Valorisation de résidus organiques solides d'origine agricole comme substrats pour la culture de deux espèces de champignons comestibles

Revue Scientifique et Technique Forêt et Environnement du Bassin du Congo Volume 6. P. 28-38, Avril (2016)

Valorisation de résidus organiques solides d’origine agricole comme substrats pour la culture de deux espèces de champignons comestibles

Diansambu M. I.¹, Dibaluka M. S.², Lumande K. J.², Degreef J.³

(1) Ecole Régionale post-universitaire d’Aménagement et de Gestion Intégrés des Forêts et Territoires Tropicaux (ERAIFT). B.P. 15.373 - Kinshasa, République Démocratique du Congo / e-mail : isaacdiansambu@gmail.com

(2) Université de Kinshasa. Faculté des Sciences. Département de Biologie, République Démocratique du Congo.

(3) Jardin botanique Meise. Domaine de Bouchout. B-1860 Meise, Belgique.

Résumé

Deux souches de deux espèces fongiques (Pleurotus florida Singer et Pleurotus sajor-caju (Fr.) Fr) isolées sur milieu gélosé Potato Dextrose Agar (PDA) ont été testées sur substrats de semis (grains de maïs et de sciure de bois) et sur trois substrats lignocellulosiques : bagasse de canne à sucre (Saccharum officinarum), sciure de bois de Terminalia superba et gousses sèches d’Acacia auriculiformis mis à tremper dans l’eau pendant 24 heures, fermentés sous bache pendant 10 jours puis, compostés pendant 30 jours tour à tour, pasteurisés par immersion dans l’eau chaude dans une glacière en deux expositions successives à 80°C pendant 3 heures séparées d’une exposition à l’ambiante (10 kg de déchets dans 20 litres d’eau chaude) ; pasteurisés dans un baril de 200 litres pendant 6h et stérilisés (dans un autoclave à 120°C pendant 1h30 sous une pression de 1 atm). Les mycéliums de deux espèces testées ont bien envahi les supports de semis à base de maïs et de sciure de bois. Le temps d’incubation de ces deux

souches varie de 17-20 jours sur le semis à base de maïs et de 25-30 jours sur le semis à base de sciure de bois.

Des rendements moyens en sporophores les plus élevés ont été enregistrés avec la souche 1259/Mycelia de Pleurotus sajor-caju sur les substrats bagasse compostée et pasteurisée (19%), sciure compostée et pasteurisée (19%), bagasse compostée et stérilisée (19%) et sciure compostée et stérilisée (18%). Des rendements moyens en sporophores les plus élevés ont été enregistrés avec la souche 2135/Mycelia de Pleurotus florida sur les substrats bagasse compostée et stérilisée (21%), bagasse compostée et pasteurisée (17%) et gousses compostées et stérilisées (17%). Des résultats obtenus, la culture de ces deux espèces des champignons saprotrophes lignicoles comestibles sur ces substrats qui ont donné des résultats probants est prometteuse pour la vulgarisation des techniques de cultures artificielles en Afrique tropicale en général et en R.D. Congo en particulier.

Mots clés : Culture, mycélium, substrat ligno-cellulosique, rendement Abstract

Two strains of two fungal species (Pleurotus florida Singer and Pleurotus sajor-caju (Fr.) Fr) isolated on agar medium Potato Dextrose Agar (PDA) were tested on seed substrates (corn grain and sawdust) and three lignocellulosic substrates sugar cane bagasse (Saccharum officinarum), sawdust of Terminalia superba and dry pods of Acacia auriculiformis soaked in water for 24 hours, fermented for 10 days under tarpaulin then composted for 30 days in turn, pasteurized by immersion in hot water in a cooler in two successive exhibitions at 80 ° C for three hours separated from exposure to ambient (10 kg of waste in 20 liters of hot water); pasteurized in a barrel of 200 liters for 6 hours and sterilized (in an autoclave at 120 ° C for 1h30 under a pressure of 1 atm). The mycelia of two species tested were well invaded the media seedlings from corn and sawdust. The incubation period of these two strains varies de17 - 20 days of

sowing corn-based and 25 -30 days on sowing based sawdust.

Means yields the highest sporophores were recorded with the souche1259 / Mycelia of Pleurotus sajor-caju on bagasse substrates composted and pasteurized (19%), sawdust composted and pasteurized (19%), bagasse composted and sterilized (19%) and sawdust composted and sterilized (18%).

Average yields in the highest sporophores were recorded with the 2135 strain / Mycelia of Pleurotus florida on’re substrates bagasse compost and sterilized (21%), bagasse composted and pasteurized (17%) and composted and sterilized pods (17%). The results obtained, the culture of these two species saprotrophic lignicolous edible mushrooms on these substrates that have yielded positive results is promising for the popularization of artificial culture techniques in tropical Africa in general and in the DRC in particular.

Keywords :Culture, mycelium, lignocellulosic substrate performance.

DOI : 10.5281/zenodo.48398

1. Introduction

Le mandat essentiel que s’est assignée la communauté internationale est de lutter contre la pauvreté sous toutes ses formes. Mais pour mieux comprendre les objectifs des différentes stratégies mises en place pour lutter contre l’insécurité alimentaire, il est essentiel de pouvoir saisir la triple dimension du concept de la sécurité alimentaire, à savoir: la disponibilité alimentaire, la stabilité des approvisionnements et l’accès à la nourriture (Nackers, 1999; De Herdt, 2000; PAM, 2004).

En Afrique, les champignons sont très appréciés comme un produit alimentaire et sont considérés comme substituts de la viande (De Kesel et al., 2002 ;Härkönen et al., 2003 ; De Roman, 2010). En Afrique centrale, ils constituent des produits forestiers non ligneux d’une importance capitale, tant du point de vue nutritionnel qu’économique (Ndoye et al., 1999). Ils apparaissent au début de la saison des pluies quand les récoltes de la saison précédente sont presque finies et les nouvelles cultures ont juste été plantées (Härkönen, 2003). C’est dans ces périodes difficiles que l’apport en vitamines, minéraux et acides aminés (protéines) par le biais des champignons devient nécessaire pour équilibrer le régime alimentaire des populations locales (Boa, 2004 ; De Roman M., 2010). La saisonnalité dans l’apparition des sporophores ou carpophores (structures plus ou moins complexe produisant des spores) est donc un facteur limitant pour leur disponibilité, souvent aléatoire et concentrée sur quelques semaines par an, principalement en saison des pluies. Dès lors, la mise en culture des champignons se révèle être une activité rentable pour les producteurs agricoles (Eyi Ndong, 2010).

Avec une population de près de 10 millions d’habitants et ayant comme activité principale l’agriculture vivrière, la ville de Kinshasa produit d’énormes quantités de déchets. La population se débarrasse des déchets de toute nature, en brousse ou dans des lieux publics.

Ceux-ci traînent parfois entre les espaces séparant les différentes maisons. Les ordures accumulées pendant des semaines et des mois finissent par se décomposer sur place. En effet, si lors des activités de production de cultures typiques, l’agriculteur a besoin de vastes étendues de terre avant la plantation des cultures, pratique qui conduit souvent à la déforestation, l’érosion des sols et la dégradation de l’environnement en général, les activités liées à la culture de champignons par contre sont plus respectueuses de l’environnement car après la récolte des sporophores du champignon en culture, le substrat sur lequel la mycélium du champignon a poussé, peut être composté et utilisé pour amender le sol (Dibaluka, 2012).

En outre, l’utilisation des déchets dans le bioprocessus peut être l’une des solutions pour la bioconversion des résidus de biomasses non comestibles en aliments riches en protéines nutritives sous forme de champignons comestibles. La culture des champignons est dans ce contexte, une méthode sûre et durable qui permet de rendre ce produit disponible en quantité, en qualité et tout au long de l’année. Elle permet de fournir des produits frais tout en transformant une partie des déchets agricoles en protéines alimentaires de haute qualité (Chiu et al., 2000 ; Obadai et al., 2003;

Mshandete, Cuff, 2007). Il y a des possibilités pour accroitre la culture des champignons comestibles.

Les méthodes de production des champignons à plus grande échelle sont incompatibles pour les producteurs agricoles qui manquent d’argent pour instaurer de telles affaires (Boa 2004 ; 2006). Les démarches à plus petite échelle sont donc les plus adaptées et ont un potentiel plus grand pour les populations rurales qui cultivent des champs de paille qui font partie des systèmes d’agriculture intégrées.

Sur les 2327 espèces de champignons utiles recensées dans le monde, à peine une centaine peut être cultivée, mais peu de recherches ont été menées dans les pays en développement (Dibaluka, 2012).

Ce travail se propose de mettre en place une note méthodologique simple de mise en culture de ces deux espèces de champignons comestibles compatibles pour les producteurs agricoles des milieux urbain, périurbain et rural.

2. Matériel et méthodes

Le protocole de mise en culture s’est inspiré des techniques préconisées par Oei (1993, 2003).

2.1. Préparation de milieu gélosé

Un seul milieu a été utilisé pour réaliser la subculture : PDA (filtrat de cuisson dans 1 l d’eau déminéralisée de 200 g de patate douce + 20 g d’agar-agar + 20 g de dextrose, porté à 1 l).

2.2. Sous-cultures

Nous nous sommes attelés à renouveler les cultures- mères provenant du laboratoire Mycellia de l’Université de Gand/Belgique sur PDA (filtrat de cuisson dans 1 l d’eau déminéralisée de 200 g de patate douce + 20 g d’agar-agar + 20 g de dextrose, porté à 1 l). Cette technique permet d’avoir un volume plus important de mycélium disponible avant de passer à l’étape suivante et de préserver les cultures (Oei, 2005). Nous avons inoculé davantage de tubes selon les techniques décrites par Oei (1993).

2.3. Culture de semis

Deux types de substrats de semis ont été préparés : - Grains de maïs : trempage (24h), cuisson (25min),

égouttage et essorage au soleil, ajustement du pH voisin de la neutralité avec de la chaux éteinte (1%), répartition du milieu (300g) dans des bocaux fermés par un tampon d’ouate placé en dessous d’un couvercle vissé, stérilisation (120°C, 1h, 1 atm) (Oei, 2003).

- Sciure de bois : préparé selon la méthode proposée par Dibaluka (2012).

L’inoculation du substrat de semis avec du mycélium de la culture pure sur milieu gélosé est réalisée dans des conditions de stricte asepsie, dans une boite d’inoculation où le matériel de prélèvement et de transfert de l’inoculum est stérilisé grâce à la flamme d’une lampe à alcool. L’incubation des grains de maïs (27°-29°C, 15 jours) et de la sciure de bois (30 jours) est réalisée à l’obscurité, dans une armoire aérée.

2.4. Culture de fructification

2.4.1. Préparation du substrat de culture

Trois substrats de culture ont été préparés et conditionnés en petits sacs en plastique. Il s’agit de la sciure de bois de Terminalia superba, de la bagasse de canne à sucre (Saccharum officinarum) et des gousses sèches d’Acacia auriculiformis. En vue de réduire les dimensions des matières organiques, de les rendre homogènes et de faciliter le contact avec les micro-organismes la bagasse de canne à sucre a été découpée en morceaux de 1cm à l’aide d’une machette tandis que les gousses sèches d’Acacia auriculiformis ont été pillées dans un mortier. Tous ces déchets ont été respectivement mis à tremper dans l’eau pendant 24 heures puis, compostés pendant 30 jours. Le compostage contrôlé s’est déroulé sous bâche et le mélange s’est fait tous les trois jours pendant 30 jours. Le taux d’humidité a été maintenu à 65 %. Le remplissage a été réalisé dans des sacs en polyéthylène thermorésistants et doublés (19x28cm et 24x38cm) appelés ballots fructifères. Chaque ballot contient 500 g de substrat. Tous les substrats testés sont constitués de 98% de déchets et de 2% de chaux éteinte. La chaux a été ajoutée à chacun des substrats afin de réguler son pH et de le maintenir à environ 7.

Pour l’assainissement des substrats de culture, trois techniques étaient utilisées :

1. Pasteurisation par immersion dans l’eau chaude dans une glacière en deux expositions successives à 80°C pendant 3 heures séparées d’une exposition à l’ambiante (10 kg de déchets dans 20 litres d’eau chaude) ;

2. Pasteurisation dans un baril de 200 litres pendant 6 h ;

3. Stérilisation dans un autoclave à 120°C pendant 1 h 30 sous une pression de 1 atm.

Au total 3 substrats x 9 traitements x 6 répétitions ont été testés (tableau 1).

2.4.2. Ensemencement du substrat de culture L’ensemencement a été réalisé en conditions aseptiques dans une boite d’inoculation, à raison de 3% de blanc de semis par rapport à la masse de substrat. Les sachets ont ensuite été fermés à l’aide de bouchons en mousse placée dans des anneaux de 3cm de hauteur, 2,5 à 3cm de diamètre au niveau de l’encolure de sacs. Deux souches des champignons comestibles saprotrophes mises en culture provenant du laboratoire Mycelia de Magdalla Verfaillie (Gand, Belgique) ont été cultivées. Il s’agit de Pleurotus florida Singer (2135/Mycelia) et Pleurotus sajor- caju (Fr.) Fr (1259/Mycelia).

2.4.3. Incubation des cultures

L’incubation a eu lieu dans des armoires dans l’obscurité totale (28°C). L’uniformisation des conditions d’incubation a été assurée par un déplacement aléatoire des ballots à l’intérieur de l’armoire, une à deux fois par semaine. L’incubation s’est poursuivie jusqu’à l’envahissement total du substrat de production par le mycélium et l’apparition des primordia.

2.4.4. Induction de la fructification

Les ballots présentant des primordia ont été déplacés dans une cabane de fructification dont les murs sont faits de nattes et dans laquelle on a obtenu des conditions favorisant la fructification notamment une lumière tamisée, une humidité élevée et des températures modérées (23°C) tout en permettant une bonne circulation de l’air, notamment par le maintien d’un espace d’aération entre les murs et le toit. Le contrôle de l’humidité relative a été réalisé à l’aide d’un hygromètre et la température à l’aide d’un thermomètre de salle.

2.5. Paramètres évalués

2.5.1. Phénologie d’apparition des sporophores Trois paramètres ont été évalués :

- Intervalle de temps entre l’apparition des premiers boutons fructifères et la première levée sur les ballots fructifères (TABFL1 en jours);

- Le temps entre deux levées successives (TL en jours);

- Le nombre de levées (NL).

N° Substrat Code Signification

1 Bagasse de canne à sucre

BTI Bagasse trempée et immergée dans l'eau chaude BTP Bagasse trempée et pasteurisée

BTS Bagasse trempée et ttérilisée

BFI Bagasse fermentée et oimmergée dans l'eau chaude BFP Bagasse fermentée et pasteurisée

BFS Bagasse fermentée et stérilisée

BCI Bagasse compostée et immergée dans l'eau chaude BCP Bagasse compostée et pasteurisée

Bagasse compostée et stérilisée

2 Sciure de bois

STI Sciure trempée et immergée dans l'eau chaude STP Sciure trempée et pasteurisée

STS Sciure trempée et stérilisée

SFI Sciure fermentée et immergée dans l'eau chaude SFP Sciure fermentée et pasteurisée

SFS Sciure fermentée et stérilisée SCI Sciure compostée et immergée SCP Sciure compostée et pasteurisée

Sciure compostée et stérilisée

3 Gousses d’Acacia auriculiformis

GTI Gousses trempées et immergées dans l'eau chaude GTP Gousses trempées et pasteurisées

GTS Gousses trempées et stérilisées GFI Gousses fermentées et immergées GFP Gousses fermentées et pasteurisées GFS Gousses fermentées et stérilisées

GCI Gousses compostées et immergées dans l'eau chaude GCP Gousses compostées et pasteurisées

Gousses compostées et stérilisées 2.5.2. Rendements de production des sporophores

(carpophores)

Le rendement frais a été calculé suivant la formule proposée par Oei (2003) ci-dessous:

Eq. 1

D’où : PT = Production Totale de sporophores en grammes ; PS = Poids du substrat en grammes ; PL = Poids du lardon (semence) en grammes

2.6. Traitement des données

Le logiciel XL STAT a permis de faire la tabulation des résultats, les calculs des indices de la statistique descriptive et la comparaison des moyennes de différents

groupes en utilisant l’analyse de variances (ANOVA) au seuil de 5%. Chaque fois que nous avons eu au moins une paire de moyennes différentes des autres, le test de Least Significative Difference (LSD) a été utilisé pour comparer des moyennes multiples prises deux à deux.

3. Résultats

3.1. Production de la semence (blanc de semis) Le temps d’envahissement des mycéliums de deux souches sur substrats à base de maïs et de sciure de bois est consigné dans le tableau 2. Les mycéliums de deux espèces testées ont bien envahi les supports de semis à base de maïs et de sciure de bois. Le temps d’incubation de ces deux souches varie de17-20 jours sur le semis à base de maïs et de 25-30 jours sur le semis à base de sciure de bois.

Tableau 1 : Substrats à base de bagasse de canne à sucre, de sciure de bois et de gousses d’Acacia auriculiformis

3.2. Production des sporophores

3.2.1. Phénologie d’apparition des sporophores Les blancs de semis de ces deux souches ont été utilisés pour ensemencer des substrats de fructification testés sur les substrats définitifs. Les temps d’envahissement (TE en jours), les nombres de levées (NL) et les intervalles de temps entre les levées (TL en jours) de deux souches mises en culture sur les trois substrats définitifs à base de bagasse de canne à sucre (BTI

= Bagasse Trempée et Immergée, BTP = Bagasse Trempée et Pasteurisée, BTS = Bagasse Trempée et Stérilisée, BFI = Bagasse Fermentée et Immergée, BFP

= Bagasse Fermentée et Pasteurisée, BFS = Bagasse Fermentée et Stérilisée, BCI = Bagasse Compostée et Immergée, BCP = Bagasse Compostée et Pasteurisée, BCS = Bagasse Compostée et Stérilisée), à base de

sciure de bois (STI = Sciure Trempée et Immergée, STP

= Sciure de bois Trempée et Pasteurisée, STS = Sciure de bois Trempée et Stérilisée, SFI = Sciure Fermentée et Immergée, SFP = Sciure Fermentée Pasteurisée, SFS = Sciure de bois Fermentée et Stérilisée, SCI = Sciure Compostée et Immergée, SCP = Sciure de bois Compostée et Pasteurisée, SCS = Sciure Compostée et Stérilisée) et à base de gousses d’Acacia (GTP = Gousses Trempées et Pasteurisées, GTS = Gousses Trempées et Stérilisées, GFP = Gousses Fermentées et Pasteurisées, GFS = Gousses Fermentées et Stérilisées, GCP = Gousses Compostées et Pasteurisées et GCS

= Gousses Compostées et Stérilisées) jusqu’à leur épuisement lors des essais sont consignés dans les figures suivantes :

N° Espèces Souche Temps d’incubation en jours

Sur grain de maïs Sur sciure de bois

1 Pleurotus florida Singer 2135/Mycelia 18-20 26-30

2 Pleurotus sajor-caju (Fr.) Fr 1259/Mycelia 17-19 25-29

Tableau 2: Evolution des souches isolées sur substrats à base de maïs et de sciure de bois

Figure 2 : Temps d’envahissement (TE en jours) de Pleurotus florida sur les substrats à base de bagasse de canne à sucre Figure 1 : Temps d’envahissement (TE en jours) de Pleurotus

sajor-caju sur les substrats à base de bagasse de canne à sucre

Figure 3 : Temps d’envahissement (TE en jours) de Pleurotus

sajor-caju sur les substrats à base de sciure de bois Figure 4 : Temps d’envahissement (TE en jours) de Pleurotus florida sur les substrats à base de sciure de bois

• Temps d’envahissement (Temps en jours)

Figure 5 : Temps d’envahissement (TE en jours) de Pleurotus sajor-caju sur les substrats à base de gousses d’Acacia

Figure 6 : Temps d’envahissement (TE en jours) de Pleurotus florida sur les substrats à base de gousses d’Acacia

Les temps d’envahissement de ces deux espèces

(Lentinus sajor-caju et Pleurotus florida) sur les trois substrats varient entre 15-30 jours (figures 1, 2, 3,4, 5 et 6).

• Nombre de levées (NL)

Figure 7 : Nombre de levées (NL) de Pleurotus sajor-caju sur

les substrats à base de bagasse de canne à sucre Figure 8 : Nombre de levées (NL) de Pleurotus florida sur les substrats à base de bagasse de canne à sucre

Figure 9 : Nombre de levées (NL) de Pleurotus sajor-caju sur

les substrats à base de sciure de bois Figure 10 : Nombre de levées (NL) de Pleurotus florida sur les substrats à base de sciure de bois

Figure 11 : Nombre de levées (NL) de Pleurotus sajor-caju sur

les substrats à base de gousses d’Acacia Figure 12 : Nombre de levées (NL) de Pleurotus florida sur les substrats à base de gousses d’Acacia

Avec : ________ = pas de différence significative

Le nombre de levées (NL) varie entre 3-7 sur tous les

substrats à base de bagasse de canne à sucre pour les deux espèces (figures 7, 8, 9, 10, 11 et 12).

- Intervalles de temps entre les levées (TL en jours)

Figure 13 : Temps entre les levées (TL en jours) de Pleurotus

sajor-caju sur les substrats à base de bagasse de canne à sucre Figure 14 : Temps entre les levées (TL en jours) de Pleurotus florida sur les substrats à base de bagasse de canne à sucre

Figure 15 : Temps entre les levées (TL en jours) de Pleurotus

sajor-caju sur les substrats à base de sciure de bois Figure 16 : Temps entre les levées (TL en jours) de Pleurotus florida sur les substrats à base de sciure de bois

Figure 17 : Temps entre les levées (TL en jours) de Pleurotus

sajor-caju sur les substrats à base de gousses d’Acacia Figure 18 : Temps entre les levées (TL en jours) de Pleurotus florida sur les substrats à base de gousses d’Acacia

Les intervalles de temps entre les levées (TL en jours) varient entre 3-8 jours pour Pleurotus sajor-caju (figures 13, 15 et17) et entre 4-6 jours pour Pleurotus florida (figure 14, 16 et 18).

3.2.2. Rendements moyens en sporophores (carpophores) en % (n = 6 répétitions)

3.2.2.1. Sur les substrats à base de bagasse de canne à sucre

Avec : ________ = pas de différence significative

Figure 19 : Rendement de Pleurotus sajor-caju sur les substrats

à base de bagasse de canne à sucre Figure 20 : Rendement de Pleurotus florida sur les substrats à base de bagasse de canne à sucre

Les rendements en sporophores de deux espèces sur les substrats à base de bagasse de canne à sucre (BCP, BCS, BCI, BFP et BFS) avoisinent 15 à 20% (figures 19 et 20).

- Concernant la souche 1259/Mycelia de Pleurotus sajor-caju, pour 7 levées, nous avons obtenu 20% de rendement en carpophores sur BCP, 19% sur BCS, 17% sur BCI, 17% sur BFP et 16% sur BFS. Pour 6 levées, nous avons obtenu 13% de rendement en carpophores sur BTP, 13% sur BFI et 12% sur BTS.

Pour 4 levées, nous avons obtenu 9% de rendement en carpophores sur BTI (figure 19).

- Concernant la souche 2135/Mycelia de Pleurotus florida, pour 7 levées, nous avons obtenu 25% de rendement en carpophores sur BFS, 23% sur BCS, 18% sur BCP, 17% sur BCI et 15% sur BFP. Pour 5 levées, nous avons obtenu 14% de rendement en carpophores sur BTS et 13% sur BFI. Pour 4 levées, nous avons obtenu 8% de rendement en carpophores sur BTI (figure 20).

Photo 1 : La souche 1259/Mycellia de Pleurotus sajor-caju sur BCI Photo 2 : La souche 1259/Mycellia de Pleurotus sajor-caju sur BCP

Photo 3 : La souche 2135/Mycellia de Pleurotus florida sur BCI Photo 4 : La souche 2135/Mycellia de Pleurotus florida BCP Avec : ________ = pas de différence significative

3.2.2.2. Sur les substrats à base de Sciure de bois Les rendements en sporophores de deux espèces sur les substrats à base de sciure de bois (SFP, STS, SCP, SFP, SFS et SCS) avoisinent 18 à 25 %.

- Pour 7 levées par exemple de la souche 1259/

Mycelia de Pleurotus sajor-caju, nous avons obtenu 25% de rendement en carpophores sur SFP, 24% sur STS, 20% sur SCP, 19% sur SFS, 18% sur SCS et 9% sur STP (figure 21).

- Pour 5 levées par exemple de la souche 2135/

Mycelia de Pleurotus florida, nous avons obtenu 5% sur STI. Pour 5 levées, nous avons obtenu 25%

sur STP. Pour 7 levées, nous avons obtenu 40,07%

de rendement en sporophores sur STS, 25% sur SFS, 23% sur SCP, 20% sur SCS, 20% sur SCI et 19% sur SCI. Pour 5 levées, nous avons obtenu 25% sur STP (figure 22).

3.2.2.3. Sur les substrats à base de Gousses d’Acacia

Sur les substrats à base de gousses d’Acacia (GCP et GCS), les rendements en sporophores de deux espèces avoisinent 12 à 15% (figures 23 et 24).

- Pour 5 levées de la souche 2135/Mycelia de Pleurotus sajor-caju, nous avons obtenu 14,06%

de rendement en sporophores sur GCP et 12,07%

sur GCS. Pour 4 levées, nous avons obtenu 8% sur GFP, 7% sur GTS et 5% sur GFS. Pour 3 levées, nous avons obtenu 3% sur GTP (figure 23).

- Pour 5 levées de la souche 2135/Mycelia de Pleurotus florida, nous avons obtenu 17,17% de rendement en sporophores sur GCS, 4,08% sur GTP et 15,06% sur GCP. Pour 4 levées, nous avons obtenu 8% sur GTS et sur GFP et enfin, 7% sur GFS (figure 24).

4. Discussion

4.1. Substrats à base de bagasse de canne à sucre Les rendements en sporophores obtenus à partir de ces deux souches avoisinant 15% à 30% (figures 19 et 20) peuvent être considérés comme très satisfaisants (Oei, 2003). Ces résultats confirment aussi les affirmations de Chang (1999) selon lesquelles les rendements moyens, pour un total de la production mondiale, enregistrés en 1997 pour dix principales espèces cultivées est de 14,2% pour Pleurotus spp.

Le constat général est que ce sont les trois premières levées qui ont donné le plus grand rendement. Ceci rejoint les constats fait par Oei, (2005) ; Taba et al., (1996) ; Dibaluka et al., (1998), Dibaluka (2012),

Figure 21: Rendement de Pleurotus sajor-caju sur les substrats

à base de sciure de bois Figure 22 : Rendement de Pleurotus florida sur les substrats à base de sciure de bois

Figure 23 : Rendement de Pleurotus sajor-caju sur les substrats

à base de gousses d’Acacia Figure 24 : Rendement de Pleurotus florida sur les substrats à base de gousses d’Acacia

Avec : ________ = pas de différence significative

Avec : ________ = pas de différence significative

selon lesquels le stock enzymatique libéré dans le substrat et la capacité de la souche à digérer le substrat, donc à décomposer son complexe lignocellulosique est important pendant les trois premières levées.

Les hyphes du mycélium produisent des enzymes, lesquelles décomposent les substances complexes comme la cellulose, la lignine et l’hemicellulose en morceaux plus petits. Ces fragments sont consommés durant la phase suivante de la croissance mycélienne.

4.2. Substrats à base de Sciure de bois

Les rendements en sporophores obtenus à partir de ces deux souches (figures 21 et 22) confirment l’affirmation Oei (2003) selon laquelle la sciure de bois fait partie des substrats répertoriés qui sont appropriés pour la culture des pleurotes. Les rendements en sporophores superieurs à 10% obtenus à partir de cette souche exotique peuvent être considérés comme satisfaisants et confirment l’affirmation de Oei (2003) selon laquelle la sciure de bois fait partie des substrats répertoriés qui sont appropriés pour la culture des pleurotes.

4.3. Substrats à base de Gousses d’Acacia

Les rendements en sporophores superieurs à 10%

obtenus à partir de ces souches (figures 23 et 24) peuvent être considérés comme satisfaisants Oei (1993, 2003). Les gousses d’Acacia auriculiformis compostées et fermentées font partie des meilleurs substrats pour la culture des souches de ces deux espèces. C’est un substrat tout à fait nouveau dont n’a fait mention ni Lin (2004) dans la technique Juncao, ni Poppe (2004) sur les listes des substrats appropriés dans la culture des pleurotes. Les rendements en sporophores supérieurs à 10% obtenus à partir de ces souches peuvent être considérés comme satisfaisants (Oei, 2003).

5. Conclusion

Les deux souches de Pleurotus sajor-caju et de Pleurotus florida testées ont fructifié sur la majorité de substrats à base de bagasse de canne à sucre (Saccharum officinarum), de sciure de bois de Terminalia superba et de gousses sèches d’Acacia auriculiformis (figures 19, 20, 21, 22, 23 et 24).

Néanmoins, les rendements en sporophores avoisinent 15 à 20% sur les substrats à base de bagasse de canne à sucre compostée ou fermentée (BCP, BCS, BCI, BFP et BFS), avoisinent 18 à 25% sur les substrats à base de sciure de bois compostée ou fermentée (SFP, STS, SCP, SFP, SFS et SCS) et avoisinent 12 à 15%

sur les substrats à base de gousses d’Acacia (GCP et GCS) peuvent être considérés comme satisfaisants.

Les 2 souches 2135/Mycelia et 1259/Mycelia

respectivement de Pleurotus florida et de Lentinus sajor-caju mises en culture sur trois substrats (bagasse de canne à sucre, sciure de bois et gousses) tour à tour trempés et compostés et ayant été respectivement immergés, pasteurisés et stérilisés ont montré un potentiel cultural très intéressant pour avoir donné des sporophores sur les substrats sur lesquels chacune d’elles a poussé.

La culture de ces espèces de champignons saprotrophes lignicoles comestibles sur ces substrats a donné des résultats probants et prometteur pour la vulgarisation des techniques de cultures artificielles en Afrique tropicale en général et en R.D. Congo en particulier. Etant donné que ces substrats sont disponibles en R.D. Congo, ils peuvent donc être choisis comme matière première pour une production intensive ou en masse des sporophores de ces espèces tant en milieu urbain, périurbain que rural. Il y a des possibilités pour accroitre la culture des champignons comestibles. Les méthodes d’assainissement par immersion et par pasteurisation sont compatibles et les plus adaptées pour les producteurs agricoles.

Remerciements

Nous tenons à remercier vivement les responsables de l’Union Européenne (UE), de la Wallonie Bruxelles International (WBI) et du Réseau des Institutions de Formation Forestière et Environnementale d’Afrique Centrale (RIFFEAC) pour avoir mis à notre disposition les moyens financiers qui nous ont permis de mener ces recherches.

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