pour les moufettes rayées, le sexe a été déterminé visuellement par un médecin vétérinaire ou un technicien en santé animale participant aux opérations.

Dans le cas des ratons laveurs, l’âge a aussi été établi au moyen d’un examen visuel fait par un médecin vétérinaire ou un technicien en santé animale. Pour ce qui est des moufettes rayées, c’est la compagnie Matson’s Lab qui a déterminé l’âge à partir de la dent extraite. Deux catégories d’âge ont été retenues pour l’enquête : jeunes de l’année (animaux âgés de moins d’un an) et adultes (animaux âgés de plus d’un an).

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3.4. Analyse sérologique des échantillons

Comme il a été mentionné précédemment, les sérums qui ont été envoyés au LEPAQ ont été congelés à - 20 °C jusqu’au moment de l’analyse sérologique. Ils ont été testés pour six sérovars différents de Leptospira, soit grippotyphosa, pomona, icterohaemorragiae, bratislava, canicola et autumnalis.

L’évaluation des titres d’anticorps anti-leptospires s’est faite à l’aide d’un test d’agglutination microscopique. Les leptospires utilisés pour ce test ont été incubés pendant 7 jours à 30 °C à la noirceur dans un milieu liquide (PLM-5). Les cultures bactériennes qui ont servi à faire le test avaient un pourcentage de transmission au spectrophotomètre à 400 nanomètres de 60 % à 75 %. Des plateaux à fond plats de 96 puits ont été utilisés et un témoin négatif de saline de phosphate tamponnée (SPT) ainsi qu’un témoin positif d’antisérum ont été faits pour chaque sérovar testé. Le test comprenait deux étapes, soit le dépistage et la titration des échantillons ayant un résultat positif au dépistage.

Pour le dépistage, les échantillons de sérums ont été dilués 1:50 avec le témoin négatif de SPT, puis la culture de leptospirose appropriée a été ajoutée pour obtenir une dilution finale de 1:100. Les plateaux ont été incubés à 30 °C pendant 90 minutes. Après l’incubation, le contenu des puits a été observé au microscope à fond noir en utilisant la méthode « à la goutte ». Un sérum était considéré comme positif pour un sérovar si au moins 50 % des leptospires étaient agglutinés ou disparus par comparaison avec le témoin négatif du sérovar concerné. Il était par contre jugé négatif lorsque 100 % des leptospires étaient non agglutinés. Les sérums présentant des taux intermédiaires d’agglutination étaient considérés comme douteux.

Pour la titration des échantillons ayant un résultat positif ou douteux, la même méthode que pour le dépistage a été utilisée. Tous les sérovars positifs ont été titrés à partir de 100 jusqu’à 12 800. Les titres suivants ont été faits : 100, 200, 400, 800, 1 600, 3 200,

6 400 et 12 800. Le titre d’échantillon retenu correspondait à la plus haute dilution testée pour laquelle au moins 50 % des leptospires étaient agglutinés ou disparus par comparaison avec le témoin négatif.

Chapitre 4. Résultats

4.1. Description des populations de ratons laveurs et de moufettes rayées échantillonnées

Comme il a été mentionné précédemment, des échantillons de sang ont été prélevés chez 107 ratons laveurs et 112 moufettes rayées dans le sud de la Montérégie en 2007 afin de déterminer la séroprévalence de Leptospira au sein de ces populations dans les zones à l’étude et d’identifier les sérovars qui y circulent parmi les six sérovars recherchés. La description des populations échantillonnées se trouve au tableau V.

Tableau V. Description des populations de ratons laveurs et de moufettes rayées échantillonnées

Sexe Âge Mâles (%) Femelles (%) Adultes (%) Jeunes de

l’année (%) Ratons laveurs 46,7 (50/107) 53,3 (57/107) 86,0 (92/107) 14,0 (15/107) Moufettes rayées 54,1 (59/109) 45,9 (50/109) 32,0 (33/103) 68,0 (70/103)

4.2. Séroprévalence de Leptospira chez les ratons laveurs

Pour qu’un raton laveur soit considéré comme positif, il devait être positif pour au moins un des six sérovars testés. Pour tous les sérovars étudiés, un titre sérologique supérieur ou égal à 1:100 était considéré comme positif.

La séroprévalence de Leptospira chez les ratons laveurs de la zone à l’étude a été estimée à 56,1 % (60/107; intervalle de confiance : 46,1 % - 65,7 %). Chez les adultes, la séroprévalence a été estimée à 60,9 % (56/92; intervalle de confiance : 50,1 % - 70,9 %), alors que chez les jeunes de l’année elle a été estimée à 26,7 % (4/15; intervalle de confiance : 7,8 % - 55,1 %). Des séroprévalences ont aussi été estimées pour chacun des sérovars de Leptospira étudiés (tableau VI).

Tableau VI. Séroprévalence estimée de Leptospira chez les ratons laveurs dans la zone à l’étude selon les sérovars

Sérovar Séroprévalence (%) Intervalle de confiance (%)

Grippotyphosa 44,9 (48/107) 35,2 - 54,8

Autumnalis 35,5 (38/107) 26,5 - 45,4

Bratislava 31,8 (34/107) 23,1 - 41,5

Pomona 17,8 (19/107) 11,0 - 26,3

Icterohaemorragiae 12,1 (13/107) 6,6 - 19,9

Canicola 5,6 (6/107) 2,1 - 11,8

Au moins un sérovar 56,1 (60/107) 46,1 - 65,7

Parmi les ratons laveurs séropositifs, 70,0 % (42/60) l’étaient pour plus d’un sérovar. De plus, le maximum de sérovars identifiés chez un même animal a été de six, ce qui correspond à tous les sérovars étudiés (figure 2).

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18

10

17

9

3 3

0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50

0 1 2 3 4 5 6

Nombre de sérovars

Nombre de ratons laveurs

Figure 2. Nombre de sérovars de Leptospira identifiés par raton laveur

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4.3. Séroprévalence de Leptospira chez les moufettes rayées

Pour qu’une moufette rayée soit considérée comme positive, elle devait être positive pour au moins un des six sérovars testés. Pour tous les sérovars étudiés, un titre sérologique supérieur ou égal à 1:100 était considéré comme positif.

La séroprévalence de Leptospira chez les moufettes rayées de la zone à l’étude a été estimée à 25,0 % (28/112; intervalle de confiance : 17,3 % - 34,1 %). Chez les adultes, la séroprévalence a été estimée à 39,4 % (13/33; intervalle de confiance : 22,9 % - 57,9 %), alors que chez les jeunes de l’année elle a été estimée à 17,1 % (12/70; intervalle de confiance : 9,2 % - 28,0 %). Des séroprévalences ont aussi été estimées pour chacun des sérovars de Leptospira étudiés (tableau VII).

Tableau VII. Séroprévalence estimée de Leptospira chez les moufettes rayées dans la zone à l’étude selon les sérovars

Sérovar Séroprévalence (%) Intervalle de confiance (%)

Pomona 13,4 (15/112) 7,7 - 21,1

Grippotyphosa 8,9 (10/112) 4,4 - 15,8

Autumnalis 7,1 (8/112) 3,1 - 13,6

Bratislava 4,5 (5/112) 1,5 - 10,1

Icterohaemorragiae 0,0 (0/112) 0,0 - 3,2

Canicola 0,0 (0/112) 0,0 - 3,2

Au moins un sérovar 25,0 (28/112) 17,3 - 34,1

Parmi les moufettes rayées séropositives, 75,0 % (21/28) l’étaient pour un seul sérovar et le maximum de sérovars identifiés chez un même animal a été de trois (figure 3).

84

21

4 3 0 0 0

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90

0 1 2 3 4 5 6

Nombre de sérovars

Nombre de moufettes

Figure 3. Nombre de sérovars de Leptospira identifiés par moufette rayée

4.4. Séroprévalence de Leptospira selon le sexe et l’âge des animaux

La séroprévalence a été comparée selon le sexe et l’âge des animaux. Autant pour les ratons laveurs que pour les moufettes rayées, aucune différence statistiquement significative n’a été observée entre la séroprévalence de Leptospira chez les mâles et chez les femelles (tableau VIII).

Tableau VIII. Comparaison de la séroprévalence de Leptospira selon le sexe des ratons laveurs et des moufettes rayées

Séroprévalence (%)

Mâles Femelles

Chi carré p

Ratons laveurs 54,0 (27/50) 57,9 (33/57) 0,16 0,69 Moufettes rayées 20,3 (12/59) 30,0 (15/50) 1,36 0,24

27

Quant à la séroprévalence selon l’âge des ratons laveurs et des moufettes rayées, une différence statistiquement significative entre les adultes et les jeunes de l’année a été observée (tableau IX).

Tableau IX. Comparaison de la séroprévalence de Leptospira selon l’âge des ratons laveurs et des moufettes rayées

Séroprévalence (%)

Adultes Jeunes de l’année

Chi carré p

Ratons laveurs 60,9 (56/92) 26,7 (4/15) 6,13 0,01

Moufettes rayées 39,4 (13/33) 17,1 (12/70) 6,04 0,01

4.5. Séroprévalence de Leptospira selon l’espèce animale

Une comparaison a également été faite entre la séroprévalence de Leptospira chez les ratons laveurs et les moufettes rayées. Étant donné que l’enquête a démontré que la séroprévalence diffère selon l’âge des animaux, la séroprévalence selon l’espèce animale a été comparée séparément pour les adultes et les jeunes de l’année. Ainsi, une différence statistiquement significative a été observée entre la séroprévalence de Leptospira chez les ratons laveurs et chez les moufettes rayées adultes. Dans le cas des animaux âgés de moins d’un an, aucune différence statistiquement significative n’a été observée (tableau X).

Tableau X. Comparaison de la séroprévalence de Leptospira entre les ratons laveurs et les moufettes rayées

Séroprévalence (%)

Ratons laveurs Moufettes rayées Chi carré p

Adultes 60,9 (56/92) 39,4 (13/33) 4,53 0,03

Jeunes de l’année 26,7 (4/15) 17,1 (12/70) -¹ 0,47

1. Un test exact de Ficher a été utilisé

Chapitre 5. Discussion

5.1. Séroprévalence de Leptospira chez les ratons laveurs

La séroprévalence de Leptospira chez les ratons laveurs dans la zone à l’étude qui a été estimée lors de l’enquête, à savoir 56,1 % (60/107; intervalle de confiance : 46,1 % - 65,7 %), concorde avec ce qui est rapporté dans quelques études pour l’est de l’Amérique du Nord, soit des séroprévalences allant de 48,4 % à 58,8 % (Alexander et al., 1972;

Mitchell et al., 1999; Shotts et al., 1975).

Dans le cadre de l’enquête, la proportion de ratons laveurs âgés de moins d’un an qui ont été échantillonnés, c’est-à-dire 14,0 % (15/107), est probablement sous-estimée par rapport à la proportion de jeunes de l’année dans une population normale. Dans une étude ontarienne (Rosatte et al., 2006), cette proportion est estimée à 53,0 %. La faible proportion de ratons laveurs âgés de moins d’un an échantillonnés pourrait s’expliquer par le fait que ces derniers ont été capturés au début de l’été 2007 et qu’à cette période de l’année, leur faible mobilité diminue considérablement la probabilité de les capturer (Jolicoeur et al., 2009). De plus, l’enquête a démontré que la séroprévalence des ratons laveurs adultes est significativement plus élevée que celle des jeunes de l’année. Ainsi, la séroprévalence estimée pour l’enquête est probablement surestimée par rapport à la séroprévalence réelle.

Grippotyphosa a été identifié comme le sérovar le plus séroprévalent chez le raton laveur parmi les six sérovars recherchés avec une séroprévalence estimée à 44,9 %. Les cinq autres sérovars, soit autumnalis (35,5 %), bratislava (31,8 %), pomona (17,8 %), icterohaemorragiae (12,1 %) et canicola (5,6 %), ont aussi été identifiés. Ces résultats soutiennent l’hypothèse qui a été émise par Shotts et al. (1975) et qui suggérait que le raton laveur constitue un des réservoirs pour Leptospira. Mitchell et al. (1999) ainsi que Bishof et Rogers (2005) ont aussi démontré que grippotyphosa est le sérovar auquel les ratons laveurs sont le plus fréquemment exposés, alors que ce sérovar est icterohaemorragiae pour les études de Richardson et Gauthier (2003) et Junge et al. (2007) et bratislava pour l’étude de Mikaelian et al. (1997) menée dans la région du mont Orford en Estrie. Parmi les

ratons laveurs séropositifs, plusieurs (70,0 %) l’étaient pour plus d’un sérovar, ce qui a également été démontré dans les études de Richardson et Gauthier (2003), de Bischof et Rogers (2005) et d’Alexander et al. (1972). Cela peut s’expliquer en partie par la possibilité de réactivité croisée entre les sérovars lors du test d’agglutination microscopique (OIE, 2008).

Une différence statistiquement significative a été observée entre la séroprévalence de Leptospira chez les ratons laveurs adultes (60,9 %) et chez les jeunes de l’année (26,7 %), alors qu’aucune différence n’a été observée selon le sexe. Ces résultats concordent avec ce que Mitchell et al. (1999) ont observé à partir d’un échantillon considérable de 459 ratons laveurs. Le fait que les ratons laveurs adultes soient exposés à leur environnement depuis plus longtemps que les jeunes de l’année est la principale explication qui soutient les différences observées selon l’âge des animaux.

5.2. Séroprévalence de Leptospira chez les moufettes rayées

Lors de l’enquête, la séroprévalence de Leptospira chez les moufettes rayées dans la zone à l’étude a été estimée à 25,0 % (28/112; intervalle de confiance : 17,3 % - 34,1 %).

Seulement quelques études ont permis d’estimer cette séroprévalence dans d’autres régions de l’Amérique du Nord. En 2001, Richardson et Gauthier (2003) l’ont estimée à 13,3 %, alors que dans deux autres études moins récentes, elle a été estimée à 62,4 % (Alexander et al., 1972) et à 46,7 % (Ferguson and Heidt, 1981).

La proportion de moufettes rayées âgées de moins d’un an qui ont été échantillonnées dans le cadre de l’enquête, soit 68,0 % (70/103), est probablement surestimée par rapport à la proportion de jeunes de l’année dans une population normale.

Dans une étude canadienne (Casey and Webster, 1975), cette proportion est estimée à 50,1 %. La forte proportion de moufettes rayées âgées de moins d’un an échantillonnées pourrait s’expliquer par le fait que ces dernières ont été capturées au début de l’automne

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2007 et qu’à cette période de l’année, leur mobilité accrue augmente considérablement la probabilité de les capturer (Jolicoeur et al., 2009). De plus, l’enquête a démontré que la séroprévalence chez les moufettes rayées adultes est significativement plus élevée que chez les jeunes de l’année. Ainsi, la séroprévalence estimée pour l’enquête est probablement sous-estimée par rapport à la séroprévalence réelle.

Pomona a été identifié comme le sérovar le plus séroprévalent chez la moufette rayée parmi les six sérovars recherchés avec une séroprévalence estimée à 13,4 %. Parmi les cinq autres sérovars recherchés, trois ont été identifiés, soit grippotyphosa (8,9 %), autumnalis (7,1 %) et bratislava (4,5 %). Ces résultats soutiennent l’hypothèse qui a été émise par quelques auteurs, dont Roth et al., (1961), et qui suggérait que la moufette rayée constitue un des réservoirs pour Leptospira. Richardson et Gauthier (2003) et Alexander et al. (1972) ont quant à eux identifié grippotyphosa comme sérovar auquel les moufettes rayées sont le plus fréquemment exposées. Parmi les moufettes rayées séropositives, certaines (25,0 %) l’étaient pour plus d’un sérovar, ce qui a également été démontré par Alexander et al. (1972). Cela peut s’expliquer en partie par la possibilité de réactivité croisée entre les sérovars lors du test d’agglutination microscopique (OIE, 2008).

Une différence statistiquement significative a été observée entre la séroprévalence de Leptospira chez les moufettes rayées adultes (39,4 %) et chez les jeunes de l’année (17,1 %), alors qu’aucune différence n’a été observée selon le sexe. Ferguson et Heidt (1981) ont observé que la séroprévalence chez les moufettes rayées diffère selon le sexe, mais ils ne mentionnent pas si cette différence est statistiquement significative. Ferris et Andrews (1967) n’ont, quant à eux, observé aucune relation entre l’isolement de Leptospira chez les moufettes rayées et le sexe ou l’âge de ces dernières. Le fait que les moufettes rayées adultes soient exposées à leur environnement depuis plus longtemps que les jeunes de l’année est la principale explication qui soutient les différences observées selon l’âge des animaux.