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d’un mutant ferritine. Etude de la biodiversité par une approche protéomique
Emilie Dumas
To cite this version:
Emilie Dumas. Listeria monocytogenes : Caractérisation fonctionnelle d’un mutant ferritine. Etude
de la biodiversité par une approche protéomique. Ingénierie des aliments. Université Blaise Pas-
cal - Clermont-Ferrand II; Université d’Auvergne - Clermont-Ferrand I, 2007. Français. �NNT :
2007CLF21758�. �tel-00718111�
E COLE D OCTORALE
DES S CIENCES DE LA V IE ET DE LA S ANTE
N° d’ordre : 460
Thèse
pour obtenir le grade de
D O C T E U R D E L ’ U N I V E R S I T E B L A I S E P A S C A L Discipline : Sciences des Aliments
Présentée et soutenue publiquement par
Emilie Dumas
le 4 Juillet 2007
Listeria monocytogenes :
Caractérisation fonctionnelle d’un mutant ferritine.
Etude de la biodiversité par une approche protéomique
Rapporteurs Mme C. Buchrieser – Habilitée à Diriger des Recherches, Institut Pasteur, Paris M J. Guzzo – Professeur, ENSBANA, Université de Bourgogne, Dijon Membres M P. Peyret – Professeur, Université d'Auvergne, Clermont-Ferrand M M. Federighi – Professeur, Ecole Nationale Vétérinaire, Nantes
M Y. Briand – Professeur, Université Blaise Pascal, Clermont-Ferrand Directeur de thèse M M. Hébraud – Directeur de Recherche, INRA, Clermont-Ferrand Theix
Unité de Recherche 454 Microbiologie - Equipe Qualité et Sécurité des Aliments
Institut National de la Recherche Agronomique - Clermont-Ferrand / Theix
J'adresse mes sincères remerciements à Monsieur Yves Briand, professeur à l'université Blaise Pascal de Clermont-Ferrand qui a accepté de présider le jury de cette thèse, ainsi qu'à Carmen Buchrieser, chargée de Recherche à l'institut Pasteur de Paris et Jean Guzzo, professeur, à l’université de Bourgogne de Dijon, d'avoir accepté d'être rapporteurs de ce travail. Je remercie également Pierre Peyret, professeur à l'université d'Auvergne de Clermont-Ferrand et Michel. Federighi, professeur à l'école nationale vétérinaire de Nantes d'avoir accepté d'être membres du jury.
Ce travail a été réalisé à l'INRA de Clermont-Ferrand/Theix dans l'unité Microbiologie, au sein de l'équipe Qualité et Sécurité des aliments, dirigée par Régine Talon que je remercie pour son accueil.
Je tiens à remercier tout particulièrement Michel Hébraud en tant que directeur de thèse pour son aide et pour m'avoir conseillé et encouragé au cours de ces années de thèse.
Je tiens également à adresser mes vifs remerciements à Mickaël Desvaux pour son implication dans ma thèse, ses nombreux conseils et pour m'avoir fait partager ses connaissances, notamment concernant les systèmes de sécrétion et la biologie moléculaire.
Un grand merci à Bruno Meunier, assistant ingénieur à l'UR1213 et à Jean-Louis Berdague, directeur de l' UR370 de m'avoir accordé de leur temps pour l’analyse statistique de mes résultats.
Je voudrais aussi remercier Christophe Chambon, ingénieur d'étude à la plate-forme protéomique, pour sa disponibilité et l'aide apportée au cours de l'identification des protéines par spectrométrie de masse.
Je remercie Ingrid Chafsey d'avoir su transmettre ses connaissances acquises lors de ses formations en protéomiques et plus particulièrement concernant Image Master 2D Platinum.
Je souhaite remercier Thierry Said, pour ses conseils judicieux qui m'ont été d'un grand secours lors de la mise au point de l’isoélectrofocalisation avec l’IEF-cell.
J'adresse également mes remerciements à Pierre Peyret d'avoir accepté d'être mon tuteur
dans le cadre du module "enseignement" de l’école doctorale. Merci de m'avoir ainsi permis
de réaliser mes premières heures d'enseignement et d'effectuer par la suite des vacations à
l'IUT d'Aurillac. Je souhaite également remercier Philippe Veysseire et Françoise Leriche de
m’avoir confié des heures d’enseignement.
Un grand merci à Brigitte pour ses nombreux conseils et dépannages en informatique, toujours effectués dans la bonne humeur.
Je tiens à remercier Jean-Paul et Nicole, les deux sympathiques bricoleurs du laboratoire, pour avoir toujours su trouver une astuce pour donner un dernier souffle à du matériel en fin de vie et ne pas se retrouver ainsi coincée lors d'une expérience.
Je souhaite remercier toute l’équipe du laboratoire où régnait une agréable bonne humeur, tellement appréciable. Merci à Sabine et Isabelle pour tous leurs conseils. Merci à Jean Labadie, Yvette, Marie-Claire, Karine, Géraud, Jérôme, Patrick et tous ceux que j'oublie. Et bien sur, merci à toutes celles qui ont vécu leurs années de thèse en même temps que moi : Emilie, Stella et Stéphanie.
Enfin, je voudrais remercier mes proches. Merci à mes amis et plus particulièrement
Corinne, Fahima, Isabelle et Sophie, amies de longue date, pour leur gentillesse et les
moments partagés. Je remercie ma famille qui m’a toujours soutenue dans mes choix et cru en
mes capacités. Un merci tout particulier à Richard, pour tous ces instants de bonheur. Merci
pour ton soutient au quotidien, tes encouragements et ta patience durant ces années de thèse
- CHAPITRE 1 - LISTERIA MONOCYTOGENES... 17
1 - Historique...17
2 - Le genre Listeria ...17
3 - Sous-typage de l’espèce L. monocytogenes...18
3-1. Sérotypie ...18
3-2. Autres techniques ...20
3-3. Sous-typage et linéages ...22
4 - Physiologie de L. monocytogenes ...22
4-1. Caractères bactériologiques ...23
4-2. Conditions de survie et de multiplication...24
5 - Environnement ...25
5-1. Niches écologiques...25
5-2. Listeria monocytogenes dans l’industrie agroalimentaire...26
6 - Pathologie ...26
6-1. Pathologie animale ...26
6-2. Pathologie humaine...27
7 - Epidémiologie ...28
7-1. Système de surveillance en France ...28
7-2. Caractéristiques épidémiologiques en France...29
8 - Relation dose-réponse...32
9 - Portage asymptomatique...33
10 - Pouvoir pathogène et facteurs de virulence...33
10-1. Voies d’infection chez l’homme ...33
10-2. Facteurs de virulence...35
10-3. Régulation des facteurs de virulence par PrfA...45
11 - Les tests de virulence ...48
11-1. Tests in vivo ...49
11-2. Tests in vitro...50
- CHAPITRE 2 - BIODIVERSITE DES LISTERIA MONOCYTOGENES... 51
1 - Biodiversité et environnement...52
1-1. Répartition des souches en fonction de leur sous-type ...52
2-1. Génomes séquencés ...55
2-2. Comparaison de souches par hybridation d’ADN ...56
3 - Biodiversité et protéomes...57
4 - Biodiversité et virulence...59
4-1. Différences de niveau de virulence entre les souches ...59
4-2. Sérovar et virulence...60
4-3. Gènes de virulence ...61
5 - Conclusion...63
- CHAPITRE 3 - ADAPTATION AUX STRESS ENVIRONNEMENTAUX... 65
1 - Principaux stress et mécanismes de survie ...65
1-1. Survie au stress acide ...65
1-2. Survie au stress osmotique ...66
1-3. Survie au stress thermique froid...67
2 - La ferritine ...69
2-1. Le fer, élément indispensable à la vie ...70
2-2. Importance du fer chez L. monocytogenes ...71
2-3. Les ferritines bactériennes...72
RESULTATS ...77
PARTIE 1 :CARACTERISATION DU MUTANT FERRITINE DE L. MONOCYTOGENES EGDE 79
1 - Problématique ...80
2 - Stratégie ...80
3 - Principaux résultats ...81
Article n°1 : Listeria monocytogenes ferritin protects against multiple stresses and is required for virulence ...83
4 - Discussion ...93
PARTIE 2 : ETUDE DE LA BIODIVERSITE DE L. MONOCYTOGENES PAR UNE APPROCHE PROTEOMIQUE ... 97
1 - Problématique ...98
2 - Stratégie et méthodologie utilisée ...99
2-1. Stratégie générale ...99
2-2. Analyse de la biodiversité de L. monocytogenes...100
2-3. Analyse des protéines sécrétées par L. monocytogenes ...105
3-2. Analyse de la biodiversité au sein des souches de sérovar 4b ...107
3-3. Analyse des protéines sécrétées par L. monocytogenes ...108
Article n°2 : Comparative analysis of extracellular and intracellular proteomes of twelve Listeria monocytogenes strains ...111
Article n°3 : Subproteome comparison of four Listeria monocytogenes 4b strains from different origins ...145
Article n°4 : P roteomic analysis of Listeria monocytogenes extracellular proteins...161
4 - Discussion ...201
CONCLUSION ET PERSPECTIVES ...209
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ...215
PUBLICATIONS ET COMMUNICATIONS ...239
(selon Promadej et al., 1999) ...20
Figure 2 : Incidence de la listériose (cas / million d’habitant) entre 1999 et 2003 en France...29
Figure 3 : Nombre de décès dus à la listériose entre 1999 et 2003 ...30
Figure 4 : Nombre de cas de listériose en fonction des mois en 2001, 2002 et 2003 ...30
Figure 5 : Incidence de la listériose (cas / million d’habitants par an) selon l’âge en 2004 ...31
Figure 6 : Sérovars à l’origine des cas de listériose en France sur la période 1987-2003 ...31
Figure 7 : Voies d’infection de L. monocytogenes chez l’homme (Vazquez-Boland et al., 2001)...35
Figure 8 : Cycle d’infection intracellulaire de L. monocytogenes (d’après (Vazquez-Boland et al., 2001) ...36
Figure 9 : Modèle de l’entrée de L. monocytogenes dans les cellules épithéliales grâce à l’internaline InlA (Sousa et al., 2004)...38
Figure 10 : Modèle illustrant la synergie entre les domains N-ter et C-ter de InlB afin d’induire le signal permettant l’invasion des cellules de l’hôte (Jonquieres et al., 2001)...40
Figure 11 : Modèle de l’assemblage de l’actine, induit par ActA (Cossart & Bierne, 2001) ...45
Figure 12 : Organisation de l’îlot de pathogénicité LIPI-1 chez les différentes espèces de Listeria ...46
Figure 13 : Modèle du mécanisme d’autorégulation induit par PrfA (Vega et al., 1998) ...48
Figure 14 : Arbre phylogénique du genre Listeria, basé sur lesARNr 16S et 23S, iap, prs, vclB et ldh. Les souches pathogènes sont indiquées en rouge et les non pathogènes en bleu ...51
Figure 15 : Organisation structurale d’InlA chez la souche EGDe (A) et LO28 (B). LRRs=leucine-rich repeats (Jonquieres et al., 1998) ...62
Figure 16 : Effet de la température de croissance sur la composition des acides gras majeurs de L. monocytogenes 10403 (a) et SLCC53 (b). Les bactéries ont été cultivées en milieu « soy broth » jusqu’en milieu de phase exponentielle à la température indiquée. Symboles : rond (a- C
15 :0), carré (a-C
17:0), triangle (i-C
15 :0) (Annous et al., 1997) ...68
Figure 17 : Structures de la bacterioferritine (24 sous-unités) et de Dps (12 sous-unités) chez E. coli ...72
Figure 18 : Courbe de progression de l’incorporation du fer par L. innocua en fonction de la concentration en Fe(II) (Stefanini et al., 1999) ...74
Figure 19 : Méthode d’obtention des protéines sécrétées et intracellulaires...100
masse moléculaire. ...101 Figure 21 : scatter-plot ...102 Figure 22 : Principe de l’appariement des spots protéiques entre les gels. ...102 Figure 23 : Appariement des spots protéiques entre les gels et par rapport à un gel de
référence réalisé à partir d’un échantillon protéique provenant d’un mélange en
quantités égales des protéines des 12 souches . ...103
Figure 24 : classification des souches de sérovar 1/2a en fonction de leur profil protéique
(protéines sécrétées). ...107 Figure 25 : Classification des souches de sérovar 1/2a en fonction de leur profil protéique
(protéines sécrétées). ...108
LISTE DES TABLEAUX
Tableau 1 : Sérovars du genre Listeria...19 Tableau 2 : Distribution des sérovars parmi quelques espèces de Listeria ...19 Tableau 3 : Caractères bactériologiques différenciant les espèces de Listeria (+ : positif ; - :
négatif) (Rocourt et al., 2000)...23 Tableau 4 : Caractères différenciant les listeria de genres bactériens présentant des caractères
phénotypiques voisins (Rocourt et al., 2000)...24 Tableau 5 : Anadémies survenues depuis 1980 en France et dans d’autres pays (au 01/07/00)
(Rapport AFSSA)...32 Tableau 6 : Distribution des souches en fonction de leur sérovar dans différents
environnements alimentaires...53 Tableau 7 : Principales caractéristiques des souches de Listeria séquencées (Glaser et al.,
2001 ; Nelson et al., 2004) ...55 Tableau 8 : Répartition (en %) des principaux sérovars de 603 souches de L. monocytogenes à
l’origine des cas humains diagnostiqués de 2001 à 2003, selon la forme clinique
des cas (source : CNR des listeria) ...61
INTRODUCTION
Listeria monocytogenes est une bactérie ubiquitaire qui peut être trouvée dans le sol, les réseaux hydriques, sur les végétaux ainsi que dans l’environnement industriel des ateliers de production et de transformation des aliments. Cette bactérie peut également être présente dans le tractus intestinal des animaux et de l’homme sous forme de portage asymptomatique. Elle est l’agent étiologique de la listériose, une infection grave d’origine alimentaire affectant essentiellement les personnes immunodéprimées, les personnes âgées et les femmes enceintes.
Bien que la fréquence des cas de listériose ait diminué ces dernières années grâce aux efforts des industriels de la filière alimentaire et la mise en place d'un système de surveillance efficace, le risque sanitaire reste important. Ainsi, au cours des années 1999 à 2003, 200 à 270 cas /an ont été signalés en France (InVS) avec un taux de mortalité de 20 à 30%. Le risque sanitaire lié à L. monocytogenes concerne des secteurs variés de l'industrie agroalimentaire avec, par exemple, une incidence de 3,0% à 14,8% dans les produits de charcuterie (Salvat et al., 1997) et de 1,2% dans la filière lait (Farber et al., 1996). Par ailleurs, les conséquences économiques liées à une crise alimentaire de listériose peuvent être dramatiques. En effet, outre le manque à gagner direct dû au retrait et à la destruction du produit incriminé, les pertes indirectes liées à la détérioration de l’image de marque du produit peuvent être fatales à l’entreprise.
Dans l’état actuel des connaissances et d’un point de vue de santé publique, toutes les
souches de L. monocytogenes sont considérées comme potentiellement pathogènes pour
l’homme. En effet, les gènes de virulence connus à ce jour sont présents dans les 13 sérovars
de l’espèce et aucune des nombreuses méthodes de sous-typage de L. monocytogenes n’est
capable de prédire la capacité d’une souche à entraîner la maladie. Cependant, la littérature
montre que la virulence expérimentale est variable selon les souches, ce qui laisserait penser
qu’une biodiversité importante existe et que seules certaines d'entre elles constituent un risque
sanitaire réel. De plus, il est étonnant de constater que 98% des cas de listériose humaine ne
sont dus qu’aux sérovars 1/2a, 1/2b et 4b et que le sérovar 4b, prépondérant dans les cas
épidémiques de listériose, est beaucoup moins fréquemment isolé que les deux autres sérovars
dans les aliments ou dans l’environnement industriel. La capacité d’une souche à être
pathogène peut également être liée à sa capacité à résister aux nombreux stress rencontrés
dans l’environnement, les aliments et chez son hôte. En effet, elle doit être capable de
survivre dans les aliments qui peuvent être acides ou contenir une forte concentration de sel,
et doit résister aux faibles températures rencontrées dans les industries agroalimentaires ou
dans le réfrigérateur du consommateur. Une fois chez l’hôte, L. monocytogenes doit
notamment survivre au stress acide rencontré lors du passage gastrique chez l’homme et lors
de l’invasion intracellulaire. Elle doit également résister au stress oxydatif et à la carence en fer rencontrée chez l’hôte.
Dans un contexte d’analyse et de gestion du risque sanitaire lié aux aliments, il est indispensable de mieux comprendre la virulence de L. monocytogenes et de caractériser les risques sanitaires auxquels s’exposent les consommateurs vis-à-vis de produits alimentaires faiblement contaminés.
Mon travail de thèse s’est inscrit dans cet objectif, avec dans un premier temps, l’étude du produit du gène de la ferritine (fri) qui est impliqué dans différentes fonctions telles que la résistance à des stress environnementaux ou chimiques, et dans un deuxième temps, une analyse protéomique d’un panel de souches qui vise à mieux caractériser le risque sanitaire représenté par L. monocytogenes.
Les ferritines sont connues pour être des protéines de stockage du fer. Elles peuvent être utilisées pour améliorer la croissance quand il y a peu de fer disponible dans le milieu extracellulaire. Elles permettent également de protéger les bactéries contre la toxicité du fer en séquestrant ce métal. Chez L. monocytogenes, cette protéine est surexprimée lors de chocs thermiques. De plus, chez certaines bactéries, il a été montré que la ferritine contribuait à la virulence de la bactérie. Il semble donc que cette protéine puisse avoir un rôle plus important que le simple stockage du fer. La première partie de mon travail de thèse s’est inscrite dans une étude réalisée en collaboration avec l’Institut Pasteur, qui avait pour objectif de mieux comprendre l’importance de la ferritine de L. monocytogenes dans l’adaptation aux stress environnementaux et dans la virulence.
La deuxième partie de mon travail de thèse s’est insérée dans un programme de recherche,
financé par la DGAL, intitulé «Approches génomiques et post-génomiques pour le typage des
souches de Listeria monocytogenes et la prédiction du risque». Les objectifs visés par ce
programme sont la caractérisation d’un panel important de souches de L. monocytogenes
d’origine humaine de portage (isolées de fèces d’individus asymptomatiques pour la
listériose), d'origine alimentaire (isolées à partir d’aliments ou d’ateliers de fabrication) et
épidémiques, par l’analyse du génome, du transcriptome, du protéome et de la virulence par
des tests in vitro et in vivo. L’analyse génomique permet d’avoir une approche globale et une
connaissance plus approfondie de la distribution et de la diversité du contenu génétique chez
L. monocytogenes. Les analyses post-génomiques permettent d’étudier l’expression des gènes
au niveau transcriptionnel et traductionnel et de caractériser les protéines fonctionnelles.
Ce projet vise à identifier des gènes (ou protéines) marqueurs, qui pourraient être utilisés pour mieux évaluer et hiérarchiser les risques sanitaires auxquels s’exposent les consommateurs vis-à-vis de produits alimentaires faiblement contaminés.
Nos travaux se sont inscrits dans la partie post-génomique de ce projet, et ont été plus particulièrement centrés sur une analyse protéomique. Dans le cadre de ce projet, nous avons comparé et caractérisé les sous-protéomes (protéines cytosolubles et sécrétées) de 12 souches de différents sérovars et différentes origines (épidémiques, portage asymptomatique et environnement agro-alimentaire) par électrophorèse bidimensionnelle (EBD).
La première partie de ce mémoire est une étude bibliographique qui fait une synthèse des connaissances sur la virulence, la biodiversité et la résistance aux stress de L. monocytogenes.
La deuxième partie présente les résultats sous la forme de 4 publications scindées en 2
chapitres. Le premier porte sur l’étude du gène de la ferritine et de son implication dans la
virulence et dans la résistance à divers stress (article 1). Le deuxième chapitre regroupe
l'ensemble des résultats sur la biodiversité de L. monocytogenes obtenus par l'analyse
comparative de deux sous-protéomes de 12 souches. Il se décline en trois publications qui
présentent respectivement (i) la comparaison des sous-protéomes des 12 souches de sérovar
1/2a, 1/2b et 4b (article 2) (ii) l'analyse comparative des protéomes des souches 4b en fonction
de leur origine (article 3) et (iii) le sécrétome prédit et expérimental de L. monocytogenes
(article 4).
SYNTHESE
BIBLIOGRAPHIQUE
- CHAPITRE 1 -
LISTERIA MONOCYTOGENES
1 - HISTORIQUE
En Mai 1924, les lapins de laboratoire du département de pathologie de l’université de Cambridge furent touchés par une épidémie (Murray, 1926) qui entraînait une perte de poids et une mort subite. L’autopsie permit de découvrir entre autre des nécroses du foie et une monocytose. EGD Murray et ses associés en conclurent que cette maladie était due à une bactérie à Gram positif isolée des lapins malades. Cette bactérie fut tout d’abord nommée Bacterium monocytogenes, à cause des symptômes observés. En 1927, J. Harvey Pirie découvrit une bactérie à l’origine de la mort inhabituelle de gerbilles en Afrique du Sud et l’appela Listerella hepatolytica. Les souches de Murray et Pirie étant identiques, la bactérie fut renommée Listerella monocytogenes. Le terme listerellose étant déjà utilisé pour décrire certaines pathologies, le nom Listeria monocytogenes fut proposé par Pirie (1940) et définitivement accepté. Durant de nombreuses années, les listérioses furent principalement considérées comme des maladies des animaux même si des cas sporadiques et parfois dramatiques étaient décrits chez l'homme. L'intérêt pour L. monocytogenes grandit quand la transmission alimentaire fut prouvée en 1983 (Schlech et al., 1983) Depuis cette date, L. monocytogenes fait l'objet de nombreuses études et de surveillances accrues.
2 - LE GENRE LISTERIA
Le genre Listeria appartient au phylum des firmicutes, à la classe des bacilli et à l’ordre des bacillales. Les listeria sont regroupées avec les Brochotrix dans la famille des listeriaceae.
Cependant, Listeria a longtemps été classé dans la famille des Corynebacteriaceae. Cette
position au sein des bactéries à Gram positif est devenue définitive avec les résultats de
taxonomie numérique, de séquençage de l’ARN 16S et par son faible G+C % (37-41%).
Actuellement, ce genre compte 6 espèces organisées en deux branches génomiques distinctes :
- L. monocytogenes, L. innocua, L. welshimeri, L. seeligeri, L. ivanovii.
- L. grayi et L. murrayi qui présentent de fortes similitudes génomiques. En 1992, Rocourt propose de réunir ces deux taxons en une espèce unique, L. grayi composée de deux sous- espèces, L. grayi subsp. grayi et L. grayi subsp. murrayi.
Parmi ces six espèces, seule L. monocytogenes est reconnue comme étant l’agent responsable d’infections cliniques bien que L. ivanovii soit aussi pathogène, mais plus particulièrement impliquée dans l’avortement des ruminants (O'Driscoll et al., 1996).
3 - SOUS-TYPAGE DE L’ESPECE L. MONOCYTOGENES
Différentes méthodes sont aujourd’hui disponibles pour différencier les souches de L. monocytogenes. Certaines sont anciennes mais encore très largement utilisées comme la sérotypie et la lysotypie. Les méthodes plus récentes reposent sur la caractérisation du génome et s’appliquent à de nombreuses espèces bactériennes ; elles ont été particulièrement bien développées et rapidement appliquées à L. monocytogenes en raison de l’importance du problème épidémiologique posé par la listériose.
3-1. Sérotypie
Le sérotypage a été la première méthode permettant de discriminer les souches de
L. monocytogenes. Cette technique exploite les réactions sérologiques de 14 antigènes
somatiques (O) et 4 antigènes flagellaires (H) de L. monocytogenes avec une série
d’antisérum. L’apparition ou non d’une réaction d’agglutination permet de révéler la présence
ou l’absence de ces différents antigènes, et de définir 13 sérotypes (Seeliger & Höhne, 1979)
chez L. monocytogenes : 1/2a, 1/2b, 1/2c, 3a, 3b, 3c, 4a, 4ab, 4b, 4c, 4d, 4e et 7 (Tableau 1).
Tableau 1 : Sérovars du genre Listeria
Espèce Sérovar Antigène O (somatique) Antigène H (flagellaire)
1/2a A ; B
1/2b A ; B ;C
1/2c
I ; II ; III
B ; D
3a II ;III ;IV A, B
3b A, B, C
3c II ; III ;IV ; XII ; XIII B, D 4a III ; V ; VII ;IX
4ab III ; V ; VI ; VII ; IX ; X 4b III, V, VI
4c III ; V ; VII 4d III ; V ; VI ; VIII 4e III ; V ; VI ; VIII ;IX L. monocytogenes
7 III ; XII, XIII L. ivanovii 5 III ; V ; VI ; VIII ; X
6a III ; V ; VI ; VII ;IX ;XV L. innocua
6b III ; V ; VI ; VII ; IX ; X ; XI
A ; B ; C
L. grayi III ; XII, XIV E
Au total, il existe 17 sérovars au sein du genre Listeria. A l’exception des souches du sérovar 5, qui semblent toutes appartenir à l’espèce L. ivanovii, il n’y a pas de corrélation entre les sérovars et les espèces (Tableau 2).
Tableau 2 : Distribution des sérovars parmi quelques espèces de Listeria Espèce Sérovars
L. monocytogenes 1/2a, 1/2b, 1/2c, 3a, 3b, 3c, 4a, 4ab, 4b, 4c, 4d, 4e et 7
L. innocua 3, 6a, 6b, 4ab
L. ivanovii 5
L. seeligeri 1/2a, 1/2b, 1/2c, 4b, 4c, 4d, 6b L. welshimeri 1/2a, 4c, 6a, 6b
Les composants somatiques correspondent aux acides téichoïques (polyribitol phosphate
lié de manière covalente au petidoglycane) présents au niveau de la paroi. Des substitutions
glycosidiques des unités ribitol-phosphate rend ce composant variable au niveau structural et
antigénique. Les acides téichoïques des sérogroupes 1/2 et 3 sont des polyribitol phosphates
avec des substituts N-acetylglucosamine (Glc-NAc) et rhamnose (dans le cas du sérogroupe
1/2) sur le ribitol. Au contraire, chez les souches du sérogroupe 4, le Glc-NAc est incorporé
dans les chaînes d’acide téichoïque et porte selon le sérovar (4a, 4b…) des substituts de
galactose et/ou de glucose. Seules les souches de sérovar 4b ont des substituts galactose et glucose sur les Glc-NAc des acides téichoïques (Figure 1).
Figure 1 : Composition des acides téichoïques chez différents sérotypes de L. monocytogenes (selon Promadej et al., 1999)
Cette caractérisation est internationalement utilisée et reconnue. Bien que son pouvoir discriminant soit faible, puisque la plupart des isolats humains de L. monocytogenes appartiennent aux sérovars 1/2a, 1/2b et 4b, le sérotypage est une première approche indispensable dans la différenciation de l’espèce.
3-2. Autres techniques 3-2.1. La lysotypie
Cette technique est fondée sur la sensibilité aux bactériophages et permet de subdiviser les souches d’un même sérovar (Audurier et al., 1977 ; Rocourt et al., 1985). En 1981, un atelier de travail international a permis de sélectionner 29 phages (appartenant aux familles des Myoviridae et des Styloviridae) isolés de souches de Listeria sp. ou du milieu extérieur. De nombreuses souches, notamment des souches présentes dans les aliments ou dans le milieu extérieur, ne peuvent pas être typées mais, 93% des souches du sérovar 1/2 et 99% des souches du sérogroupe 4 ont pu être typées dans une étude effectuée par (Loessner &
Busse, 1990 ; Loessner, 1991) La lysotypie est très utile pour les enquêtes épidémiologiques et, depuis 1991, la procédure dite "reverse" a simplifié la mise en œuvre de cette technique.
Dans la procédure "reverse", les suspensions de phages sont déposées sur une gélose tryptose qui est mise à sécher puis ensemencée avec une culture en phase exponentielle de la souche à typer. La lecture est effectuée après 12 h et 36 h d'incubation. Les boîtes de gélose sur lesquelles sont absorbées les phages peuvent être préparées à l'avance et elles se conservent 6
Sérogroupe 1/2 Sérogroupe3 Sérogroupe 4
semaines à + 4°C, ce qui facilite la réalisation de la technique et permet de gagner beaucoup de temps.
3-2.2. Multilocus Enzyme Electrophoresis : MEE
L’analyse du polymorphisme électrophorétique des enzymes (ou «Multilocus Enzyme Electrophoresis», [MEE]) permet de différencier les isolats selon la mobilité électrophorétique d’un certain nombre d’enzymes métaboliques. Cette analyse a été appliquée dès 1989 à L. monocytogenes (Piffaretti et al., 1989 ; Bibb et al., 1990).
3-2.3. Restriction Enzyme Analysis (REA) et Restriction Fragment Lenght Polymorphism Pattern (RFLP)
L’analyse des profils de restriction de l’Acide DésoxyriboNucléique (ADN) chromosomique total (ou «Restriction Enzyme Analysis», [REA]) permet une discrimination assez bonne, cependant les profils d’ADN demeurent difficiles à analyser du fait d’un grand nombre de fragments générés. Ceci a été partiellement résolu par la technique «Restriction Fragment Lenght Polymorphism Pattern» (RFLP) qui consiste à analyser le polymorphisme électrophorétique de certains gènes chromosomiques à partir d’une électrophorèse d’ADN total couplée à un transfert et une hybridation avec certains fragments d’ADN. La discrimination apportée par cette technique est intéressante pour les souches de sérogroupe 1, mais plus limitée avec les souches du sérogroupe 4.
3-2.4. Le ribotypage
C’est une technique fondée sur le même principe que
la méthode RFLP, la sonde
utilisée étant une séquence d’ADN s’hybridant avec les gènes codant pour l’ARN (Acide
RiboNucléique) ribosomique. Cette approche est très largement utilisée pour la caractérisation
de nombreuses espèces bactériennes (Grimont & Grimont, 1986). Son pouvoir discriminant
varie en fonction des sérovars, mais son inconvénient majeur est la lourdeur et la longueur des
travaux qu’elle impose. Depuis peu, une automatisation de la technique a été développée. Ce
système, appelé Riboprinter™ (E.I. Dupont) permet une bonne standardisation de la méthode
accompagnée d’une base de données de profils et devient accessible à un plus grand nombre
de laboratoires. Cependant, le coût total du ribotypage reste élevé et limite son utilisation aux
laboratoires de grande capacité.
3-2.5. Pulsed Field Gel Electrophoresis: PFGE
La technique de détermination du profil de restriction de l’ADN total après électrophorèse en champ pulsé (ou «Pulsed Field Gel Electrophoresis», [PFGE]) est fondée sur l’électrophorèse de gros fragments d’ADN générés après l’action d’une enzyme de restriction à faible fréquence de coupure. Cette électrophorèse s’effectue dans un champ électrique pulsé qui permet la migration de gros fragments d’ADN. Elle a été largement utilisée ces dernières années dans un but épidémiologique (Franciosa et al., 1998), pour comparer les souches isolées d’aliments avec celles isolées de patients (Boerlin et al., 1997), afin d’analyser la traçabilité de contaminants microbiens au sein de sites de production industriels (Giovannacci et al., 1999). La PFGE paraît reproductible et a été utilisée dans le cadre d’études multicentriques interlaboratoires. D’après Brosch et al. (1994), cette technique est l’une des plus discriminantes pour le typage de L. monocytogenes.
3-2.6. Random Amplified Polymorphism DNA » (RAPD) D’autres méthodes fondées sur l’amplification génique ont été développées. La technique «Random Amplified Polymorphism DNA» (RAPD) (Boerlin et al., 1995) est fondée sur l’utilisation d’amorces nucléotidiques choisies au hasard. Cette méthode est plus rapide à mettre en oeuvre mais manque parfois de reproductibilité.
3-3. Sous-typage et linéages
Ce sous-typage des souches de L. monocytogenes est important pour les études épidémiologiques lors de cas groupés de listériose (comparaison des souches cliniques et isolées des aliments) et pour l’étude d’environnements agroalimentaires, afin d’identifier la source de contamination.
Sur la base des nombreuses méthodes de typage moléculaire (ribotypage, PFGE,…), il a été montré que les souches de L. monocytogenes se répartissaient en deux divisions majeures, appelées linéage I et II (Brosch et al., 1994 ; Zhang et al., 2003), (Graves et al., 1994) (Piffaretti et al., 1989) (Ripabelli et al., 2000) :
Etudes Lineage I Lineage II Méthode
(Brosch et al., 1994) 1/2a, 1/2c, 3a, et 3c 1/2b, 3b, 4b, 4d, et 4e PFGE (Graves et al., 1994) 1/2a, 1/2c, 3a 1/2b, 3b, 4b, 4ab Ribotype
(Zhang et al., 2003) 1/2a 1/2b, 4b Hybridation ADN
(Piffaretti et al., 1989) 1/2a, 1/2c 4b, 1/2b, 4a polymorphisme (Ripabelli et al., 2000) 1/2a, 1/2c 1/2b, 3b, 4b AFLP
Il n’existe à ce jour aucune nomenclature officielle, le nom de ces linéages variant
d’une étude à l’autre. De plus, certaines études décrivent l’existence d’un troisième linéage
qui semble être associé de matière prédominante aux cas de listériose animale (Jeffers et al., 2001) (Wiedmann et al., 1997).
4 - PHYSIOLOGIE DE L. MONOCYTOGENES
4-1. Caractères bactériologiques
Le genre Listeria fermente sans gaz de nombreux glucides : glucose, fructose, mannose, amygdaline, saliciline, cellobiose, maltose, trehalose, gentobiose, D-arabitol. Les germes de ce genre sont catalase-positive, oxydase-négative et hydrolysent l’esculine.
L. monocytogenes est un bacille à Gram positif se présentant sous forme de bâtonnets réguliers de 0,5 à 2 µm de longueur sur 0,4 à 0,5 µm de diamètre, aux extrémités arrondies, associés parallèlement en courtes chaînes ou en paires sous forme de V. Dans les cultures âgées ou carencées, des filaments de plusieurs micromètres peuvent apparaître.
La bactérie n’est ni sporulée ni capsulée. Elle est mobile par des flagelles péritriches lorsqu’elle est cultivée entre 20 et 25°C, et immobile ou très faiblement mobile à 37°C.
Elle est capable de se développer en atmosphère aérobie ou anaérobie (Seeliger & Jones, 1987). Sur gélose nutritive, elle forme en 24-48 h à 37°C des colonies de 0,5 à 1,5 mm de diamètre, translucides à reflets bleutés en lumière oblique. A partir du glucose, cette bactérie produit essentiellement de l’acide L(+)lactique.
Les caractères biochimiques principaux permettant de réaliser la différenciation entre les différentes espèces de Listeria sont présentés dans le Tableau 3.
Tableau 3 : Caractères bactériologiques différenciant les espèces de Listeria (+ : positif ; - :
négatif) (Rocourt et al., 2000)
Il peut également être utile de différencier L. monocytogenes et les autres Listeria de certains genres pouvant donner des colonies d'aspect voisin, en particulier sur gélose au sang (Tableau 4).
Tableau 4 : Caractères différenciant les listeria de genres bactériens présentant des caractères phénotypiques voisins (Rocourt et al., 2000)
4-2. Conditions de survie et de multiplication
L. monocytogenes est une bactérie ubiquiste, très largement répandue dans l’environnement. Ce n’est pas un germe très exigeant et sa culture est obtenue sur les milieux nutritifs classiques. Cependant, cette bactérie ne peut pas se développer dans des milieux carencés en fer. En effet, l’apport de citrate de fer et d’esculine stimule sa croissance.
L. monocytogenes possède un certain nombre de caractéristiques lui permettant de survivre et de croître dans les aliments mais également de coloniser de nombreuses niches écologiques au sein des industries agroalimentaires. Parmi ses caractéristiques, sa capacité à croître dans une large gamme de températures et notamment aux températures de réfrigération est déterminante. En effet, sa croissance est démontrée expérimentalement entre – 2°C et +45°C (Augustin et al., 1999). Son optimum de croissance est situé à 30-37°C. Par contre, L. monocytogenes est rapidement détruite à 60°C (Breand et al., 1998) et n’est donc pas considérée comme un germe thermorésistant. Toutefois, certains prétraitements thermiques peuvent influencer sa thermotolérance (Pagan et al., 1997). Ceci pourrait contribuer à la survie de L. monocytogenes dans les aliments subissant un préchauffage avant pasteurisation.
Une autre propriété importante est sa capacité à se développer en présence d'une forte concentration en sel (jusqu’à 10% NaCl), ce qui explique sa persistance dans les aliments salés. Il a même été montré que certaines souches pouvaient survivre dans des saumures de fromagerie contenant de 13 à 14% de NaCl (Farber et al., 1992). Son a
wlimite est de 0.93 (Nolan et al., 1992), le germe restant viable mais sans multiplication pour des valeurs d’a
wplus faibles.
L. monocytogenes se multiplie entre pH 4.6 et 9.6 (Pearson & Marth, 1990) avec un optimum de croissance à pH 7.1. Elle peut toutefois survivre pendant de très longues périodes à des pH proches de pH 4 comme c’est le cas dans les ensilages de maïs.
La capacité de L. monocytogenes à se multiplier dans une large gamme de température, pH, a
w, mais également ses exigences nutritives modérées expliquent la capacité de cette bactérie à croître dans des conditions très défavorables et à coloniser de nombreuses niches écologiques.
Ses capacités de résistance et d’adaptation constituent donc un risque sérieux pour les industries agroalimentaires et classe cette bactérie parmi les agents pathogènes les plus surveillés.
5 - ENVIRONNEMENT
5-1. Niches écologiques
Malgré l’absence de spores, les capacités de résistance de Listeria dans le milieu extérieur sont remarquables. Elle est notamment très largement répandue dans l'environnement (sols, végétaux, pâturages, eaux douces, eaux de mer, vase, eaux d'égouts), dans les locaux d'élevage (litière, sol, parois, fenêtres, mangeoires, abreuvoirs...) et dans les locaux d'habitation (torchons, serpillières, périphérie des conduites d'évacuation, réfrigérateurs, brosses à dents) (Beumer et al., 1996). L’environnement est essentiellement contaminé par les fèces d’animaux sains ou malades. En effet, 10 à 30% des bovins, ovins, porcins et poulets hébergent naturellement cette bactérie dans leur tube digestif, ainsi que 1 à 20% des humains (chapitre 1 § 9 -). Il est connu que les troupeaux de ruminants sont essentiellement contaminés par une alimentation à base d’ensilages (Wilesmith & Gitter, 1986).
La listériose humaine est également majoritairement transmise par l’alimentation. Toutes les grandes catégories d’aliments peuvent être contaminés, qu’il s’agisse des produits laitiers, des produits carnés, des végétaux ou encore des poissons ou crustacés, mais avec des fréquences et des taux variables.
La listériose humaine est présente dans les pays industrialisés mais elle est quasiment
absente des pays en voie de développement. Outre les différences existant dans les moyens de
diagnostic et de surveillance sanitaire, cette répartition géographique s'expliquerait
paradoxalement par une meilleure hygiène et par la généralisation de la chaîne du froid dans
les pays développés. En effet, L. monocytogenes pouvant survivre et se développer à 4°C, la réfrigération des aliments permettrait une sélection de cette bactérie.
La contamination peut survenir à tous les stades de la fabrication et de la distribution mais elle peut aussi se produire chez le consommateur.
5-2. Listeria monocytogenes dans l’industrie agroalimentaire
Les études microbiologiques menées dans l’environnement des élevages ont montré une faible contamination des filières porcines et avicoles. Par contre, différentes enquêtes menées dans les filières de production de viande montre une amplification entre l’élevage et l’abattoir puis la découpe. Lors de cette étape, les couteaux, les tapis et autres machines sont fréquemment contaminés par L. monocytogenes et sont à l’origine de la contamination. De fortes contaminations des surfaces de travail ont également été montrées dans les salaisons.
L’existence de souches «résidentes» a été confirmée par des comparaisons génotypiques. Il semble donc que des carences en opérations de nettoyage et désinfection constituent une source potentielle de L. monocytogenes dans les entreprises agroalimentaires.
Les fréquences de contamination du lait cru sont variables selon les études effectuées dans différents pays (0.3 à 7%) mais sont plus faibles que les fréquences de contamination des viandes (2 à 60%). Concernant les fromages, les fréquences de contamination sont très variables d’un type de fromage à un autre. Ainsi les fromages frais qui présentent un pH acide, inférieur ou égal à pH 4.5 ne permettent pas la croissance et la survie de la bactérie (fromages de chèvre, parmesan…). D’autres fromages permettent la survie de L. monocytogenes mais inhibent sa croissance (fromages à pâte pressée, bleus). Enfin, les fromages à pâte molle, affinés, à croûte fleurie (Camembert, Brie…) ou à croûte lavée (Munster, Maroilles…) permettent la croissance. Concernant les yaourts, le pH acide atteint en fin de fabrication permet d’inhiber la croissance de L. monocytogenes. Les crèmes et le beurre sont rarement contaminés.
6 - PATHOLOGIE
6-1. Pathologie animale
La listériose est une infection essentiellement animale, accidentellement humaine. Elle
sévit de façon sporadique chez les animaux, mais peut évoluer de façon endémique dans
certains élevages en fonction des techniques d’élevage. Elle semble être présente surtout dans
les zones tempérées, mais on peut la rencontrer dans le monde entier. La contamination des
animaux s’effectue le plus généralement par ingestion des végétaux. Ce sont donc les herbivores qui sont principalement atteints. L. monocytogenes est reconnue comme pathogène pour les animaux et surtout chez l’homme. L. ivanovii peut être pathogène pour les petits ruminants, particulièrement chez les ovins (Chand & Sadana, 1999). L. innocua, bien que fréquemment isolée chez des animaux présentant des signes cliniques, n’est généralement pas considérée comme pathogène. Dans certaines exploitations, son rôle pathogène est évoqué et mériterait une réelle expertise (Walker et al., 1994). Les principales formes cliniques de la maladie sont des avortements, des entérites, des sépticémies et des formes nerveuses. Les formes nerveuses sont essentiellement décrites sous l’appellation de «circling disease» car les animaux atteints se déplacent difficilement, titubent et tournent en rond toujours dans le même sens avant de tomber.
6-2. Pathologie humaine
L. monocytogenes est la seule espèce du genre Listeria à être considérée comme pathogène chez l’homme. Cependant, bien que L. ivanovii est considérée comme non pathogène pour l’homme, il est à noter que 8 cas de listériose dus à cette espèce ont été rapportés (Cummins et al., 1994 ; Lessing et al., 1994 ; Snapir et al., 2006).
L. monocytogenes est à l’origine d’une maladie grave, la listériose. La plupart des anadémies de listériose ont été observées en Europe et en Amérique du nord. Cette infection est rare comparée aux autres maladies transmises par les aliments, puisqu’elle a une incidence de 2 à 10 cas par million d’habitants par an. Cependant, cette maladie entraîne une hospitalisation quasi systématique et un nombre élevé de décès. En effet, environ 25-30% des personnes atteintes de listériose décèdent, ce qui en fait une des plus fréquente cause de décès dû à une contamination alimentaire. Pour cette catégorie de maladie, elle est la deuxième cause de mortalité juste après la salmonellose en France (Vaillant et al., 2005) et aux Etats- Unis (28% des décès dus à une infection alimentaire (Mead et al., 1999)). Malgré les efforts des industriels de la filière alimentaire et la mise en place d’un système de surveillance efficace en France qui a permis de diminuer les cas de listeriose humaine, le risque sanitaire reste donc important. De plus, alors que les cas de listériose ont diminués en France ces dernières années, il est important de noter que cette maladie a progressé dans certains pays comme l’Allemagne avec 510 cas de listérioses recensés en 2005 contre seulement 217 en 2001.
La listériose affecte essentiellement les personnes dont le système immunitaire est
perturbé. Il s’agit notamment des femmes enceintes et de leur fœtus ou de leur nouveau-né,
des personnes âgées et des personnes immunodéprimées (séropositivité au VIH, cancer, transplantés, diabétiques…).
On peut schématiquement diviser les listérioses humaines en deux grands groupes d’infection :
• Les formes foeto-maternelles et néonatales.
• Les formes de l’adulte.
Chez la femme enceinte, la listériose se traduit par un épisode fébrile d’allure pseudo grippale, et n’entraîne quasiment jamais d’infections du système nerveux. Elle peut entraîner la contamination du fœtus (listériose foeto-maternelle) ou de l’enfant lors de l’accouchement (listériose néonatale). L. monocytogenes infectant le fœtus peut entraîner la mort in utero, un avortement ou un accouchement prématuré selon le stade de la grossesse. La listériose affectant le nouveau-né se traduit sous forme septicémique qui peut évoluer vers une forme méningée.
En ce qui concerne la forme adulte, elle se manifeste essentiellement par une bactériémie ou une atteinte du système nerveux central (méningites, méningo-encéphalites, encéphalites).
Il a également été montré que la listériose pouvait parfois être à l’origine de cas de gastroentérites graves (Dalton et al., 1997 ; Sim et al., 2002), et que cette forme touchait essentiellement des personnes en bonne santé.
En plus d’une mortalité élevée, les séquelles neurologiques suite à une listériose sont fréquentes en dépit de l’antibiothérapie.
7 - EPIDEMIOLOGIE
7-1. Système de surveillance en France
La surveillance de la listériose en France est réalisée par l’intermédiaire de la
déclaration obligatoire (DO) depuis 1999 et du Centre national de référence (CNR) situé à
l’institut Pasteur depuis 1990 qui centralise et caractérise les souches de L. monocytogenes
provenant des laboratoires de microbiologie. La DO permet au médecin de la Direction
Départementale des Affaires Sanitaires et Sociales (DDASS) de recueillir de façon précoce
des informations sur la consommation alimentaire des patients. La DO a également comme
objectif de disposer d’informations sur les patients (forme clinique, âge, terrain à risque…),
afin de suivre les tendances évolutives de cette maladie.
Lorsque le CNR repère un groupement dans le temps de souches "identiques" (non différentiables par la méthode de typage utilisée), il en informe les membres de la "cellule Listeria" chargée de la coordination des investigations et des actions, constituée de représentants de la Direction Générale de la santé (DGS), de l’Institut de Veille Sanitaire (InVS), de la Direction Générale de l'Alimentation (DGAl), de la Direction Générale de la Concurrence, de la Consommation et de la Répression des Fraudes (DGCCRF) et du CNR.
L’InVS analyse les informations concernant ces patients (fiches DO et questionnaires alimentaires) et décide ou non, en fonction de cette analyse, de passer en phase d’alerte.
Lorsqu’il y a alerte, les différents partenaires de la cellule de coordination décident des investigations à entreprendre afin d’identifier un éventuel aliment commun à l’origine de ces cas et d’éviter de nouveaux cas par la mise en œuvre de mesures appropriées.
7-2. Caractéristiques épidémiologiques en France
Sur la période 1999-2003, on observe une diminution de l’incidence en 2001, qui se stabilise en 2002 et 2003 (Figure 2). En effet, l’incidence des cas de listériose est passée de 4.5 cas / million d’habitants en 1999 à 3.4 cas / million d’habitants en 2003 (www.invs.fr).
Incidence( cas / million d'habitants)
0 0,5 1 1,5 2 2,5 3 3,5 4 4,5 5
1999 2000 2001 2002 2003
année
cas/million d'habitants
Figure 2 : Incidence de la listériose (cas / million d’habitant) entre 1999 et 2003 en France
Malgré un nombre de cas moins important, le nombre de décès suite à une listériose est
resté stable entre 1999 et 2002 (Figure 3), avec une moyenne de 60 décès par an (létalité
comprise entre 21 et 31 % selon les années). Seule l’année 2003 montre une baisse de la
létalité avec 39 décès, qui représentent 18.6% des patients.
nombre de décés / an
0 10 20 30 40 50 60 70
1999 2000 2001 2002 2003
année
nombre de décès
Figure 3 : Nombre de décès dus à la listériose entre 1999 et 2003
De 2001 à 2003, on observe une variation saisonnière, avec une augmentation estivale notable des cas (période de mai à août) (Figure 4).
Figure 4 : Nombre de cas de listériose en fonction des mois en 2001, 2002 et 2003
Les formes materno-néonatales représentent 24% des cas de listériose et la mortalité concerne uniquement le nouveau-né et le fœtus, les femmes enceintes présentant généralement des manifestations pseudo-grippales ou aucune manifestation. La létalité est élevée avec une moyenne de 32.5% de décès entre 1999 et 2003.
Les formes non materno-néonatales surviennent majoritairement chez les hommes (environ 60% des cas). Parmi les patients touchés par la listériose entre 1999 et 2003, 69.6%
avaient un terrain à risque, 12.4% avaient une autre pathologie et 15 % n’avaient aucune
pathologie connue au moment de l’hospitalisation. Pour 3% des patients, il n’a pas pu être
précisé s'il existait un terrain à risque ou non. De plus, l’incidence augmente avec l’âge à
partir de 60 ans (Figure 5). La létalité est de 21.5 % (oscillant entre 16% et 32% selon les années).
incidence (cas/million d'habitants) selon l'âge en 2004
0 5 10 15 20 25 30 35
0-1 an 1-4 ans 5-9 ans 10-14 ans 15-19 ans 20-24 ans 25-29 ans 30-34 ans 35-39 ans 40-44 ans 45-49 ans 50-54 ans 55-59 ans 60-64 ans 65-69 ans 70-74 ans 75-79 ans 80-84 ans 85-89 ans 90-94 ans sup 94 ans
Figure 5 : Incidence de la listériose (cas / million d’habitants par an) selon l’âge en 2004
Les souches à l’origine des cas de listériose humaine appartiennent majoritairement aux sérovars 4b, 1/2a et 1/2b. La prédominance des souches de sérovar 4b est observée depuis 1987, à l’exception de la période 1992 à 1995 où les souches de sérovar 1/2a étaient prépondérantes (Figure 6).
0 10 20 30 40 50 60 70
1987 1988
1989 1990
1991 1992
1993 1994
1995 1996
1997 1998
1999 2000
2001 2002
2003
%
sérovar 1/2a sérovar 1/2b sérovar 1/2c sérovar 4b autres
Figure 6 : Sérovars à l’origine des cas de listériose en France sur la période 1987-2003
Au sein des souches à l’origine des formes non materno-néonatales, le sérovar 4b est plus
fréquemment retrouvé dans les infections du système nerveux central (56% des cas) que lors
d’une bactériémie (41%).
De même, le serovar 4b est majoritairement à l’origine des cas groupés de listériose avec 15 des 25 cas signalés par le CNR entre 2001 et 2003 (60%).
8 - RELATION DOSE-REPONSE
Malgré une contamination importante des aliments (Chapitre 1 § 5-2) et donc une exposition régulière du consommateur, l’incidence de la listériose chez l’homme est faible.
Notermans et al. (1998) ont montré par des tests sur souris que ce décalage ne pouvait pas s’expliquer par une atténuation de la virulence de certaines souches. Cette observation pourrait plus facilement s’expliquer par le fait que la listériose n’apparaît que suite à une dose importante de bactéries ingérées. Cette dose infectante ne peut évidemment pas être déterminée, pour des raisons éthiques, à l’aide de volontaires humains, comme cela a été fait pour une infection à Rotavirus (Ward et al., 1986). De par une période d’incubation longue et une possible multiplication de L. monocytogenes aux températures de réfrigération, la densité bactérienne de l’aliment incriminé est difficile à établir. Cependant, les résultats des enquêtes réalisées sur les produits incriminés dans les anadémies font état de niveaux de contamination supérieurs à 10
2L. monocytogenes/g d’aliment (Tableau 5).
Tableau 5 : Anadémies survenues depuis 1980 en France et dans d’autres pays (au 01/07/00)
(Rapport AFSSA)
Chen et al. (2006) ont montré que la dose-réponse était apparemment dépendante du sérovar de la souche. De plus, il est à noter que cette dose infectante est certainement variable en fonction du statut immunitaire du patient.
9 - PORTAGE ASYMPTOMATIQUE
Etant donné la faible incidence de la listériose, on peut également se demander s’il existe un portage de L. monocytogenes ne provoquant pas de maladie. Les publications sur ce sujet montrent une faible fréquence de portage asymptomatique, puisque L. monocytogenes a été trouvé dans 0.12% à 4.7% des échantillons fécaux prélevés sur des adultes en bonne santé (Berger & Pietsch, 1975 ; MacGowan et al., 1994 ; Cobb et al., 1996 ; Grif et al., 2001 ; Sauders et al., 2005). Cependant, cette fréquence est élevée par rapport au nombre de cas de listériose, puisque seulement 0.00034% de la population est touchée par la listériose chaque année.
La faible fréquence de portage fécal de L. monocytogenes pourrait s’expliquer par un effet protecteur de l’acide gastrique contre le passage d’organismes pathogènes. En effet, Cobb (1996) a montré une importante augmentation de la fréquence de L. monocytogenes (20% de portage) chez les patients recevant un traitement suppresseur de l’acide gastrique. Cependant, aucun de ces patients n’a développé de listériose. La plupart des souches isolées de ces échantillons fécaux appartenaient aux mêmes sérovars que ceux principalement retrouvés dans les cas de listériose, c'est-à-dire les sérovars 1/2a, 1/2b et 4b.
Grif et al. (2001) ont suivi trois volontaires adultes en bonne santé pendant un an. En moyenne, deux épisodes de portage de L. monocytogenes ont été observés par personne et le portage fécal ne durait pas plus de 4 jours.
10 - POUVOIR PATHOGENE ET FACTEURS DE VIRULENCE
10-1. Voies d’infection chez l’homme
La gravité des infections à L. monocytogenes est liée au pouvoir invasif de ce
pathogène qui est capable de traverser la barrière intestinale ou placentaire et de pénétrer le
système nerveux central. De plus, L. monocytogenes est une bactérie intracellulaire qui peut
notamment envahir les cellules épithéliales et les macrophages et s'y multiplier, la mettant à
l’abri du système immunitaire.
La porte d’entrée de l’infection chez l’homme est le plus souvent le tube digestif à la suite de l’absorption d’aliments contaminés (Figure 7). Après avoir traversé la barrière intestinale, L. monocytogenes se retrouve dans les cellules phagocytaires de la lamina propria. La dissémination se fait par voie lymphatique et sanguine et permet à la bactérie d’atteindre le foie et la rate. Il a été montré chez la souris que L. monocytogenes est alors rapidement éliminée par les macrophages résidents (Ebe et al., 1999). Les bactéries survivantes vont infecter les hépatocytes. La lyse des hépatocytes par les neutrophiles libère les bactéries qui peuvent être phagocytées par les neutrophiles ou les macrophages. Chez les personnes possédant un bon système immunitaire, L. monocytogenes est rapidement éliminée. Ceci est certainement l’événement se produisant le plus couramment suite à une infection à L. monocytogenes, ce qui expliquerait la rareté des cas de listériose comparée à la fréquence des aliments contaminés. De plus il a été montré que des lymphocytes T dirigés contre des antigènes de Listeria étaient couramment retrouvés chez des personnes en bonne santé (Munk
& Kaufmann, 1988), ce qui pourrait s’expliquer par une stimulation courante du système immunitaire par L. monocytogenes fréquemment présente dans les aliments. Il semblerait donc que chez les individus en bonne santé, l’ingestion d’une faible dose de L. monocytogenes n’aurait d’autres effets que la stimulation du système immunitaire.
Chez les personnes immunodéprimées ou si la dose ingérée est trop élevée, l’infection peut
ne pas être stoppée par le système immunitaire et entraîner une prolifération importante dans
le foie, entraînant le largage de bactéries dans la circulation sanguine. Ceci peut causer une
septicémie, la colonisation du système nerveux central ou du placenta.
Figure 7 : Voies d’infection de L. monocytogenes chez l’homme (Vazquez-Boland et al., 2001)
10-2. Facteurs de virulence
En plus d’envahir les macrophages, L. monocytogenes peut entraîner sa propre internalisation dans de nombreuses cellules dont les cellules épithéliales, les fibroblastes, les hépatocytes, les cellules endothéliales et des cellules nerveuses. Après pénétration dans ces différentes cellules, la bactérie réalise son cycle infectieux intracellulaire qui se décompose en plusieurs étapes (Erreur ! Source du renvoi introuvable.) : internalisation de la bactérie dans la cellule hôte, multiplication intra cytoplasmique, propulsion jusqu’à la cellule voisine et formation d’une protrusion endocytée par une autre cellule, lyse de la vacuole à double membrane et début d’un autre cycle. L’étude de ce processus a conduit à la mise en évidence de plusieurs facteurs de virulence.
Avortement place septicémie bactériémie
Réponse immunitaire méningoencéphalite
Gastroentérite Système
nerveux central
Environnement Aliments
contaminés
