ANNEE: 2019 THESE N°: 06/17 CSVS
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Présentée et soutenue publiquement
Par
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11/07/2019
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Jury
PES DAKKA Taoufiq Président Faculté de médecine et de pharmacie de Rabat
PES FAKIRI Malika Rapporteur
Faculté des sciences et techniques de Settat
PES SBAII ISMAILI Karim Rapporteur Faculté de médecine et de pharmacie de Rabat
PES SADAK Abderrahmane Examinateur
Faculté des sciences de Rabat PES LMIMOUNI Badre Eddine Directeur de thèse
Faculté de médecine et de pharmacie de Rabat
Royaume du Maroc Université Mohammed V Faculté de Médecine et de
Pharmacie de Rabat
Centre des études doctorales Sciences de la Vie et de la Santé Formation doctorale : Biologie médicale, pathologie humaine et
2
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احﻟاص
ينيجني
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ﻥيمﻟاعﻟﺍ ﺏﺭ اي ﻥيمآ
3
Je dédie ce travail à mes très chers parents que j’adore de tout mon cœur,
4
Et à mes adorables et merveilleuses perles précieuses : mes sœurs et mon frère que j’aime
A toi ma Fifi,
A l’aide apportée à ta manière, à tes idées que tu crois justes et aux moments heureux passés ensemble toutes les deux.
A toi Touria,
A qui je dois tout ça, à la lumière que tu es à ma vie, à tes idées brillantes qui ont toujours guidé mon chemin, à la patience que tu as face à mes humeurs, à ta présence à chaque instant dans ma vie, merci de m’avoir toujours tirée vers le haut et de m’avoir fait partager beaucoup de ta joie
de vivre.
A toi Najia,
Aux instants consacrés à mon aide, au soutien moral et physique et pour la sœur spéciale que tu es.
A toi Ilham,
Pour le soutien que tu m’as toujours apporté, à tes encouragements et à la tendre sœur que tu es.
A toi Sanah,
Pour le courage que tu m’as soufflé pour surmonter mes peurs, à supporter mes jours les plus sombres, aux mots adéquats au temps précis, pour continuer quand j’allais tout lâcher, au temps accordé avec patience, à tes écoutes et à ta patience , merci, de m’avoir fait partager un peu de ton chakra et beaucoup de ton temps.
Je vous adore toutes mes sœurs sans exception et j’espère être pour vous ce que vous êtes pour moi, j’espère que je vous rends fières.
Et à toi Mounir,
Pour nos souvenirs partagés ensemble et à ta présence à mes côtés à ta manière.
5
Je remercie le Président et tous les membres du jury, de nous avoir fait le grand honneur d’être présents aujourd’hui. Mes
remerciements vont vers :
Le président de notre jury de thèse, Professeur DAKKA Taoufiq
Pour avoir accepté avec grand cœur d’être là aujourd’hui malgré ses obligations. Nous vous exprimons notre gratitude et notre respect profond.
Notre directeur de thèse : Colonel LMIMOUNI Badre Eddine,
De nous avoir proposé ce sujet de thèse, d’avoir cru en nous, merci pour la souplesse que vous avez témoigné lors de la réalisation de ce travail, merci à l’enrichissement professionnel et personnel que vous nous avez offert sous votre encadrement.
Nous lui exprimons notre très profonde gratitude.
Professeur FAKIRI Malika,
Pour avoir corrigé plusieurs fois sans hésitation notre travail et pour les nombreuses remarques faites qui n’ont fait qu’améliorer notre thèse. Pour avoir aussi accepté avec beaucoup de joie de faire partie de notre jury de thèse, mille mercis.
Professeur SBAII Karim,
Pour avoir accepté de faire partie de notre jury de thèse et pour avoir voulu examiner notre travail. Veuillez trouver dans ce présent travail nos remerciements sincères.
Professeur SADAK Abderrahmane,
Pour avoir examiné et corrigé notre travail. Pour nous avoir consacré un peu de votre temps et pour avoir accepté de faire partie de notre jury de thèse.
Notre directeur du Centre d’études doctorales : Professeur TAOUFIK Jamal,
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Pour avoir été toujours à l’écoute de nos problèmes et en action pour rendre notre durée de thèse plus enrichissante, plus apaisante et plus fructueuse. Merci
Tous les professeurs de la Faculté de Médecine et de Pharmacie de Rabat et ceux de l’Université Mohammed V qui ont contribué à notre
formation.
Tout le personnel de l’Hôpital Militaire de Rabat exerçant dans ses différents services et unités.
Docteur EL MEHDAOUI El Khansa
Pour son amitié sincère et son soutien et pour les agréables moments en sa compagnie. Tu es adorable, unique, spéciale et surtout tu es bonne.
7
Résumé
Séroprévalence de la toxoplasmose chez les
animaux de boucherie Meknès-Settat
Meriem Essayagh ; Badre Eddine Lmimouni
Objectif: La toxoplasmose est une zoonose parasitaire causée par
Toxoplasma gondii (T. gondii) à impact économique majeur dans les zones
rurales surtout chez les troupeaux de bovins et d’ovins ayant des antécédents d'avortement. Les études de prévalence de l'infection à T. gondii chez les animaux du bétail au Maroc sont rares. L'objectif de l'étude est de mesurer la séroprévalence de T.gondii chez les bovins et les ovins abattus au Maroc.
Matériel et méthodes: Nous avons mené une étude transversale dans les
abattoirs de Settat et Meknès entre 2013-2015. Une fiche de collecte de données en relation avec le sexe, l’espèce et l’âge a été remplie avant de prélever le sang sur les animaux de boucherie.
Les sera sanguins ont été analysés par le test d’agglutination directe modifiée pour la recherche des anticorps IgG anti-T. gondii. L’analyse des données a été réalisée à l’aide du logiciel-SPSS (Paquet statistique pour les sciences sociales) version-13.
Résultats: Au total, 402 animaux de boucherie ont été colligés dont 34
séropositifs à la toxoplasmose, soit une séroprévalence positive globale de 8,4%. Le sexe-ratio mâle/femelle a été de 1,29 dont 6% étaient des adultes. La répartition de la séroprévalence de la toxoplasmose par espèce a été de 18 (8,0%) chez les bovins, 15 (11,5%) chez les ovins et 1 (2,0%) chez les caprins. Sa répartition par espèce, sexe et âge a montré que 1 (1,1%) étaient des taureaux, 9 (27,3%) étaient des vaches, 5 (5,7 %) étaient des veaux, 3 (15,8%) étaient des génisses, 1 (33,3%) étaient des brebis, 2 (14,2%) étaient des agneaux, 12 (10,6%) étaient des agnelles et 1 (2,6%) était un chevreau.
Conclusion: La séroprévalence de T. gondii chez les ruminants au Maroc n'a
pas encore atteint des niveaux alarmants. Cependant, des programmes de vaccination vétérinaire devraient être appliqués pour atténuer les charges économiques et de santé publique causées par
T. gondii.
8
Abstract
Seroprevalence of toxoplasmosis in animals
slaughtered in slaughterhouses of Meknès-Settat
Meriem Essayagh ; Badre Eddine Lmimouni
Objective: Toxoplasmosis is a parasitic zoonosis caused by Toxoplasma
gondii (T. gondii) with a major economic impact in rural areas, especially in
herds of cattle and sheep with a history of abortion. Studies of the prevalence of T. gondii infection in livestock in Morocco are scarce hence the objective of the current study to determine the seroprevalence of T.
gondii in cattle and sheep slaughtered in Morocco.
Material and methods: We conducted a cross-sectional descriptive and
analytical study at slaughterhouses in Settat and Meknes between 2013 and 2015. A data collection sheet related to sex, species, and age was collected before blood sample collection. The blood sera were analyzed by the modified agglutination test method for the detection of IgG anti-
T. gondii. Data analysis was done using SPSS software (Statistical
Package for Social Sciences) version 13.
Results: A total of 402 slaughter animals was collected including 34
seropositive to toxoplasmosis with an overall positive seroprevalence of 8.4%. The sex-ratio male to female was 1: 4 of which 6% were adults. The distribution of seroprevalence by species was 18 (8.0%) in cattle, 15 (11.5%) in sheep and 1 (2.0%) in goats. Its distribution by species, sex and age showed that 1 (1.1%) were bulls, 9 (27.3%) cows, 5 (5.7%) calves, 3 (15.8%) heifers, 1 (33.3%) ewes, 2 (14.2%) lambs, 12 (10.6%) lambs and 1 (2.6%) kid.
Conclusion: The seroprevalence of T. gondii in ruminants in Morocco has
not yet reached alarming levels. However, a veterinary vaccination programs should be applied to mitigate the economic and public health burdens caused by T. gondii.
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تاطس سانكم خلاسم يف ةحوبذملا تاناويحلا
ميملا نيدلا ردب , غياصلا ميرم
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Table des matières
Introduction ...16
Revue de la littérature ...20
I. La toxoplasmose ...21
II. Epidémiologie de la toxoplasmose animale ...22
II.1. Répartition géographique ...22
II.2. Répercussions économiques ...23
III. Description et cycle de vie de Toxoplasma gondii ...24
III.1. Classification ...24
III.2. Morphologie ...25
III.3. Pathogénie ...33
III.4. Cycle évolutif ...35
III.4.1. Cycle asexué ...35
III.4.2. Cycle sexué ...36
IV. Mode de transmission de Toxoplasma gondii ...38
IV.1. Transmission horizontale ...38
IV.2. Transmission verticale...39
IV.3. Transmission iatrogène ...39
V. Toxoplasmose chez les animaux domestiques ...40
V.1. Toxoplasmose du chat ...41
V.1.1. Toxoplasmose intestinale chez le chat ...41
V.1.2. Toxoplasmose extra-intestinale chez le chat ...42
V.2. Toxoplasmose de la brebis et de la chèvre ...43
V.3. Toxoplasmose des bovins ...44
V.4. Toxoplasmose du cheval ...44
V.5. Toxoplasmose chez les oiseaux ...45
V.6. Toxoplasmose chez les camélidés ...45
V.7. Toxoplasmose du chien ...46
VI. Diagnostic de la toxoplasmose animale ...47
VI.1. Diagnostic clinique ...48
VI.2. Diagnostic différentiel ...48
VI.3. Diagnostic de laboratoire ...50
VI.3.1. Diagnostic parasitologique ...50
a. Examen coprologique ...50
11
c. Culture cellulaire ...52
d. Biologie moléculaire ...52
VI.3.2. Diagnostic sérologique ...53
a. Sbin-Feldman dye-test ...53
b. Agglutination directe modifiée ...54
c. Immunofluorescence indirecte ...55
d. Techniques ELISA ...56
VII. Traitement et prévention de la toxoplasmose animale ...58
VII.1. Mécanisme d’action des inhibiteurs de la synthèse de l’acide folique ...59
VII.2. Mécanisme d’action des macrolides et sulfamides ...60
VII.3. Posologie et mode d’administration ...61
VII. 4. Prévention ...61
VII.4.1.Prophylaxie animale ...61
VII.4.1.1. Prévention sanitaire ...61
VII.4.1.2. Prévention médicale ...62
Matériel et Méthodes ...64
Objectifs de l’étude ...65
I. Schéma de l’étude ...65
II. Description des sites de l’étude ...66
II.1. Ville de Meknès ...66
III. Prélèvements sanguins et leur traitement ...68
IV. Analyse de laboratoire ...69
V. Analyse statistique ...69
VI. Considérations éthiques ...70
Résultats ...71
I. Caractéristiques des animaux de boucherie ...72
II. Répartition des animaux de boucherie par espèce et sexe ...73
III. Répartition des animaux de boucherie par espèce et âge ...74
IV. Répartition des animaux de boucherie par espèce, âge et sexe ...75
V. Séroprévalence de la toxoplasmose chez les animaux de boucherie ...76
VI. Analyse bivariée ...77
VII. Analyse multivariée ...77
Discussion ...78
Limites, conclusion et propositions pour action ...84
12
Liste des figures
Figure 1 Micrographie par microscopie électronique en transmission (TEM) d’une coupe histologique transversale du stade tachyzoite de T. gondii
26
Figure 2 Modèle d’invasion de Toxoplasma en sept étapes 27 Figure 3 Représentation schématique d’un tachyzoite (gauche) et
d’un bradyzoite (droite) de T. gondii
29
Figure 4 Micrographie par microscopie électronique en transmission (TEM) d’une coupe longitudinale d'un bradyzoïte
29
Figure 5 Constitution du kyste ou enkystement 30 Figure 6 Micrographie par microscopie électronique d’un oocyste
sporulé de T. gondii
32
Figure 7 Cycle évolutif de la toxoplasmose 38 Figure 8 Représentation schématique de la structure de l’acide
folique
13
Liste des tableaux
Tableau I Rapports d'avortement provoqué par T. gondii chez les ovins dans différents pays
24
Tableau II Diagnostic différentiel de la toxoplasmose 49 Tableau III Présence d’antigènes membranaires de T. gondii
selon les différents stades du parasite
58
Tableau IV Répartition de la séroprévalence de la toxoplasmose par espèce, sexe, âge et ville, (2013-2015)
72
Tableau V Répartition de la séroprévalence de la toxoplasmose par espèce et sexe, (2013-2015), Settat, Meknès
73
Tableau VI Répartition de la séroprévalence de la toxoplasmose par espèce et âge, (2013-2015), Settat, Meknès
74
Tableau VII Répartition de la séroprévalence de la toxoplasmose par espèce, âge et sexe, (2013-2015), Settat,
Meknès
75
Tableau VIII Analyse multivariée (rapport de prévalence des côtes, p-value) de la séroprévalence de la toxoplasmose chez les animaux de boucheries, (2013-2015), Settat, Meknès
14
Liste des abréviations et sigles
AND Acide désoxyribonucléique Am Grains d’amylopectine Am Amylopectine
AMA1 Apical membrane antigen ARN Acide ribonucléique
BSR Bradyzoite-specific recombinant CD4 Cluster de différenciation 4 Co Conoide Dg Granule dense DHF Dihydrofolate DT Dye-test
ELISA Enzyme-linked immunosorbent assay Fièvre Q Coxiellose
Go Appareil de Golgi HeLa Henrietta Lacks cells
HMIMV Hôpital Militaire d'Instruction Mohammed V IFAT Immunofluorescence indirecte
Ig Immunoglobuline IHC Immunohistochemistry INF Interféron
Lb Lipides
MAT Agglutination directe modifiée MIC Micronemal proteins
Mn Micronèmes
MRC-5 Medical Research Council cell strain-5 Mt Mitochondrie
N Noyau terminal
N. caninum Neospora caninum
No Nucléole Nu Noyau
ONSSA Office National de Sécurité Sanitaire des Produits Alimentaires
Ow Oocystes mince
pABA Acide para-aminobenzoïque PCR Polymerase chain reaction PV Vacuole parasitophore Rh Rhoptries
RO Rhoptrie
ROM Rhomboid protease RON Rhoptry neck
15
ROP Rhoptries
SAG Surface antigens
SPSS Statistical Package for the Social Sciences SRS1 SAG Related Sequence 1
T. gondii Toxoplasma gondii
TEM Microscopie électronique en transmission THF Tétrahydrofolate
16
Introduction
Toxoplasma gondii (T. gondii) est un parasite protozoaire intracellulaire
obligatoire appartenant à la famille des coccidies. T. gondii est responsable de la Toxoplasmose, une infection très répandue dans le règne animal chez tous les homéothermes, y compris l’homme, dont l'hôte définitif est le chat et les autres félins.
La distribution du parasite est inégale dans le monde. On le trouve principalement dans les zones humides, où les oocystes peuvent survivre dans l'environnement.
Le cycle parasitaire comporte une multiplication asexuée se déroulant chez les hôtes intermédiaires qui peuvent être tous les mammifères homéothermes et s'effectue dans leurs différents tissus et un cycle sexué chez les hôtes définitifs, qui s'effectue dans l'épithélium digestif du chat et des autres félidés. Cependant, la particularité du toxoplasme au sein des autres coccidies est sa capacité à se propager par carnivorisme entre hôtes intermédiaires par le processus de multiplication asexuée.
La contamination des animaux d’élevage en tant qu’hôtes intermédiaires du parasite a des conséquences sanitaires, économiques et épidémiologiques considérables, causant des avortements, des absorptions fœtales et des mortinaissances mais l’étiologie de ces pertes reste encore inconnue car les avortements chez le bétail peuvent aussi être attribués à d'autres maladies telles que la brucellose.
La séroprévalence de la toxoplasmose chez les chats domestiques varie selon les zones géographiques. Ainsi, à titre indicatif, elle est de 20,5 % à
17
Lisbonne [1], 50 % en Nouvelle Calédonie [2] et de 36 % à Teheran [3]. Chez les chiens, elle est de 32,8 % en Nouvelle Calédonie [2], 10 % en Chine [4] et 21 % en Virginie aux Etats-Unis [5]. Elle est de 16 % chez les équidés en Nouvelle Calédonie [2], 6,4 % aux Etats-Unis [6]. Quant aux camélidés, on enregistre 24 % en Amérique du Sud [7] et 30 % en Argentine [8]. Pour les ovins et les caprins on enregistre respectivement les pourcentages de 84 % [9] et de 73 % en Serbie [10].
En dépit de son omniprésence au Maroc, la séroprévalence de la toxoplasmose reste inconnue et la moyenne nationale n'est établie ni chez les humains ni chez les animaux d’où le but de notre étude. La toxoplasmose a été identifiée comme une des maladies abortives chez les petits ruminants de Rabat [11].
Cependant, à notre connaissance, les rares études de prévalence de la toxoplasmose menées à ce jour au Maroc concernent la région de Marrakech [11, 12].
Deux études ont été réalisées à Marrakech par la même équipe. En 2004, la première étude de la prévalence de la toxoplasmose a été réalisée dans la région de Mnabha située à 50 Km de la ville de Marrakech et a visé la recherche des kystes cérébraux de T. gondii qui ont été collectés pendant plusieurs jours, dans la même boucherie sur 50 ovins sans tenir compte de la race, du sexe ni de l’âge de l’animal. L’identification des kystes consistait à prélever des fragments de 1g des diverses parties constitutives de chacun des cerveaux puis à les broyer avec 500µl de sérum physiologique à 9‰ de NaCl. Dix appositions de 30µl de chaque broyat ont été ensuite réparties sur des lames et étaient lues au
18
microscope. Un cerveau était considéré contaminé dès que l’on détectait ne serait-ce qu’un seul kyste de T. gondii. A l’inverse, un cerveau était considéré non porteur de kystes quand toutes les observations de ses différentes parties se sont avérées négatives. La recherche des anticorps spécifiques anti- T. gondii a été réalisée suite à l’analyse par immunofluorescence indirecte (IFI) des sera de souris qui ont été inoculés par 250µl des broyats. La recherche des kystes à l’examen direct des cerveaux des moutons avait permis la détection de 15 échantillons positifs soit un taux de portage de 30% ; la densité de ces kystes variait de 1 à 2 jusqu’à 5 à 8 kystes par apposition. Ils étaient caractéristiques de T. gondii avec une membrane épaisse entourant plusieurs bradyzoïtes alors que les sera qui avaient été testés par l’IFI contenaient tous des IgG spécifiques du parasite [12].
L’étude épidémiologique menée en 2005 avait pour but de détecter les anticorps spécifiques de T. gondii chez des ovins provenant cette fois des différentes régions voisines de la ville de Marrakech et destinés à la consommation locale. Les échantillons sanguins ont été prélevés sur 261 ovins âgés de plus de 6 mois dans des tubes sans anticoagulant directement dans la veine jugulaire. Les échantillons ont été centrifugés à 2000 tpm pendant 10 min puis ont été testés par le test ELISA pour la détection des anticorps IgG sériques spécifiques de T. gondii. Les résultats ont permis la détection des anticorps spécifiques dans 72 sera sur 261 échantillons testés, soit un taux de porteurs de 27,6% [13].
19
Ainsi, il apparait que les études de la prévalence de la toxoplasmose chez les animaux de boucherie au Maroc sont à étendre pour une meilleure visibilité de l’état des lieux au Maroc.
Notre travail est donc pionnier et vise à mieux caractériser la séroprévalence de T. gondii chez les animaux domestiques destinés aux boucheries dans les régions de Settat et Meknès en détectant les anticorps spécifiques anti- T. gondii.
20
21
I. La toxoplasmose
La toxoplasmose est une infection endémique globale causée par
T. gondii [13]. Ce parasite est transmis principalement par les aliments
contaminés par les oocystes dispersés par les chats et tous les autres félins, la viande crue, le lait non pasteurisé contenant le stade tachyzoite du parasite et par voie transplacentaire [14]. La toxoplasmose a été décrite chez de nombreux mammifères et oiseaux domestiques et sauvages [14]. C'est une parasitose commune qui reste néanmoins rarement reconnue, puisque les sujets qui en sont atteints ne semblent pas nécessairement malades. Chez ceux qui présentent des symptômes, la maladie est bénigne et elle se traduit simplement par une hypertrophie des ganglions lymphatiques et par un inconfort vague. Toutefois, les pertes économiques des éleveurs de bétail et le risque pour la femme enceinte et l’immunodéprimé nécessitent une prise en charge pour contenir la dissémination du parasite.
Historiquement, T. gondii a été initialement décrit en 1908 par Nicolle et Manceaux, chez un rongeur nommé Ctenodactylus gundi, suite à une épidémie de laboratoire à l’Institut Pasteur de Tunis [15]. Il fut dans un premier temps, appelé Leishmania gondii du fait de sa grande ressemblance avec ce parasite. Un an plus tard, ce protozoaire de forme arquée fut rebaptisé T. gondii. Toxoplasma venant des mots grecs toxon (arc) et plasma (forme) [16]. À peu près au même moment, l'italien Alfonso Splendore identifie ce même parasite après la mort des lapins de son laboratoire à Sao Paulo au Brésil [17].
22
En 1923, l’ophtalmologue tchèque Josef Jankù décrit un cas de toxoplasmose congénitale humaine chez un enfant atteint d'une choriorétinite [18]. Plus tard, en 1939 Wolf A et coll. isolent T. gondii sur un nourrisson atteint d’encéphalite de calcification cérébrale et d’hydrocéphalie [19]. Par la suite, ce parasite sera isolé chez de nombreuses autres espèces animales, et à chaque fois une nouvelle espèce est proposée, nommée d'après l'espèce hôte chez qui elle avait été détectée. Ce n'est qu'en 1939 que Sabin apporte la preuve que ces différentes espèces n'en sont en fait qu'une seule, T. gondii [20]. En 1948 Sabin et Feldman mettent au point un test immunologique, le dye test, qui permet le diagnostic sérologique de la parasitose [21]. La classification reste cependant incertaine et seuls les stades asexués, merozoïtes et kystes tissulaires, sont alors connus. Ce n'est que dans les années soixante que les preuves de la nature coccidienne de T.gondii arrivent et dans les années soixante-dix que l'on décrit le cycle parasitaire de type coccidien de T. gondii, et l'existence de stades sexués dans l’intestin grêle des chats. Le cycle parasitaire est exposé en détail dans la suite de cette revue de la littérature.
II. Epidémiologie de la toxoplasmose animale
II.1. Répartition géographique
L'infection toxoplasmique a été identifiée dans toutes les aires zoo-géographiques et chez environ 200 espèces de mammifères. Sa distribution est universelle mais est plus abondante dans les pays chauds
23
et humides. Ainsi, la séroprévalence de la toxoplasmose est extrêmement variable à travers le monde. Chez les chats domestiques, elle est de 71 % au Mexique et de 81 % en Roumanie [23]. Les enquêtes menées donnent des prévalences comprises entre 9% en Floride [24] et 40 % en Russie [25]. Alors que la séroprévalence mondiale, notamment chez les animaux de rente, reste difficile à estimer étant donné la variabilité existant entre les pays, cependant, des études récentes menées par pays sont disponibles, c’est ainsi que la prévalence chez le mouton varie de 6 % en Afrique du Sud [26] à 40 % en Côte d’Ivoire [27]. Au Sénégal, selon Deconinck [28], elle est de 11,5% chez les ovins et de 3,5% chez les caprins alors qu’elle est de 43.9% chez les caprins en Russie [25].
II.2. Répercussions économiques
La toxoplasmose animale, par les avortements et la mortalité néonatale qu'elle provoque, représente un problème économique non négligeable notamment pour l'élevage des petits ruminants. Pour le cheptel camelin, ces problèmes de reproduction constituent une contrainte majeure à la productivité surtout en élevage extensif. Les moutons et les chèvres sont les espèces qui subissent les pertes les plus lourdes. Dans les pays développés, avec des élevages de grande dimension, les pertes économiques sont considérables. En Australie, entre 1962 et 1968,
T. gondii a été la cause de 46 % de cas d’avortements et mortalités
24
En Uruguay, les pertes dues à T. gondii lors de la gestation ont été estimées entre 1,4 et 4,7 millions de dollars pour le pays entier 30. En Grande-Bretagne, l’incidence de la toxoplasmose s’élève de 1 à 2 %, pour une perte de production de 12 à 23 millions de livres 31.
Tableau I: Rapports d'avortement provoqué par T. gondii chez les ovins dans différents pays
III. Description et cycle de vie de Toxoplasma gondii
III.1. Classification
T. gondii est un protozoaire intracellulaire obligatoire appartenant au
phylum des Apicomplexa, à l’ordre des Coccidiidae, à la famille des
Sarcocystidae et à la sous-famille des Toxoplasmatinae. En plus du genre Toxoplasma, cette sous-famille comporte également les genres Besnoitia, Hammondia et Neospora [27].
Pays Nombre de fœtus examinés Positif (%) Technique
utilisée Références
Maroc 308 16,6 ELISA [23] Italie 366 18,1 PCR [24] Espagne 173 23,1 PCR [25]
25
III.2. Morphologie
Le toxoplasme peut se présenter sous trois formes : la forme tachyzoïte, la forme bradyzoïte et la forme oocyste.
Le tachyzoïte: se présente sous la forme d’un croissant de 6 à 8 μm de
long sur 3 à 4 μm de large [28]. Son extrémité antérieure est effilée alors que celle postérieure est arrondie. Au cours des phases actives de l’infection, le toxoplasme se multiplie sous le stade tachyzoïte. Le parasite contient les organites communs aux cellules eucaryotes: noyau, appareil de Golgi, mitochondrie, réticulum endoplasmique et de nombreux ribosomes. La partie antérieure du parasite présente une structure caractéristique du phylum des Apicomplexa : le complexe apical et une autre organelle typique des Apicomplexa, l’apicoplaste, ainsi qu’un plastide dérivant d’un chloroplaste ancestral [29]. Le complexe apical comporte un élément participant à la mobilité du parasite et à sa pénétration dans les cellules appelé le conoïde ; il contient aussi des organelles à activité sécrétoire à savoir les rhoptries, les micronèmes et les granules denses (Figure 1).
L’étape d’invasion cellulaire par le toxoplasme est très rapide, en quelques dizaines de secondes seulement durant lesquelles le parasite s’attache à sa cellule cible par des antigènes de surface, se réoriente de façon à présenter son pôle apical face à la surface de la cellule, et enfin pénètre activement dans celle-ci. Au fur et à mesure de son entrée, le parasite induit la formation d’un nouveau compartiment intracellulaire appelé «vacuole parasitophore» dans lequel il se divise à l’abri du système immunitaire (Figure 2).
26
Figure 1: Micrographie par microscopie électronique en transmission (TEM) d’une coupe histologique transversale du stade tachyzoite de
T.gondii.
Am : grains d’amylopectine, Co : conoide, Dg : granule dense, Go : appareil de Golgi, Mn : i micronèmes, No : nucléole, Nu : noyau, PV : vacuole parasitophore, Rh : rhoptries, Lb : lipides [39].
27
Figure 2: Modèle d’invasion de Toxoplasma en sept étapes.
(1) L’attachement initial à la cellule hôte implique la reconnaissance des
récepteurs de surface cellulaire par les protéines de surface SAG, (2) les protéines MIC secrétées en réponse à un flux de calcium s’accumulent à la surface du parasite, au niveau apical (en forme de T) et permettent l’attachement du parasite à la cellule hôte, (3) après l’extrusion du conoïde, suite à la sécrétion des protéines RON qui s’associent à la protéine AMA1 issue des micronèmes. Une interface d’interaction avec la cellule hôte inferieure à 6 nm et en forme de petit anneau est ainsi créée, c’est la jonction mobile, (4) les protéines ROP sont secrétées dans le cytoplasme de l’hôte, au niveau du site d’invasion, (5) le parasite pénètre activement la cellule hôte et pousse les MICs transmembranaires et/ou l’anneau AMA1/RON vers la partie postérieure du parasite en invaginant la membrane de la cellule hôte pour créer la vacuole parasitophore. Une ou plusieurs protéases rhomboides (ROM) clivent et libèrent les MIC de la partie postérieure, (6-7) alors que le parasite accomplit les étapes 2 à 5 en 15 à 20 s, les dernières étapes, c'est-à-dire la clôture de la vacuole parasitophore et sa séparation de la membrane plasmique de la cellule hôte, nécessitent 1 à 2 min [40].
28
Le bradyzoïte: survient de la transformation du stade tachyzoïte lors de
l’évolution de l’infection dans l’organisme. Il se distingue du stade précédent par quelques détails ultra-structuraux où le noyau devient plus postérieur avec une plus grande richesse en grains d’amylopectine et en micronèmes (Figures 3 et 4). Ce stade parasitaire se multiplie lentement au sein de kystes intracellulaires qui sont des structures sphériques qui protègent le bradyzoïte du système immunitaire chez l’hôte intermédiaire comme chez l’hôte définitif. Ainsi se constitue le kyste toxoplasmique illustré en Figure 5 dont la structure sphérique intracellulaire peut mesurer de 5 à 100 μm et contenir jusqu’à un millier de bradyzoïtes dont le métabolisme est adapté à une vie quiescente [30]. Ces kystes se localisent préférentiellement dans les cellules neurales et musculaires où ils persistent tout au long de la vie de l’hôte infecté sans déclencher de réaction inflammatoire. Ces kystes grossissent à mesure que les bradyzoïtes, dérivés des tachyzoïtes, se multiplient par endodyogénie mais restent intracytoplasmiques. Ces particularités structurales et métaboliques rendent le kyste toxoplasmique et les bradyzoïtes inaccessibles en pratique aux traitements anti-toxoplasmiques actuels [31].
29
Figure 3: Représentation schématique d’un tachyzoite (gauche) et d’un bradyzoite (droite) de Toxoplasma gondii [39].
Figure 4: Micrographie par microscopie électronique en transmission (TEM) d’une coupe longitudinale d'un bradyzoïte. Conoide antérieur (Co), rhoptrie (Ro), micronèmes disposés aléatoirement (Mn), mitochondrie (Mt), l’extrémité postérieure est épaissie (double flèche) [39].
30
Figure 5: Constitution du kyste ou enkystement.
(A) Vacuole à 128 parasites. Observation en microscopie à contraste de phase, Barre 10μm [43]. (B) Evasion in vitro provoqué artificiellement par perméabilisation de la cellule-hôte. Barre 10μm [43]. (C) Kyste contenant des milliers de parasites au stade bradyzoïte (pointes de flèches). Barre 20μm [43].
31
Les oocystes: les oocystes mesurent entre 10 à 12 μm de diamètre et
résultent de la fécondation chez l’hôte définitif avant d’être excrétés dans le milieu extérieur où ils sporulent. Lorsqu’ils sont émis dans les fèces des félins, ils contiennent dans un premier temps une masse unique, le sporoblaste. Les oocystes ne sont alors pas infectieux et sont dit non sporulés. Dans le milieu extérieur, ces oocystes deviennent infectieux en 1 à 5 jours par sporogonie. Le cytoplasme d’un oocyste sporulé a un grand noyau avec un nucléole distinct et un nucléoplasme amorphe. L’oocyste non sporulé est limité par une membrane unitaire contenant peu de micropores. Le noyau se divise deux fois, donnant ainsi quatre noyaux, situés à la périphérie de l’oocyste non sporulé. Lors de cette étape, une seconde membrane se forme. Une fois le cytoplasme divisé, deux sporoblastes sphériques sont constitués, chacun avec deux noyaux. Par la suite, les sporoblastes s’allongent, devenant ainsi des sporocystes. Les deux membranes externes des sporoblastes deviennent la couche externe de la paroi des sporocystes et le plasmalemme de la masse cytoplasmique devient la couche interne. La formation des sporozoïtes débute avec l’apparition de deux plaques denses aux deux extrémités du sporocyste. Chaque noyau se divise en deux et est incorporé dans l’une des plaques denses en cours d’élongation. Ainsi, les oocystes sporulés contiennent deux sporocystes en forme d’ellipse de 6 à 8 μm et chaque sporocyste renferme quatre sporozoïtes (Figure 6) [39]. Une fois dans l’intestin des hôtes intermédiaires, les sporozoïtes libérés par ruptures des oocystes sont capables de pénétrer activement dans les cellules [32].
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Figure 6: Micrographie par microscopie électronique d’un oocyste sporulé de T. gondii.
La paroi des oocystes mince (Ow) renferme deux sporocystes. Les sporozoïtes sont aussi longs que les sporocystes, dont l'un est coupé longitudinalement. Les sporozoïtes contiennent des rhoptries (Ro); le noyau terminal (N), des micronèmes (Mn), et les amylopectines (Am) [39].
33
III.3. Pathogénie
Dans le milieu extérieur, les oocystes sporulent en 24 heures minimum et peuvent être ingérés par un hôte intermédiaire tel que les mammifères, les oiseaux ou les chats. Après une contamination par voie orale, la paroi des kystes ou des oocystes est lysée, libérant les parasites dans les cellules de la muqueuse intestinale. Après multiplication active, les tachyzoïtes diffusent rapidement dans la circulation sanguine et sont capables d’infecter tout type de cellule nucléée par leur capacité d’invasion, de réplication et de lyse cellulaire [33]. Si l'organisme est immunocompétent, le parasite s'enkyste dans les tissus et en particulier les muscles striés et le cerveau [34] ; on parle alors de bradyzoïte. Si l'organisme est immuno-déficient, le parasite se multiplie très rapidement par un processus de multiplication asexuée dit endodyogénie. L’action pathogène mécanique due à la prolifération des toxoplasmes au stade tachyzoïte est la principale action pathogène. Les tachyzoïtes rentrent activement dans les cellules de l’hôte grâce à leur appareil apical ou peut-être aussi passivement par phagocytose. Les parasites sont inclus dans des vacuoles parasitophores qui ne fusionnent pas avec les lysosomes de la cellule. Ainsi, les tachyzoïtes échappent à la digestion intracellulaire. Ils prolifèrent au rythme d’une division toutes les 4 à 5 heures pour les souches virulentes et d’une division toute les 7 à 15 heures pour les souches moins virulentes. Cette prolifération ininterrompue entraîne la destruction des cellules parasitées [35]. La dissémination des parasites dans l’organisme donne lieu à une phase de parasitémie qui déclenche la réponse
34
immunitaire de l’hôte. Les rares parasites qui échappent à l’élimination par le système immunitaire de l’hôte s’enkystent alors dans les organes cibles. Sur le plan humoral, différents isotypes spécifiques de T. gondii apparaissent successivement, les inmunoglobulines M (IgM), IgE, IgA, puis IgG. De nombreuses molécules parasitaires sont détectées par ces différents isotypes, mais la protéine de surface P30 est particulièrement intéressante, par la précocité et la constance de sa reconnaissance. Cette protéine P30 sera abordée plus en détail dans les tests sérologiques de ce manuscrit. La coexistence d'anticorps sériques et d'antigènes circulants correspondants favorise la formation d'immuncomplexes. Cependant, la destruction des parasites extracellulaires par les anticorps reste négligeable et c’est le processus d'activation des macrophages par certains anticorps qui contribue à la maîtrise de l'infection.
Sur le plan cellulaire, la coopération lymphocytaire de type T avec les macrophages et les cytokines de type INFy joue un rôle décisif dans le contrôle de l'infection. La protection contre le parasite disparaît complètement avec l'abolition des lymphocytes CD4. Malgré ces mécanismes de protection, le parasite n'est jamais éliminé. Il persiste sous forme de bradyzoïtes intrakystiques et expose l’hôte infecté à la réactivation à la moindre défaillance des défenses immunitaires. Le mécanisme physiopathologique de la libération des bradyzoïtes intrakystiques et de leur transformation en tachyzoïtes n'est pas encore élucidé, mais coïncide avec un effondrement des lymphocytes CD4, notamment chez les immunodéprimés. La rupture des kystes tissulaires
35
est alors à l'origine d'une réaction inflammatoire avec nécrose hémorragique [49].
III.4. Cycle évolutif
A la différence de la majorité des Apicomplexa qui ont des hôtes restreints, T. gondii se singularise par sa capacité à infecter tous les mammifères à sang chaud comprenant l’homme et les oiseaux qui constituent pour le parasite des hôtes intermédiaires chez qui il accomplit un cycle de vie incomplet se résumant en une phase asexuée (Figure 7). Alors que chez son hôte définitif qui est le chat en particulier et exhaustivement tous les félidés, T. gondii achève son cycle évolutif par une phase sexuée.
III.4.1. Cycle asexué
La phase asexuée débute chez les hôtes intermédiaires qui vont disperser des kystes tissulaires que les félidés ingèrent par carnivorisme. Il est à signaler que la cinétique du cycle varie en fonction de la forme infectieuse ingérée. Quand l’infection se fait suite à l’ingestion d’oocystes, les sporozoïtes sont libérés et entrent dans les entérocytes dans les quatre heures d’après. Dans les six à douze heures suivantes, les sporozoïtes se transforment en tachyzoïtes et entament leur division dans une vacuole parasitophore au sein des cellules endothéliales capillaires, des macrophages, des lymphocytes, des neutrophiles, des éosinophiles, des cellules des muscles lisses et des fibroblastes de la lamina propria
36
intestinale. Six jours plus tard, des parasites sont retrouvés dans le cerveau et dès sept jours post-infection, les bradyzoïtes se forment [39]. Lorsque l’infection se fait suite à l’ingestion de kystes tissulaires, les bradyzoïtes pénètrent dans les entérocytes et les cellules de la lamina
propria dans les deux heures qui suivent. Quelques heures plus tard, les
bradyzoïtes se transforment en tachyzoïtes. Dans les quatre jours suivants, les tachyzoïtes atteignent le cerveau, les poumons et les autres organes. Deux jours plus tard, les kystes se forment. Leur localisation et leur nombre dépend de l’hôte : chez les rongeurs (souris et rats), les kystes sont plutôt présents dans le cerveau tandis que chez les ruminants (bovins, ovins, caprins…) ils sont préférentiellement localisés dans les muscles [39]. La sortie du parasite est rapide et entraîne la lyse de la cellule-hôte tout en libérant des parasites très mobiles.
III.4.2. Cycle sexué
La phase sexuée commence aussi suite à l’ingestion par l’hôte définitif de kystes tissulaires issus de proies infectées. Dans les intestins du félin, les bradyzoïtes libérés envahissent les cellules entéroépithéliales afin d’y effectuer leur multiplication asexuée.
Les sporozoïtes ou les bradyzoïtes évoluent rapidement en tachyzoïtes à prolifération et dissémination rapides. Ceux-ci se différencient ensuite en mérozoïtes dans l’épithélium de l’iléon de l’hôte définitif. Les mérozoïtes se multiplient par schizogonie, processus au cours duquel les noyaux parasitaires se divisent dans un même cytoplasme avant une
37
fragmentation tardive du cytoplasme. La schizogonie aboutit à la libération d’autant de parasites qu’il y a de noyaux fils formés. Après leur libération, les mérozoïtes se différencient en gamontes c’est à dire en microgamètes mâles et macrogamètes femelles et initient le cycle sexué.
La fécondation des macrogamètes femelles par les microgamètes mâles donne naissance à des oocystes immatures qui sont libérés dans la lumière intestinale, puis éliminés dans l’environnement par millions, avec les fèces du chat. Les oocystes sporulent dans le milieu extérieur en 1 à 5 jours selon l’oxygénation et la température au terme desquels l’oocyste devient infectant. Les oocystes sporulés sont très résistants et peuvent rester infectants dans le milieu pendant plusieurs années. Ils sont de 11 à 13 μm de diamètre et chacun contient 4 sporozoïtes dans chacun des 2 sporocystes. Quand un animal sensible ingère des oocystes sporulés, les sporozoïtes pénètrent la paroi intestinale, se transforment en tachyzoïtes et établissent une infection [36-38].
38
Figure 7: Cycle évolutif de la toxoplasmose [39] (modifié)
IV. Mode de transmission de Toxoplasma gondii
IV.1. Transmission horizontale
T. gondii se transmet soit par ingestion d’oocystes sporulés contenus dans
les fruits ou les légumes crus mal lavés, dans l’eau de boisson souillée, ou encore suite à une hygiène des mains insuffisante après un contact avec le sol lors du jardinage par exemple. Le parasite peut aussi se transmettre suite au contact avec un animal, en particulier avec un chat excréteur ou porteur d’oocystes. Enfin la transmission du parasite peut aussi avoir lieu par ingestion par les hôtes intermédiaires ou définitifs de kystes à
39
bradyzoïtes contenus dans les différents tissus de leurs proies. Ce dernier mode de transmission est la cause principale de contamination chez l’homme à savoir l’ingestion de kystes contenus dans la viande crue ou saignante lors de ses repas surtout que la contamination est étroitement liée à la température de cuisson qui doit atteindre les 67 °C au cœur de la viande pour inactiver totalement les kystes 52, par contre, conserver la viande dans le réfrigérateur à une température de + 4 °C ne détruit pas les kystes. Le lait de vache bouilli ou pasteurisé ne présente pas de risque de contamination. Pour les œufs de poule crus, bien qu’ils soient une source importante de Salmonelles, sont très peu impliqués dans la transmission de la toxoplasmose 44.
IV.2. Transmission verticale
Au cours de ce mode de transmission, c’est le passage tansplacentaire des tachyzoïtes qui infecte le fœtus. Cette infection congénitale résulte de la transmission transplacentaire de la parasitémie maternelle, appelée tachyzoïte, résultant presque exclusivement de l’infection de la mère au cours de la grossesse [40].
IV.3. Transmission iatrogène
La transmission du parasite peut également avoir lieu lors de transfusions sanguines ou de transplantations d’organes, à l’occasion d’implantation d’un organe ou de moelle osseuse d’un donneur infecté chez un receveur immunodéprimé [41].
40
Des cas de toxoplasmoses aiguës après transplantation rénale ont également été rapportés chez le chat et le chien [42]. Des tests sérologiques sur le donneur et le receveur sont indispensables pour éviter ou prévenir ce genre d’incidents.
V. Toxoplasmose chez les animaux domestiques
Tous les animaux à sang chaud y compris l’homme peuvent être infectés. Les kystes se développent sept jours après l’ingestion d’oocystes ou de kystes. Dans cette partie du manuscrit, nous rapportons les données de la littérature que nous avons pu recueillir chez les animaux domestiques. Nous commençons par décrire la toxoplasmose chez le chat qui est à la fois un hôte définitif ou un hôte intermédiaire. Ainsi, nous allons développer le mode d’infection du chat lorsque c’est hôte définitif et lorsque c’est un hôte intermédiaire. Les moutons et les chèvres sont les animaux d’élevage chez lesquels le plus grand nombre de kystes est retrouvé. Les bovins ne présentent que rarement des kystes, alors que la séroprévalence est forte chez ces animaux. En France, la contamination humaine serait principalement due à la consommation de viande de mouton alors qu’aux Etats-Unis elle serait due à celle du porc [43] et qu’au même pays un taux de 53 % d’anticorps anti-gondii a été obtenu suite à l’analyse de culots sanguins provenant de cœurs de chèvres [43]. Ainsi nous allons présenter les modes d’infections chez ces animaux de boucherie. Nous allons terminer cette partie en explorant l’infection chez
41
d’autres animaux domestiques comme les oiseaux, les camélidés et le chien.
V.1. Toxoplasmose du chat
Deux phases successives sont à distinguer au cours de l’infection du chat: 1. la phase intestinale correspondant au cycle sexué du parasite et 2. la phase extra-intestinale qui permet la multiplication asexuée du parasite au cours de laquelle le chat se comporte comme un hôte intermédiaire. Ainsi, lorsque le chat est contaminé par ingestion de kystes de bradyzoïtes contenus dans la chair de ses proies, il est un hôte intermédiaire pour la transmission du parasite. En revanche, lorsqu‘il ingère des oocystes matures présents dans son environnement, la reproduction sexuée de ces oocystes matures a lieu dans ses entérocytes, et il est alors hôte définitif pour la transmission du parasite.
V.1.1. Toxoplasmose intestinale chez le chat
Dans le cas où le chat joue le rôle d’hôte définitif permettant la reproduction sexuée du parasite, la phase intestinale passe souvent inaperçue même à la suite d’une infection importante: le chat peut en effet ingérer des millions d'oocystes quels que soient son âge et la souche de
Toxoplasma sans présenter de symptômes [44]. De la diarrhée et
d'éventuels vomissements ont pu être observés chez des chats infectés expérimentalement ou naturellement par des bradyzoïtes contenus dans
42
des kystes tissulaires. Ces manifestations sont en général bénignes et disparaissent spontanément chez les adultes. Les chatons peuvent cependant en mourir [45-47]. L'origine parasitaire des troubles est attestée par la mise en évidence sous microscope de la présence d’oocystes de T.
gondii dans leurs fèces par coproculture 3 à 10 jours après l’infection ou
par la présence de kystes tissulaires plus de trois semaines après l'ingestion d'oocystes chez les chats morts.
V.1.2. Toxoplasmose extra-intestinale chez le chat
Dans ce cas, le chat est un hôte intermédiaire pour la reproduction asexuée du parasite. La phase extra-intestinale est polymorphe, et peu caractéristique dans la forme aiguë: hyperthermie, adénopathies, broncho-pneumonie, troubles digestifs, atteintes hépatiques, nerveuses et cardiaques. Le chaton meurt en une semaine environ [48]. Une transmission congénitale est possible lors de cette phase extra-intestinale [49]. L’atteinte oculaire est fréquente au cours de la toxoplasmose congénitale du chat. Les lésions siègent dans le segment postérieur, associant une atteinte de la choroïde et une inflammation secondaire de la rétine. Le fond d'œil révèle des lésions multifocales gris foncé, hyporéflectives, et des infiltrats blancs en dehors de cette zone. Aucune de ces lésions n'est pathognomonique. Une uvéite antérieure est fréquente, avec atteinte de l’iris et du corps ciliaire [50].
43
V.2. Toxoplasmose de la brebis et de la chèvre
Plusieurs espèces de boucherie peuvent être touchées par la toxoplasmose, en particulier parmi les ovins et les caprins chez qui elle peut provoquer des abortions. La toxoplasmose abortive se caractérise chez les femelles gravides par des conséquences qui diffèrent selon la période de l’infection durant la gestation. C’est ainsi que l’on assiste en début de gestation à des cas de mortalité embryonnaire qui peuvent être confondus avec de l’infertilité, alors que si l’infection survient au milieu de la gestation, on note des avortements représentés par des momifications ou des mortinatalités. Dans le cas où la maladie est contractée à la fin de la gestation, se sont des épisodes d’avortements tardifs qui sont observés, avec des cas possibles de nouveau-nés viables mais faibles et séropositifs. Les pertes abortives annuelles dues à T. gondii sont estimées à 1,2 million d’agneaux en Europe [51]. En Inde, pour les petits ruminants, la toxoplasmose est régulièrement mise en évidence en sérologie avec des valeurs respectives de 54 % et de 30 % de brebis ou chèvres séropositives ayant avortées alors qu’au Maroc ces mêmes valeurs ont été estimées à 21 % et 8 % respectivement chez les brebis et les chèvres ayant avortées [51]. Chez le mouton non immun, de nombreux tissus sont infectés et des kystes sont retrouvés dans le cerveau, le cœur, les muscles, le foie, et l’intestin. Si l’infection survient pendant la gestation, les tachyzoïtes franchissent la barrière placentaire et infectent le fœtus. Après une phase aiguë, une infection latente et une immunité concomitante se développent. Les principales lésions placentaires observées siègent sur les cotylédons où existent des foyers
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inflammatoires pouvant évoluer vers la nécrose et former des petits nodules blancs atteignant 2 mm de diamètre isolés ou confluents [52].
V.3. Toxoplasmose des bovins
Lors d’infestations naturelles, les bovins ne présentent pas de manifestations cliniques identifiables. L'infection expérimentale de l'adulte peut entraîner de la fièvre modérée et une anorexie [53] ; chez le veau, les signes peuvent être plus intenses avec fièvre et détresse respiratoire [54]. Dans les conditions naturelles, le risque de transmission fœtale semble très faible : une étude menée de façon systématique des avortons n'a permis l'isolement de T. gondii qu'à deux reprises, au Portugal et aux Etats-Unis [55].
V.4. Toxoplasmose du cheval
Le cheval semble assez résistant à la toxoplasmose, bien que plusieurs études sérologiques témoignent de l'existence d’infections naturelles. Expérimentalement, l'infection est possible par ingestion d'oocystes. Dans ce cas, les manifestations cliniques sont très discrètes ou absentes [56, 57]. De rares cas d’infection transplacentaire et de lésions oculaires ont été décrits [58, 59]. Le cheval peut répandre indirectement l'infection aux humains et à d'autres herbivores par l'intermédiaire du chat, qui répand des oocystes dans l'environnement suite à l'ingestion de viande de cheval.
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V.5. Toxoplasmose chez les oiseaux
Les oiseaux domestiques ou sauvages sont fréquemment infectés. L’infection toxoplasmique est particulière chez le pigeon puisqu’elle semble être responsable de manifestations cliniques sévères et sévit parfois sous forme d’épizootie [35, 41]. Les pigeons contaminés présentent une altération de leur état général se traduisant par une anorexie et de la fièvre, des atteintes oculaires sous forme de conjonctivites, parfois même une encéphalite conduisant fréquemment au décès des oiseaux. Les pigeons semblent plus sensibles à l’infection expérimentale par les oocystes de T. gondii puisque 50 oocystes suffisent à déclencher l’infection et le développement de toxoplasmoses aiguës. Des décès sont observées pour des doses de 500 oocystes ingérés ou plus [60]. Parmi les colombiformes, certaines espèces semblent plus sensibles que d’autres. Parmi les passériformes, le canari présente souvent une cécité toxoplasmique. Un cas de toxoplasmose létale a été rapporté chez un « Alala » (Corvus hawaiiensis) d’Hawaï [61]. Des cas de toxoplasmose chez le poulet Gallus gallus domesticus avec des lésions cardiaques, pulmonaires, cérébrales ont été rapportés en Afrique en République Démocratique du Congo, au Mali, au Burkina Faso et au Kenya [62].
V.6. Toxoplasmose chez les camélidés
Plusieurs études séro-épidémiologiques ont été menées chez les camélidés afin de déterminer la séroprévalence de l’infection à T. gondii.
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Parmi ces études, on cite celle réalisée à Mashhad en Iran sur un ensemble de 120 dromadaires pour le dépistage sérologique de la toxoplasmose au moyen de la technique de l’immunofluorescence indirecte. Le taux de prévalence rapporté était de 4 % [63]. D’autres travaux similaires ont été effectués en Égypte et en Arabie Saoudite et ont prouvé la présence des anticorps anti-Toxoplasma chez le dromadaire [64-66].
Le dépistage de l’infection à T. gondii a intéressé d’autres espèces de camélidés telles que les lamas et les vigognes. Chez ces deux espèces, des anticorps spécifiques ont été positivement identifié en utilisant la technique d’immunofluorescence indirecte (IFAT). Le taux de prévalence rapporté était de l’ordre de 55,8 % chez les lamas et de 5,5 % chez les vigognes [67].
V.7. Toxoplasmose du chien
A la suite d'une infection acquise chez le chien adulte, les manifestations sont très variées comme chez le chat: anorexie, léthargie, broncho-pneumopathie, méningo-encéphalite. A l’autopsie, on note une splénomégalie, des lésions pulmonaires, musculaires et nerveuses. Cependant, contrairement à ce que l'on observe chez le chat, les lésions oculaires sont exceptionnelles. La toxoplasmose congénitale est souvent fulminante, disséminée et fatale [68].
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VI. Diagnostic de la toxoplasmose animale
En pratique vétérinaire, le diagnostic biologique de la toxoplasmose chez l’animal n’est pas courant: il reste limité aux études de séroprévalence, à la recherche étiologique des avortements notamment chez les brebis, et à l’identification de l’infection dans de nouvelles espèces animales. De façon générale, chez les animaux autres que le chat, le diagnostic commence par des examens et des tests sur le placenta et par la recherche d’immunoglobulines dans le sang. Comme les chats ne présentent que très rarement des signes de la maladie, ils ne sont pas souvent testés. L’analyse de leurs matières fécales n’est pas très utile, car les oocystes ne sont excrétés que durant une courte période. Le diagnostic de l’infection requiert donc chez le chat les tests sérologiques, l’analyse des signes cliniques ainsi que l’exclusion des autres causes possibles. Le type de diagnostic utilisé pour incriminer et caractériser une infection à toxoplasmose dépend du contexte. Ainsi, face à des avortements collectifs au sein d’un élevage, le diagnostic clinique est recommandé. Celui-ci est détaillé dans la partie VI.1. Le diagnostic différentiel est quant à lui recommandé lorsque les symptômes sont similaires à ceux observés dans d’autres pathologies abortives. Il sera discuté dans la partie VI.2. Enfin, le diagnostic de laboratoire va venir aider le vétérinaire à confirmer son diagnostic et lui donner les informations biologiques qui lui permettront de mieux gérer la maladie. La caractérisation en laboratoire de la toxoplasmose repose sur une identification du parasite par : 1.examen coprologique ; 2. examen direct des tachyzoïtes, des bradyzoïtes ou des oocystes ; 3. culture cellulaire des spores ; 4. caractérisation par PCR de
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l'ADN parasitaire. Le diagnostic de laboratoire peut aussi reposer sur des méthodes sérologiques. Aussi, nous développerons : 1. la méthode du dye test ; 2. l’agglutination indirecte modifiée ; 3. l’immunofluorescence indirecte ; 4. les techniques ELISA. Toutes ces méthodes sont détaillées dans les sections suivantes du chapitre VI.
VI.1. Diagnostic clinique
Le diagnostic clinique est difficile car la toxoplasmose est souvent asymptomatique. Même quand elle s’exprime cliniquement, le tableau anatomo-clinique est polymorphe incluant la fièvre, l’anorexie, la dyspnée, la polypnée, et l’ictère. Des signes attribués à l'implication des neurones se manifestant par de l’hypothermie, de la cécité partielle ou totale, de la stupeur, de l'incoordination motrice et des convulsions ont également été signalés. C’est ce qui explique la difficulté du diagnostic clinique. Cependant, chez les animaux, la toxoplasmose congénitale doit toujours être prise en compte en cas d’avortements collectifs dans les troupeaux, surtout chez les brebis.
VI.2. Diagnostic différentiel
Le diagnostic différentiel doit être fait ave toutes les pathologies entraînant des avortements à savoir la brucellose, la chlamyophilose, la fièvre Q, ainsi que la forme chronique des trypanosomoses. Les pathologies cérébrales comme les méningites et les encéphalites doivent aussi être évaluées (Tableau II).
