Développement d'un échantillonneur passif pour un diagnostic de la contamination des zones portuaires par des organoétains.

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diagnostic de la contamination des zones portuaires par

des organoétains.

Antoine Garnier

To cite this version:

Antoine Garnier. Développement d’un échantillonneur passif pour un diagnostic de la contamination des zones portuaires par des organoétains.. Ecologie, Environnement. IMT MINES ALES IMT -Mines Alès Ecole -Mines - Télécom, 2020. Français. �NNT : 2020EMAL0009�. �tel-03208222�

THÈSE POUR OBTENIR LE GRADE DE DOCTEUR

ÉCOLE NATIONALE SUPÉRIEURE DES MINES D’ALÈS (IMT MINES ALÈS)

En Chimie de l’environnement

École doctorale GAIA – Filière Sciences de la terre et de l’Environnement

Portée par l’Université de Montpellier

Unités de recherche : Laboratoire de Génie de l’Environnement Industriel (IMT Mines Alès) et

HydroSciences Montpellier (UM/IRD/CNRS)

Unité de recherche [XXXXXXXXXX]

Présentée par Antoine GARNIER

Le 18 Décembre 2020

Sous la direction de Catherine GONZALEZ et Chrystelle Bancon-Montigny

Développement d’un échantillonneur passif pour un

d ia gno stic d e la con ta mina tion des zo nes p ortua ires

p ar d es org ano éta in s.

Devant le jury composé de

Mr Pierre DOUMENQ, Professeur des Universités à l’Université d’Aix- Marseille Nicolas MAZZELLA, Ingénieur de recherche à INRAe

Jean-Louis GONZALEZ, Directeur de recherche à IFREMER Corinne CASIOT, Directrice de recherche au CNRS, HSM Belkacem OTAZAGHINE, Maître assistant à IMT Mines Alès Catherine GONZALEZ, Professeur à IMT Mines Alès

Chrystelle BANCON-MONTIGNY, Maître de Conférences à l’Université de Montpellier, HSM

Rapporteur Rapporteur Examinateur Examinateur Invité Directrice Directrice

A ma famille, A ma compagne, Et à tous ceux qui ont cru en moi.

Remerciements

Je souhaite sincèrement remercier l’aide et le soutien apporté par de nombreuses personnes. Je tiens tout d’abord à remercier mes deux directrices de thèse, Catherine Gonzalez et Chrystelle Bancon-Montigny. Merci pour votre disponibilité et votre patience, vous avez su m’apporter votre soutien et de précieux conseils tout au long de la thèse. Merci pour votre bonne humeur et tous les moments passés au travail et en dehors. Votre soutien m’a été d’une grande aide pour arriver à bout de ce travail.

Je tiens également à remercier Belkacem Otazaghine qui s’est joint à l’équipe encadrante en cours de thèse. Merci pour ton aide très précieuse pour les synthèses et la compréhension de la théorie associée. Merci pour ta disponibilité et ta bonne humeur.

Je remercie les rapporteurs Pierre Doumenq, Nicolas Mazzella, d’avoir accepté de juger mon travail et pour l’intérêt qu’ils y ont porté. Merci au examinateurs Corinne Casiot et Jean-Louis Gonzalez d’avoir accepté d’assister à ma soutenance de thèse et de juger le travail réalisé.

Je remercie également Patrick Seyler et Patrick Lachassagne pour m’avoir accueilli à Hydroscience Montpellier et pour la confiance qu’ils m’ont accordée.

Merci à la Région Occitanie et à IMT Mines d’Alès pour le financement de ce travail et pour le prolongement de mon contrat durant la période COVID-19.

Un énorme merci à Sophie Delpoux, Sylvie Spinelli, Murielle Avezac et Léa Causse pour l’aide apportée pour la partie expérimentale de ce travail. Cette thèse s’est déroulée en majorité à HSM mais des déplacements réguliers ont permis de garder le contact avec l’équipe ERT (Eau, Ressources et Territoires) du LGEI à Alès. La distance entre Montpellier et Alès n’a pas simplifié les choses mais nous avons su nous adapter et tout faire au mieux pour que tout se passe bien. Merci également à Catherine Balieu pour l’aide apportée au niveau logistique et administratif pour assurer le bon déroulement des voyages entre Montpellier et Alès. Merci également aux stagiaires Marion, Romain et Aloïs qui m’ont apporté leur aide pendant leurs travaux à HSM et au LGEI.

Un grand merci à tous mes collègues de travail des deux laboratoires (LGEI et HSM) pour leur soutien et leur sympathie. Merci pour tous les moments partagés le midi et en dehors du bureau. Je tiens particulièrement à remercier mes prédécesseurs Antoine, Victor, Camille, Marlène et Alix ainsi que Marie et Laina pour les moments passés à HSM et dans Montpellier ainsi que Perrine, Thibault, et tous les doctorants d’Alès qui m’ont accueilli chaleureusement quand je venais au LGEI.

Je souhaite enfin dire un grand merci à ma famille, à ma sœur pour la relecture du manuscrit, à ma compagne, à ma belle-famille et à tous mes amis pour leur soutien et l’amour qu’ils me portent. Merci Nathalie pour ta patience pendant ces trois ans passés à 200km l’un de l’autre.

Résumé de la thèse

La problématique de la contamination des milieux aquatiques représente l’une des préoccupations majeures de nos jours. Dans un objectif de progrès, d’optimisation et d’efficacité, des composés chimiques ont été très largement utilisés dans de nombreux domaines. C’est le cas des organoétains utilisés principalement dans les peintures antisalissures pour les coques de bateau. Ces composés à caractère biocide sont in fine transférés dans l’eau et sont assimilés par des organismes vivants ou peuvent s’adsorber sur des particules en suspension et sédimenter dans les fonds marins où ils peuvent persister plusieurs années. L’impact de ces composés sur l’homme et l’environnement a conduit à établir des normes régulant leur utilisation ainsi que des normes de qualité environnementales. Un suivi de la concentration de ces composés dans l’environnement est donc nécessaire pour assurer le respect de ces normes.

Afin de contribuer à la surveillance de la contamination des zones portuaires en organoétains, la problématique de la thèse porte sur l’élaboration d’un outil de diagnostic adapté à la mesure de la concentration des organoétains en milieu marin. L’échantillonnage passif, gagnant en intérêt ces dernières années, présente un potentiel certain afin d’apporter une réponse opérationnelle à ce problème.

Dans un premier temps, le développement et la validation de l’échantillonneur passif Chemcatcher® est réalisé d’une part via l’étude des cinétiques d’accumulation de composés organostanniques et d’autre part à partir de calibrations en laboratoire et in situ sur le site d’étude situé dans le port de Port Camargue. Une application environnementale a également été réalisée avec ce dispositif afin de valider l’utilisation de cet échantillonneur passif pour le diagnostic de contamination des zones portuaires en organoétains.

Un nouveau dispositif a ensuite été proposé, l’échantillonneur passif ePSOM (Passive Sampling Organotin Marina), destiné à l’accumulation à la fois spécifique et optimale des organoétains en milieu marin. Ce dispositif a fait l’objet d’un développement et d’une validation en laboratoire et in situ. Son déploiement dans le port de Port Camargue démontre son applicabilité pour répondre au besoin de diagnostic environnemental dans ces zones portuaires.

Enfin, afin d’augmenter la spécificité de l’échantillonnage, une nouvelle phase réceptrice a été développée grâce à la synthèse de polymères à empreinte moléculaire. Différentes synthèses ont été testées afin d’obtenir différentes tailles et formes de particules. Des cinétiques d’accumulation des organoétains par les polymères à empreinte moléculaire ont été réalisées afin de vérifier la capacité de rétention de cette phase vis-à-vis des organoétains.

Les résultats obtenus permettront de répondre à la problématique du suivi de la contamination des zones portuaires en organoétains en proposant un outil de diagnostic adapté à ces composés.

Abstract

The problem of aquatic environment contamination is one of the major concerns today. With a view of progress, optimization and efficiency, chemical compounds have been widely used in many areas. This is the case of organotin mainly used in antifouling paints for boat hulls. These compounds of a biocidal nature are ultimately transferred to the water and are ingested by living organisms or can be adsorbed on suspended particles and sediments on the seabed where they can persist for several years. The impact of these compounds on human health and the environment has led to the establishment of standards regulating their use, as well as environmental quality standards. Monitoring of the concentration of these compounds in the environment is therefore necessary to ensure the compliance with these standards.

In order to contribute to the monitoring of organotin contamination in port areas, this thesis deals with the development of a diagnostic tool adapted to the measurement of organotin concentration in the marine environment. Passive sampling, which has gained interest in recent years, has a real potential to provide an operational answer to this problem.

Initially, the development and validation of the Chemcatcher® passive sampler is carried out on one hand through the study of the accumulation kinetics of organotin compounds, and on the other hand through laboratory and in-situ calibrations at the study site located in Port Camargue harbour. An environmental application was also carried out with this device in order to validate the use of this passive sampler for the diagnosis of organotin contamination of harbour areas.

A new device was then proposed, the ePSOM (Passive Sampling Organotin Marina) passive sampler, intended for the specific and optimal accumulation of organotins in the marine environment. This device has been developed and validated both in the laboratory and in situ. Its use in Port Camargue harbour demonstrates its applicability to meet the needs for environmental diagnosis in these port areas.

Finally, in order to increase the specificity of this type of sampling, a new retention phase has been developed thanks to the synthesis of molecularly imprinted polymer. Different syntheses were tested in order to obtain different particle sizes and shapes. Organotin accumulation kinetics of the molecularly imprinted polymers were tested to verify the retention capacity of this phase with respect to these compounds.

The results obtained will help address the problem of monitoring organotin contamination in port areas by providing a diagnostic tool adapted to this environment and these compounds.

Liste des sigles et acronymes

ACN : Acétonitrile

AIBN : Azobisisobutyronitrile

AMPA : Acide aminométhylphosphonique BDI : Butyltin degradation index

C2MA : Centre des Matériaux des Mines d'Alès CA : Cellulose Acétate (acétate de cellulose) CEC : Commission of the European Communities CMA : Concentration Maximale Admissible DBT : Dibutylétain

DCE : Directive cadre sur l’eau DGT : Diffusive gradient thin film

DI-SPME : Direct Immersion – Solid Phase Extraction EAF : Exposure Adjustement Factor

EDM : Eau de mer EDR : Eau du robinet

EGDMA : Ethylène Glycol Diméthacrylate ePSOM : Passive Sampling Organotin Marina

GC : Gas Chromatographie (chromatographie en phase gazeuse)

GC-ICP-MS : Couplage chromatographie en phase gazeuse couplé à un plasma inductif et avec une

détection par spectrométrie de masse

HAP : Hydrocarbure aromatique polycyclique HCB : Hexachlorobenzène

HLB : Hydrophilic-lipophilic balance

HPLC : Hight performance liquid chromatography HSM : HydroSciences Montpellier

HS-SPME : Head Space – Solid Phase Extraction IMT : Institut Mines Télécom

LDPE : Low Density Polyethylene (polyéthylène basse densité) LGEI : Laboratoire Génie de l’Environnement Industriel

LLE : liquid-liquid extraction MAA : Metacrylate acide MBT : Monobutylétain

MEB : Microscpie électronique à balayage

MEPC : Marine Environment Protection Committee of the international maritime Organization MIP : Molecularly imprinted polymer

MIP-AED : Microwave-Induced Plasma Atomic Emission Detection MS : Mass Spectrometry

NIP : No imprinted polymer

NQE : Normes de qualité environnementale PCB : Polychlorobenzène

PDMS : Polydimethylsiloxane PES : Polyethersulfone

PFPD : Photométrie de Flamme Pulsée

POCIS : Polar organic chemical integrative sampler PRC : Performance Reference Compound

PSU : Polysulfone

PTFE : Polytetrafluoroethylene

PVA : Polyvinylalcool (alcool polyvinylique) PVC : Polyvinyl chloride (chlorure de polyvinyle)

REACH : Registration, Evaluation and Authorisation of Chemicals RPM : Rotation per minute (tour par minute)

RSD : Relative standard deviation

SDB-RPS : Reverse Phase Sulfonated Extraction Disks SDB-XC : PolyStyrène divinylbenzene Extraction disk SDS : Dodécylsulfate de Sodium

SLE : Solid-liquid extraction SPE : Solid phase extraction

SPMD : Semi-permeable membrane device SPME : Solid phase micro-extraction STEP : Station d’épuration des eaux usées TBT : Tributylétain

TPRT : Tripropylétain

TSA : Transition State Analogue

TWAC : Time weighted averaged concentration UK : United Kingdom

Liste des figures

Figure 1 : Structures moléculaires des butylétains (MBT, DBT, TBT) ... 7

Figure 2 : Principales utilisations des composés organostanniques (pourcentage de la production totale annuelle)[8] (Donnée citées depuis EVISA 2009) ... 8

Figure 3 : Représentation schématique des principales sources et transferts des composés organostanniques dans l'environnement [4]. ... 9

Figure 4 : Suivi de la concentration de polluants par échantillonnage ponctuel (- - -) et par échantillonnage passif intégratif (↔) ... 16

Figure 5 : Représentation schématique de la concentration dans un échantillonneur passif [80] ... 16

Figure 6 : Cinétique d’accumulation d’un composé dans un échantillonneur passif au cours du temps [84]. ... 20

Figure 7 : Schéma des mécanismes d'échange entre la phase réceptrice d'un échantillonneur passif et le milieu d'exposition ... 25

Figure 8 : Répartition des échantillonneurs passifs en fonction du log Kow des composés cibles [84] ... 28

Figure 9 : Schéma du dispositif DGT [120] ... 29

Figure 10 : Schémas du dispositif SPMD [120] et photographie avant déploiement. ... 30

Figure 11 : Schémas d'un POCIS [120] ... 32

Figure 12 : Schéma du dispositif Chemcatcher® [120] ... 34

Figure 13 : Schémas d'un échantillonneur passif dynamique [159] ... 38

Figure 14 : Articles publiés incluant les mots clés "mip", "molecular imprinted polymer" ou "moleculary imprinted polymer", source: Web of Science ... 39

Figure 15 : Schémas de synthèse et d’utilisation d'un MIP ... 41

Figure 16 : Synthèse semi-covalente d'un polymère à empreinte moléculaire pour la détection de phénols [170] ... 43

Figure 17 : Réaction réversible entre une base de Schiff et de l'eau [177]... 46

Figure 18 : Matériaux imprimés catalytiquement actifs, réaction de Diels-Alder [161] ... 49

Figure 19 : Présentation des molécules cibles pour l’échantillonnage passif (Glyphosate et AMPA) et de la molécule modèle utilisée lors de la synthèse du polymère à empreinte moléculaire 2 : Diethyl (α-aminobenzyl)phosphonate hydrochloride). ... 49

Figure 20 : Développement d’un échantillonneur passif pour un diagnostic des zones portuaires par les organoétains - Projet ePSOM (Passive Sampler Organotin Marina) ... 53

Figure 21 : Couplage GC-ICP-MS situé au sein du laboratoire HydroSciences Montpellier ... 61

Figure 23 : Schémas et photographies du système utilisé pour déterminer les cinétiques d'accumulation des organoétains ... 65 Figure 24 : Schémas de fonctionnement du pilote de calibration en flux continu ... 67 Figure 25 : Photographie du pilote de calibration en flux continu et du carrousel utilisé comme support des échantillonneurs Chemcatcher® lors de la calibration ... 67 Figure 26 : Lieu de déploiement des échantillonneurs passifs pour la calibration in situ (Port Camargue) ... 69 Figure 27 : Photos du déploiement et récupération des échantillonneurs passifs lors de la calibration in situ (Port Camargue) ... 70 Figure 28 : Premier prototype sous forme de POCIS imaginé pour l'échantillonneur passif ePSOM ... 72 Figure 29 : Prototype d’échantillonneur passif ePSOM sélectionné pour production ... 73 Figure 30 : Photographie de l'imprimante Zortrax M200 utilisée pour la conception du dispositif ePSOM située au sein du laboratoire Pro 3D à Montpellier ... 73 Figure 31 : Schémas 3D du carrousel modifié pour accueillir les échantillonneurs passifs ePSOM ... 74 Figure 32 : Tests de relargage (A) ou sorption (B) de l’ABS (Acrylonitrile Butadiène Styrène) ... 74

Figure 33 : Support de déploiement des échantillonneurs passifs ePSOM lors de la calibration in situ ... 76 Figure 34 : Carte du port de Port Camargue avec les trois points étudiés lors de l’étude environnementale ... 77 Figure 35 : Schémas du protocole de synthèse en masse des polymères à empreinte moléculaire spécifique aux organoétains adapté de Gallegos et al (2006). ... 79 Figure 36 : Schémas du protocole de synthèse en suspension des polymères à empreinte moléculaire spécifique aux organoétains ... 81 Figure 37 : Schémas du protocole de synthèse en mini-émulsion des polymères à empreinte moléculaire spécifique aux organoétains ... 82 Figure 38 : Pourcentage sorbé du MBT, DBT et TBT sur le disque C18 (a) et linéarisation (b) au cours d’une cinétique d'accumulation par un Chemcatcher® _{dans l'eau du robinet dopée à 10}

ngSn.L-1. ... 90 Figure 39 : Comparaison des taux d'accumulation obtenus par Aguilar-Martínez et al. 2008 [28] et ceux obtenus lors des pilotes en eau du robinet dopée à 259, 528 et 715 ngSn.L-1 en MBT, DBT et TBT ... 93 Figure 40 : Masses d'organoétains accumulées par les Chemcatcher® au cours du temps lors d'une calibration en pilote de laboratoire réalisé à 400 ngSn.L-1 (a) et à 10 ngSn.L-1 (b). ... 95

Figure 41 : Comparaison des calibrations à haute et basse concentrations des Chemcatcher® _dans

l'eau du robinet ... 96

Figure 42 : Comparaison des taux d'accumulation (mL.j-1_{)obtenus lors de calibrations en pilote} pour les Chemcatcher® _{dans l'eau du robinet et dans l'eau de mer réalisés à 10 ngSn.L}-1_{. ... 98}

Figure 43 : Suivi de la concentration en organoétains (ngSn.L-1) dans la colonne d’eau de la zone technique 1 du port de Port Camargue pendant la calibration in situ ... 99

Figure 44 : Masses d'organoétains (ng) accumulées par les Chemcatcher® _{au cours de la} calibration in situ (Port-Camargue) ... 100

Figure 45 : Comparaison des concentrations obtenues avec les taux d'échantillonnage déterminés lors des calibrations in situ et en laboratoire avec la concentration moyenne établie par échantillonnage ponctuel dans la zone technique du port de Port Camargue ... 101

Figure 46 : Schémas de concept du nouvel échantillonneur passif ePSOM ... 106

Figure 47 : Photographie du dispositif ePSOM avec de gauche à droite, le support de déploiement dans le pilote de calibration, le support de déploiement dans le milieu marin et le dispositif ePSOM (chapeau et corps) ... 107

Figure 48 : Cage de déploiement pour le dispositif Chemcatcher® ... 107

Figure 49 : Système de déploiement des dispositifs d'échantillonnage passif ePSOM ... 108

Figure 50 : Carrousel utilisés lors de la calibration en laboratoire pour les dispositifs Chemcatcher® et ePSOM ... 108

Figure 51 : Résultats de relargage (A) et de sorption (B) du MBT par l'ABS ... 109

Figure 52 : Résultats de relargage (A) et de sorption (B) du DBT par l'ABS ... 109

Figure 53 : Résultats de relargage (A) et de sorption (B) du TBT par l'ABS ... 110

Figure 54 : Comparaison des taux d'accumulation obtenus pour les Chemcatcher® _{et les ePSOM} via les calibrations pilote en flux continu dans l'eau de mer à faible concentration ... 112

Figure 55 : Schémas de positionnement des échantillonneurs dans la cage d'exposition ... 118

Figure 56 : Synthèse (a) et broyage (b) du polymère synthétisé en masse ... 121

Figure 57 : Synthèse en suspension avant (a) et pendant l’agitation (b) ... 122

Figure 58 : Images de microscopie électronique à balayage du MIP synthétisé en masse zoomées 100 fois (A) 500 fois (B) et 5000 fois (C)... 122

Figure 59 : Images de microscopie électronique à balayage du MIP synthétisé en masse obtenu par Gallegos-gallegos [176] (A) et lors de cette étude (B) ... 123

Figure 60 : Images de microscopie électronique à balayage des disques C18 zoomé 500 fois (A) 2000 fois (B) et 5000 fois (C) ... 123

Figure 61 : Images de microscopie électronique à balayage du MIP synthétisé en suspension et avec 20,24 g.L-1 d’ alcool polyvinylique dans la phase aqueuse. Les clichés obtenus sont zoomés 200 fois (A), 1000 fois (B) et 2000 fois (C). ... 124

Figure 62 : Images de microscopie électronique à balayage du MIP synthétisé en suspension obtenu par Gallegos-Gallegos (2009) [176] (A) et lors de cette étude (B) ... 125 Figure 63 : Images de microscopie électronique à balayage du MIP synthétisé en suspension et avec 2,024 g.L-1 _{d’ alcool polyvinylique. Les clichés obtenus sont zoomés 200 fois (A), 500 fois (B)}

et 1000 fois (C). ... 125 Figure 64 : Images de microscopie électronique à balayage du MIP synthétisé en mini-émulsion. Les clichés obtenus sont zoomés 200 fois (a), 1600 fois (b) et 50 000 fois (c). ... 126 Figure 65 : Concentrations des extraits après les différents lavages du polymère synthétisé en masse ... 127 Figure 66 : Concentration des extraits du polymère synthétisé en suspension après les lavages avec différents solvants ainsi que celles des extraits du polymère synthétisé après le lavage au soxhlet. ... 128

Figure 67 : Suivi de la concentration au cours des cinétiques d'accumulation avec le MIP synthétisé en masse ... 129 Figure 68 : Rendement d'extraction des disques C18 ... 174 Figure 69 : Exemple de résultats de cinétique d'accumulation des organoétains par le dispositif Chemcatcher® réalisée dans l'eau du robinet dopée à 100 ngSn.L-1 : pourcentage d’organoétains accumulé dans le disque (à gauche) et linéarisation ordre 2 (à droite). ... 175 Figure 70 : Exemple de résultats de cinétique d'accumulation des organoétains par le dispositif Chemcatcher® _{réalisée dans l'eau de mer dopée à 10 ngSn.L}-1 _{: pourcentage d’organoétains accumulé}

dans le disque (à gauche) et linéarisation ordre 2 (à droite). ... 175 Figure 71 : Suivi de la concentration en organoétains (ngSn.L-1_{) dans la cuve d'exposition du}

pilote de calibration des Chemcatcher® _{n°1 (à gauche) et du pilote n°2 (à droite) réalisés dans l’eau du}

robinet dopée à 400 ng.L-1. ... 176 Figure 72 : Quantité d'organoétains accumulés par les disques C18 (ngSn) lors du pilote n°1 (à gauche) et du pilote n°2 (à droite). ... 176 Figure 73 : Exemple de résultat de calibration du dispositif Chemcatcher® dans l'eau du robinet dopée à 10 ngSn.L-1: concentration dans la cuve d'exposition (ngSn.L-1) (à gauche) et masse d'organoétains accumulée par les disques C18 (ngSn)(à droite)... 177 Figure 74 : Exemple de résultat de calibration du dispositif Chemcatcher® dans l'eau de mer dopée à 10 ngSn.L-1: concentration dans la cuve d'exposition (ngSn.L-1) (à gauche) et masse d'organoétains accumulée par les disques C18 (ngSn)(à droite)... 177 Figure 75 : Exemple de résultats de cinétique d'accumulation des organoétains par le dispositif ePSOM réalisée dans l'eau du robinet dopée à 10 ngSn.L-1 : pourcentage d’organoétains accumulé dans le disque (à gauche) et linéarisation ordre 2 (à droite). ... 178

Figure 76 : Exemple de résultats de cinétique d'accumulation des organoétains par le dispositif ePSOM réalisée dans l'eau de mer dopée à 10 ngSn.L-1 _{: pourcentage d’organoétains accumulé dans}

le disque (à gauche) et linéarisation ordre 2 (à droite). ... 178 Figure 77 : Exemple de résultat de calibration du dispositif ePSOM dans l'eau du robinet dopée à 10 ngSn.L-1: concentration dans la cuve d'exposition (ngSn.L-1) (à gauche) et masse d'organoétains accumulée par les disques C18 (ngSn)(à droite). ... 179 Figure 78 : Exemple de résultat de calibration in situ du dispositif ePSOM : concentration dans la colonne d’eau (ngSn.L-1_{) (à gauche) et masse d'organoétains accumulée par les disques C18}

Liste des tableaux

Tableau 1 : Valeurs de log Kow pour quelques organoétains [10] ... 9 Tableau 2 : Concentrations en organoétains dans l'eau (ngSn.L-1), les sédiments marins et les tissus biologiques (ngSn.g-1) en Amérique, en Asie et en Europe. ... 12 Tableau 3 : Avantages et inconvénients des différentes calibrations ... 27 Tableau 4: Configuration des Chemcatcher® pour différentes classes de composés [89]... 34 Tableau 5 : Taux d'accumulation obtenus pour différents composés lors de calibration en pilote en flux continus avec des Chemcatcher® . ... 35 Tableau 6 : Exemples d'utilisation des échantilonneurs passifs DGT, SPMD, POCIS et Chemcatcher®... 37 Tableau 7 : Analyse des matériaux de référence certifiés PACS-2 et PACS-3 ... 62 Tableau 8 : Limites de détection et de quantification déterminée pour les méthodes d'extraction liquide-liquide et par SPME ... 63 Tableau 9 : Tableau récapitulatif des pilotes de calibration réalisés ... 68 Tableau 10 : Paramètres physico-chimiques suivis pendant les différentes calibrations ... 70 Tableau 11 : Récapitulatif des masses et volumes de réactifs utilisés lors des synthèses des polymère en masse (Bulk 1, Bulk 2), en suspension (Suspension 1, Suspension 2) et Mini-émulsion. ... 82

Tableau 12 : Constantes cinétiques d'accumulation (L.ng-1.h-1) moyennes obtenues avec le Chemcatcher® à 10 ngSn.L-1, 100 ngSn.L-1 dans l'eau du robinet (EDR) et à 10 ngSn.L-1 dans l'eau de mer (EDM) ... 91 Tableau 13 : Concentrations des organoétains dans l'eau mesurées pendant l'exposition des Chemcatcher® durant les différentes calibrations expripmées en ngSn.L-1 ... 94 Tableau 14 : Taux d'accumulation (exprimés en mL.j-1) obtenus lors des calibrations des Chemcatcher® en pilote en eau du robinet (EDR) à 400 ngSn.L-1, à 10 ngSn.L-1, dans l'eau de mer (EDM) à 10 ngSn.L-1 et in situ. ... 95 Tableau 15 : Coefficients de variation obtenus pour les calibrations en laboratoire dans l’eau du robinet (EDR) à haute et faible concentration et dans l’eau de mer (EDM) à faible concentration (Relative Standard Deviation) ... 103 Tableau 16 : Concentrations (TWAC) obtenues avec les différentes calibrations (paragraphe I.1.1.3) et incertitudes calculées avec la méthode de Poulier et al.[201] (Équation 31) exprimées en ngSn.L-1_{. ... 105}

Tableau 17 : Constantes cinétiques d'accumulation obtenues pour le Chemcatcher® _{et l'ePSOM}

Tableau 18 : Tableau récapitulatif des taux d'accumulation obtenus pour différentes les calibrations pour les deux dispositifs Chemcatcher® _{et ePSOM (exprimé en mL.j}-1_{) ... 113}

Tableau 19 : Concentrations moyennes (ngSn.L-1_{) des 3 zones de déploiement du port de Port}

Camargue obtenues par échantillonnage ponctuel ... 115 Tableau 20 : Concentrations obtenues (ngSn.L-1) avec les Chemcatcher® et calculées à partir des taux d'accumulation obtenus par calibration in situ ... 115 Tableau 21 : Concentrations mesurées dans les sédiments du port de Port Camargue à la capitainerie, et dans les deux zones techniques du port (exprimé en ng.g-1) [54] ... 116 Tableau 22 : Concentrations obtenues (ngSn.L-1) avec les ePSOM et calculées à partir des taux d'accumulation obtenus par calibration in situ ... 117 Tableau 23 : Coefficients cinétiques d'accumulation par les MIP obtenus avec les synthèses en masse, suspension et mini-émulsion exprimés en L.ng-1.s-1. ... 129 Tableau 24 : Résultats obtenus pour les deux pilotes réalisés en eau du robinet dopée à 400 ngSn.L-1. ... 176

Table des matières

Remerciements

Résumé de la thèse

Abstract

Liste des sigles et acronymes

Liste des figures

Liste des tableaux

Table des matières

Financements

Introduction générale

Partie 1 - Etat de l’art, contexte de l’étude

I.1. Structure ... 7 I.2. Utilisation ... 8 I.3. Risques et Réglementation ... 9 I.4. Analyses des organoétains dans les matrices environnementales ... 13 I.4.1. Extractions/dérivation/pré-concentration ... 13 I.4.1.1. Extraction des phases solides ... 13 I.4.1.2. Dérivation ... 13 I.4.1.3. Pré-concentration ... Erreur ! Signet non défini. I.4.2. Analyse chromatographique en phase gazeuse ... 14 I.4.3. Quantification ... 15

II.Les échantillonneurs passifs ... 15

II.1. Principe ... 15 II.1.1. Modèles de diffusion ... 16 II.1.2. Régimes de diffusion ... 20 II.2. Calibration ... 22 II.2.1. Exposition statique sans renouvellement ... 22 II.2.2. Exposition à un flux continu ... 23 II.2.3. Exposition statique avec renouvellement d’eau contaminée ... 24 II.2.4. Calibration avec PRC ... 24 II.2.5. Calibration in situ ... 26 II.2.6. Avantages et inconvénients des différentes calibrations ... 26 II.2.7. Facteurs influençant la diffusion ... 27 II.2.7.1. Influence de l’hydrodynamique ... 27 II.2.7.2. Influence de la température ... 27 II.3. Différents types d’échantillonneur passif ... 28 II.3.1. Le DGT ... 28 II.3.1.1. Le dispositif ... 28 II.3.1.2. Fonctionnement du DGT ... 29 II.3.1.3. Utilisation... 29 II.3.1.4. Limites... 30 II.3.2. Les SPMD ... 30

II.3.2.1. Le dispositif ... 30 II.3.2.2. Fonctionnement du SPMD... 31 II.3.2.3. Utilisation... 31 II.3.2.4. Limites... 31 II.3.3. Les POCIS ... 31 II.3.3.1. Le dispositif ... 31 II.3.3.2. Fonctionnement du POCIS ... 32 II.3.3.3. Utilisation... 32 II.3.3.4. Limites... 33 II.3.4. Les Chemcatcher® ... 33 II.3.4.1. Le dispositif ... 33 II.3.4.2. Fonctionnement du Chemcatcher® _{... 34} II.3.4.3. Utilisation... 35 II.3.4.4. Limites... 36 II.3.5. Les échantillonneurs dynamiques ... 37

III.Les Polymères à empreinte moléculaire ... 39

III.1. Principe ... 40 III.2. Synthèse ... 41 III.2.1. Généralités ... 41 III.2.2. Etape précédant la polymérisation (formation du complexe

Monomère/Molécule-cible) ... 42 III.2.2.1. Approche covalente ... 42 III.2.2.2. Approche non-covalente ... 42 III.2.2.3. Approche Semi-covalente ... 43 III.2.3. Voies de synthèse des MIP... 44 III.2.3.1. Polymérisation monolithique (en masse) ... 44 III.2.3.2. Polymérisation par précipitation ... 44 III.2.3.3. Polymérisation en émulsion ou mini-émulsion (décrite par Harkins [174]) . 45 III.2.3.4. Polymérisation en suspension ... 46 III.3. Utilisations ... 46 III.3.1. MIP pour les techniques de séparation ... 47 III.3.2. MIP en chromatographie ... 47 III.3.3. MIP en catalyse ... 48 III.3.4. Les échantillonneurs passifs ... 49

Conclusion de l’état de l’art ... 51 Démarche scientifique développée au cours de la thèse ... 52

Partie 2 - Matériel et méthodes ... 57

I. Généralités ... 57

I.1. Produits et réactifs ... 57 I.2. Conservation des échantillons avant analyse ... 58 I.3. Analyse de spéciation des organoétains ... 58 I.3.1. Principe de la dérivation ... 58 I.3.2. Préparation des échantillons d’eau ... 59 I.3.3. Préparation des disques C18 pour analyse ... 60 I.3.4. Etalonnage ... 60 I.3.5. GC-ICP-MS ... 60 I.3.5.1. Condition d’analyse ... 61 I.3.5.2. LOD/LOQ ... 62 I.4. Rendement d’extraction des disques C18 ... 63

II.Développement et validation des dispositifs Chemcatcher® _{et ePSOM ... 63} II.1. Optimisation et validation de l’échantillonneur passif type Chemcatcher® _{... 64}

II.1.2. Cinétiques ... 65 II.1.3. Calibration de l’échantillonneur passif Chemcatcher® ... 66 II.1.3.1. Calibration en laboratoire (pilote) ... 66 II.1.3.1.a. Répétabilité du pilote ... 67 II.1.3.1.b. Influence de la concentration ... 67 II.1.3.1.c. Influence de la matrice ... 68 II.1.3.2. Calibration in situ ... 68 II.1.3.3. Calcul du taux d’accumulation ... 70 II.1.3.4. Comparaison des concentrations obtenues par échantillonnage ponctuel et par

différents Rs ... 71 II.2. Passive Sampler organotin Marina: ePSOM ... 71 II.2.1. Principe et élaboration ... 71 II.2.2. Tests d’adsorption et de relargage ... 74 II.2.3. Cinétiques ... 75 II.2.4. Calibration ... 75 II.2.4.1. Calibration en pilote en flux continu (laboratoire) ... 75 II.2.4.2. Calibration In situ ... 76

III.Application environnementale ... 76

III.1. Description du site d’étude ... 76 III.2. Chemcatcher®... 77 III.3. ePSOM ... 78

IV.Nouvelle phase : Polymère à empreinte moléculaire ... 78

IV.1. Synthèse ... 78 IV.1.1. Synthèse en masse du polymère à empreinte moléculaire ... 79 IV.1.2. Synthèse en suspension et en mini-émulsion du polymère à empreinte moléculaire

80

IV.1.2.1. Synthèse en suspension ... 80 IV.1.2.2. Synthèse en mini-émulsion ... 81 IV.2. Caractérisation par Microscopie à balayage électronique ... 82 IV.3. Lavage ... 83 IV.4. Cinétiques... 84

Partie 3 - Résultats et discussion ... 89

I. Développement et validation des dispositifs Chemcatcher® _{et ePSOM pour le suivi des}

butylétains ... 89

I.1. Optimisation et validation de l’échantillonneur passif type Chemcatcher® ... 89 I.1.1. Etude des cinétiques d’accumulation des organoétains par le Chemcatcher® _{.. 89}

I.1.1. Calibration de l’échantillonneur passif Chemcatcher® ... 91 I.1.1.1. Calibration en laboratoire (pilote en flux continu) ... 92 I.1.1.1.a. Validation du pilote ... 93 I.1.1.1.b. Influence de la concentration ... 94 I.1.1.1.c. Influence de la matrice ... 97 I.1.1.2. Calibration in situ ... 98 I.1.1.3. Comparaison échantillonnage ponctuel et calibrations ... 100 I.1.1.4. Calcul de l’incertitude de la concentration obtenue par échantillonnage passif ... 103 I.2. Design, optimisation et validation du dispositif ePSOM ... 105 I.2.1. Design de l’échantillonneur ePSOM ... 105 I.2.2. Tests de sorption et de relargage du corps de l’échantillonneur ePSOM... 108 I.3. Optimisation et validation de l’échantillonneur passif ePSOM ... 111 I.3.1. Etude des cinétiques d’accumulation des organoétains par le dispositif ePSOM . ... 111 I.3.2. Calibration de l’échantillonneur passif ePSOM ... 111 I.3.2.1. Calibration en laboratoire (pilote en flux continu) ... 112

I.3.2.2. Calibration in situ ... 113

II.Application environnementale ... 114

II.1. Déploiement de l’échantillonneur passif Chemcatcher® _{... 114}

II.2. Déploiement de l’échantillonneur passif ePSOM ... 117

III.Développement d’une nouvelle phase réceptrice ... 120

III.1. Synthèse du Polymère à empreinte moléculaire (MIP) ... 120 III.1.1. Synthèse en masse du polymère à empreinte moléculaire ... 120 III.1.2. Synthèse en suspension et mini-émulsion du polymère à empreinte moléculaire

... 121 III.2. Analyses des Polymère à empreinte moléculaire ... 122 III.2.1. Polymère synthétisé en masse (bulk) ... 122 III.2.2. Polymère synthétisé en suspension ... 124 III.2.3. Polymère synthétisé en mini-émulsion ... 125 III.3. Lavages des polymères ... 126 III.3.1. Lavage du polymère synthétisé en masse ... 126 III.3.2. Lavage des polymères synthétisés en suspension et en mini-émulsion ... 127 III.4. Etude des cinétiques d’accumulation des organoétains par les polymères à empreinte moléculaire ... 128

Conclusion ... 133

Références Bibliographiques ... 137

Annexes ... 154

Annexe 1 : Publication parue dans le journal Talanta en 2020 ... 154 Annexe 2 : Rendement d’extraction des disques C18 ... 174 Annexe 3 : Cinétiques d’accumulation des organoétains par le dispositif Chemcatcher® _{. 175}

Annexe 4 : Calibrations du dispositif Chemcatcher® _{... 176}

Annexe 5 : Cinétique d’accumulation des organoétains par le dispositif ePSOM ... 178 Annexe 6 : Calibration du dispositif ePSOM ... 179

Financements

Cette thèse s’est déroulée en collaboration entre IMT Mines d’Alès

(Centre LGEI) et l’Université de Montpellier (Laboratoire HSM), et a

bénéficié d’une allocation doctorale financée par la Région Occitanie (80%)

et IMT Mines Alès (20%).

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Introduction générale

Si les organoétains ont constitué un progrès pour les activités nautiques (peintures antifouling), agricoles (biocides), et chimiques (stabilisant PVC), la contrepartie est l'apparition fréquente de ces substances dans les milieux aquatiques (eau de mer et eau douce). Malgré l'intérêt porté à ces substances, se pose la question de leur devenir dans l'environnement et de leur toxicité vis-à-vis de l'homme et des écosystèmes. Dans un souci de protection de la santé et de l'environnement une réglementation sur les organoétains s'est donc mise en place au niveau national et international.

Cette réglementation s'exprime au niveau international à travers la CEC (Commission of the European Communities) qui a émis la première mise en garde sur les effets néfastes potentiels des organoétains sur les milieux aquatiques en 1978 et à travers la MEPC (Marine Environment Protection Committee of the international maritime Organization) concernant notamment les peintures antisalissures à base d’organoétains (2001).

La règlementation s'exprime notamment à travers les mesures prises par la directive cadre sur l'eau en 2008 (DCE) qui a permis de renforcer la politique globale de gestion et de protection des ressources en eau. Elle vise à prévenir et réduire la pollution des eaux, promouvoir son utilisation durable, protéger l'environnement et améliorer l'état des écosystèmes aquatiques.

Dans le cadre de la DCE, la surveillance de la qualité des eaux repose sur un certain nombre de directives européennes dont la directive 2008/10/CE établissant des normes de qualité environnementale (NQE) dans le domaine de l'eau pour les substances prioritaires et certains autres polluants dont les composés du tributylétain. Cette directive fixe les limites de concentration tolérées dans les eaux de surface (continentale et côtière) pour un nombre de substances ou groupes de substances identifiées comme prioritaires en raison du risque significatif qu'elles présentent pour l'environnement aquatique. Les NQE établies par la DCE pour les composés organostanniques sont de 0,2 ngSn.L-1 _{en concentration}

moyenne annuelle et de 1,5 ngSn.L-1 _{de concentration maximale admissible.}

Compte tenu de la présence des organoétains dans les masses d'eau, un suivi régulier est nécessaire afin de contrôler la qualité de l'eau et de s'assurer du respect des normes fixées au regard de la DCE. La mise en place de programmes de surveillance est obligatoire afin d'évaluer et de suivre l'état écologique et l'état chimique des masses d'eau. La surveillance des différents milieux aquatiques nécessite une stratégie d'échantillonnage permettant d'obtenir un échantillon représentatif du milieu. Les techniques d'échantillonnage traditionnelles utilisées lors des campagnes de surveillance sont basées sur des prélèvements ponctuels d'eau. Cependant, afin d'avoir une concentration représentative du niveau réel de la pollution du milieu aquatique, les prélèvements ponctuels doivent être effectués avec un pas de temps

- 2 -

réduit afin d'établir un profil plus précis de l'évolution de l'état de la contamination. Cela nécessite une logistique assez coûteuse avec d'importants volumes d'eau à traiter et un investissement de temps non négligeable.

Afin de répondre aux nouvelles exigences de la surveillance des milieux aquatiques et afin de mieux caractériser les variations spatio-temporelles de la pollution dans les différents compartiments aquatiques, une méthode alternative d'échantillonnage basée sur l'utilisation des échantillonneurs passifs est proposée. Depuis les 20 dernières années, les échantillonneurs passifs sont de plus en plus utilisés pour le suivi de différents polluants (organiques ou inorganiques, polaires ou apolaires) dans les milieux aquatiques. Cette méthode d’échantillonnage est basée sur l'utilisation de dispositifs capables de concentrer in situ les polluants présents dans la phase dissoute du milieu aquatique. L'utilisation de ces outils présente plusieurs avantages : ils sont faciles à manipuler sur le terrain et ne consomment pas d'énergie, leur conditionnement et traitement sont plus simples que pour les échantillons d’eau.

La grande capacité d'accumulation de ces dispositifs permet d’augmenter la sensibilité de l'analyse et d'atteindre des limites de détection relativement basses. Cette capacité d'accumulation permet ainsi de mettre en évidence la présence de composés parfois indétectables via des méthodes d'échantillonnage classiques, notamment des produits de dégradation.

L'avantage principal de ces dispositifs est qu'ils permettent un échantillonnage intégré dans le temps, donnant ainsi accès à la concentration moyenne du polluant en phase dissoute durant la période d'échantillonnage (CTWA : Time Weighted Average Concentration). Ceci permet d’obtenir une image plus

représentative du niveau moyen de contamination du milieu aquatique.

Il existe une grande variété d'échantillonneurs passifs actuellement disponibles permettant l'analyse de polluants organiques très variés. Les propriétés des échantillonneurs doivent répondre à des spécificités inhérentes au milieu d'échantillonnage et aux propriétés physico-chimiques et notamment les propriétés d’hydrophobicité des polluants cibles.

Les échantillonneurs passifs applicables à l’échantillonnage de composés organiques sont nombreux, le plus adapté à l'échantillonnage des organoétains est le dispositif Chemcatcher® puisque les disques utilisés dans ce dispositif permettent de couvrir une large gamme de log KOW. La détermination

de CTWA avec les échantillonneurs passifs requiert au préalable une expérimentation en laboratoire ou in

situ afin de calibrer l’échantillonneur passif pour déterminer les taux d’échantillonnage (Rs) pour chaque composé cible dans le milieu aquatique.

- 3 -

Il existe une grande disparité entre les techniques de calibration répertoriées dans la littérature. En effet, ces techniques diffèrent entre elles au niveau de l’exposition des échantillonneurs passifs mais aussi au niveau des conditions d'exposition (type d'eau, température, niveau de turbulences).

Afin d'augmenter la spécificité des échantillonneurs passifs vis-à-vis des organoétains, une nouvelle phase réceptrice dans l’échantillonneur passif peut être envisageable. En effet, certaines phases spécifiques telles que les polymères à empreinte moléculaire ont déjà été utilisées pour l’échantillonnage passif et ouvre de nouvelles perspectives.

Le polymère à empreinte moléculaire (MIP) est une phase solide composée de chaînes polymériques ramifiées disposant de sites de reconnaissance spécifiques vis-à-vis de la molécule cible. Ce polymère est synthétisé en présence de la molécule cible (molécule modèle ou « template » en anglais) qui est ensuite éliminée après la synthèse laissant ainsi disponibles des sites de reconnaissance spécifiques à cette molécule. Une fois immergé dans le milieu aquatique à échantillonner, le polymère à empreinte moléculaire sera capable d'accumuler spécifiquement la molécule cible.

Il existe différentes synthèses de polymère à empreintes moléculaires (en masse, en suspension, en précipitation, en mini-émulsion etc.) et présentent chacune des avantages et des inconvénients tant au niveau de la synthèse que de l'utilisation ultérieure du polymère. En effet, certaines synthèses telles que la polymérisation en masse sont plus simples à mettre en œuvre et selon la synthèse choisie, le MIP possèdera une forme et une taille plus ou moins contrôlée.

Le choix des réactifs (molécule « template », monomère, agent réticulant, solvant et initiateur) et les proportions utilisées impactent le taux de réticulation du polymère et le nombre de sites actifs formés. Ces paramètres sont importants pour optimiser l’accumulation des composés dans le milieu environnemental par la suite.

Dans ce contexte, les objectifs de la thèse sont multiples :

1. Evaluer en laboratoire la capacité du dispositif Chemcatcher® à accumuler et à échantillonner les organoétains, étudier l’impact des conditions de calibration sur les taux d’échantillonnage.

2. Proposer un nouveau dispositif d’échantillonnage passif spécifique aux zones portuaires ou marines (ePSOM : Passive Sampling Organotin Marina) et évaluer sa capacité d’échantillonnage des organoétains

3. Réaliser des applications environnementales de ces dispositifs pour le suivi de la concentration en organoétains en condition réelle dans une zone portuaire

4. Synthétiser et tester la capacité de rétention des organoétains par un polymère à empreinte moléculaire spécifique aux organoétains.

- 4 -

Le présent manuscrit s’articulera en trois grandes parties :

Une première partie faisant l’objet d’un état de l’art sur la problématique des organoétains, les échantillonneurs passifs et le développement des polymères à empreinte moléculaire,

Une deuxième partie présentant les différentes expériences réalisées et les conditions opératoires ainsi que les protocoles analytiques,

- 5 -

Partie 1 :

- 7 -

Partie 1 - Etat de l’art, contexte de l’étude

I.

Les organoétains

I.1. Structure

Les organoétains ou composés organostanniques sont des composés organiques présentant un atome d’étain associé par liaison covalente à un ou plusieurs groupements organiques et à un ligand de nature organique ou inorganique (tels que chlorure, fluorure, phosphate, oxyde, hydroxyde, carboxylate, thiolate, méthacrylate, linoléate, benzoate…)[1]. Les groupements organiques peuvent être de nature aliphatique comme du méthyl, éthyl, butyl, propyl… ou bien de nature aromatique tel que le phényl. Par exemple, sont présenté sur la Figure 1 le monobutylétain (MBT), le dibutylétain (DBT) et le tributylétain (TBT) tous trois constitués d’un atome d’étain et de groupements butyl. Les caractéristiques physiques et chimiques des organoétains sont déterminées par leur degré de substitution et par le type de ligand associé. Le type de groupement organique et leur nature (aliphatique, aromatique, hydrophile, lipophile...) est le facteur principal influençant sur la toxicité des composés [2]. Les organoétains sont donc structurés de la manière suivante :

RpSnX(4-p)

avec p = 1 à 4 correspondant au nombre de groupements organiques R reliés à l’atome d’étain et X les contre-ions (anions) occupant les liaisons libres de l’atome d’étain (-Cl, -NO3, -Br, -OH, -SH, -OSnR3,

-OR).

Figure 1 : Structures moléculaires des butylétains (MBT, DBT, TBT)

Ces composés ont été découverts au cours du XVIIIème siècle lors de la synthèse de l’acide stannique citée par Lavoisier [3]. Le premier organoétain synthétisé en tant que tel fut le diiodure de diéthylétain par Edward Frankland en 1853 [1]. Mis à part les méthylstannanes, organoétains biosynthétiques, tous les organoétains sont d’origine anthropogénique.

La structure des organoétains et la réactivité associée à leur structure et aux contre-ions associés ont fait des organoétains des molécules d’intérêt dans de nombreux domaines d’application.

- 8 - I.2. Utilisation

Il existe aujourd’hui plus de 800 composés organostanniques ayant des utilisations diverses [4]. A partir du XXème siècle, ces composés ont été utilisés de façon intensive de l’ordre de 50000t/an (Figure 2). Leur production a débuté notamment suite à la découverte du caractère stabilisant des di-organoétains. Ainsi, les organoétains sont utilisés dans des chaînes de production de plastiques en tant que stabilisateur, notamment pour éviter la dégradation du PVC par la lumière et la température [1, 4, 5], dans l’aviation comme stabilisateur de lubrifiant et dans la chimie de synthèse en tant que catalyseur ou précurseur chimique. Ils sont aussi utilisés dans la production de bois ou dans l’agriculture en tant que pesticides pour la protection des récoltes grâce au caractère biocide des tri-organoétains découverts en 1954 par une équipe néerlandaise [6] (insecticides, fongicides, herbicides et acaricides). Enfin, les organoétains sont largement utilisés dans les peintures antisalissure appliquées sur les coques de bateau aussi appelées peintures « antifouling » [1, 4, 5, 7]. La Figure 2 illustre les principales utilisations des organoétains.

Figure 2 : Principales utilisations des composés organostanniques (pourcentage de la production totale annuelle)[8](Donnée citées depuis EVISA 2009)

Les organoétains peuvent par conséquent se retrouver dans l’environnement et en particulier dans les milieux aquatiques. Ils ont, en effet, une affinité particulière pour les matrices solides (sédiments et particules en suspension) du fait de leur coefficient de partition octanol/eau (log Kow) et des interactions

électrostatiques intervenant avec les charges de surface [7, 9]. Le Tableau 1récapitule les valeurs de log Kow d’organoétains chlorés. Ce paramètre détermine le caractère hydrophile ou hydrophobe d’un

composé. Un log Kow inférieur à 3 signifie que le composé est hydrophile et sera retrouvé

préférentiellement en phase dissoute. Plus le log Kow augmente, plus le composé est hydrophobe et donc

moins soluble dans l’eau. Ces composés auront donc une forte affinité pour les phases solides telles que les polymères, particules, sédiments ou matières organiques dans l’environnement.

- 9 -

Tableau 1 : Valeurs de log Kow pour quelques organoétains [10]

Composé Trichlorure de Monobutylétain Dichlorure de Dibutylétain Chlorure de Tributylétain log Kow 0.18 1.89 3.2 – 3.8 (INERIS) 3.1-4.1 (European Commission, 2005) 3.90–4.90 [11]

La Figure 3 illustre le transfert des organoétains dans les différents compartiments environnementaux. Il s’avère que les composés organostanniques contenus dans les sédiments peuvent diffuser vers la colonne d’eau lors de remises en suspension ou par oxydation de la matière organique des sédiments et être ainsi de nouveau biodisponibles [9, 12-16]. Certaines études ont également montré que les organoétains pouvaient être transférés dans l’atmosphère par échange à l’interface eau-air en surface de milieux contaminés [12]. D’autre part, les organoétains contenus dans les peintures antifouling ou dans les effluents urbains et industriels peuvent être « relargués » dans le milieu naturel. Ces composés peuvent se disperser ensuite par adsorption sur les particules ou par absorption dans les tissus des organismes vivants. Dans le cas de l’absorption dans les tissus organiques, les composés organostanniques sont bioaccumulés le long de la chaîne trophique pouvant causer, à terme, des problèmes de contamination pour l’homme. Dans le cas de l’adsorption, les organoétains sédimentent avec les particules dans lesquelles ils peuvent rester stables. Cependant, la désorption est possible lors de la sédimentation ou encore une remobilisation depuis les sédiments peut être observée. Les organoétains ainsi biodisponibles peuvent de nouveau être accumulés par les organismes vivants.

Figure 3 : Représentation schématique des principales sources et transferts des composés organostanniques dans l'environnement [4].

I.3. Risques et Réglementation

Jusqu’aux années 1970, leurs utilisations se sont diversifiées sans aucune réglementation. En 1978, la CEC (Commission of the European Communities) émet la première mise en garde sur les effets néfastes potentiels des organoétains sur les milieux aquatiques (CEC 1978) [17]. Des études réalisées sur la toxicité

- 10 -

des organoétains ont montré que des effets à long terme peuvent être observés pour des concentrations de l’ordre de 1 ng.L-1 _{de TBT (tributylétain) [18]. Se pose, d’autre part, le problème d’imposex :}

masculinisation des femelles de certains gastéropodes marins. Les organismes exposés peuvent mettre certaines espèces en péril faute de reproduction possible. Un lien entre l’imposex et la présence de composés organostanniques a été mis en évidence dans les années 1980 par des essais en laboratoires et confirmés en 1991 par Gibbs et Bryan [18-22]. D’autres effets néfastes des composés organostanniques ont été mis en évidence sur de nombreux organismes aquatiques comme les bactéries, les crustacés, les poissons et bien d’autres [1, 8]. Des altérations de certains processus biologiques tels que la respiration, la croissance, la reproduction ont été constatées. De par leur nature hydrophobe, les composés organostanniques peuvent s’accumuler dans les tissus des organismes exposés tels que des poissons, contaminant ainsi la chaîne alimentaire [23].

L’homme se retrouve donc exposé aux composés organostanniques par ingestion de nourriture contaminée ainsi que par l’utilisation de matériaux conçus via un process industriel faisant intervenir un ou plusieurs organoétains. En effet, de nombreux produits contiennent des traces d’organoétains tels que le papier peint, les textiles, les joints en silicone, les jouets, certains outils médicaux comme les tubes ou les sacs en silicone Ils peuvent également se retrouver dans certains produits alimentaires comme les pommes de terre, les légumes, les fruits, le lait ou la viande [8, 24-26]. Des effets toxiques ont ainsi été constatés sur l’homme ou sur des organismes tests tels que les rats. Parmi ces effets potentiels, ont été observés des dérèglements du système reproductif chez l’homme, des problèmes cardiaques, des effets neurotoxiques suspectés ainsi que de probables effets endocriniens participant potentiellement au développement de l’obésité [1, 8, 27].

Pour toutes ces raisons, une règlementation stricte a été mise en place. Tout d’abord, une restriction d’utilisation des peintures antifouling à base d’organoétains a été mise en place en France en 1982 pour les bateaux de moins de 25m. Puis, la même réglementation a été instaurée au Royaume-Uni en 1986 mais étendue aussi aux exploitations marines [1].

En 1999, l’US EPA (US Environmental Protection Agency) ainsi que la commission européenne ont recommandé une concentration maximum de 10 ng.L-1 de tributylétain dans l’eau de mer et de 63 ng.L-1 dans l’eau douce afin d’éviter des effets toxiques chroniques sur les organismes pouvant survenir dès 7,4 ng.L-1 de TBT ionique et des effets toxiques immédiats à 420 ng.L-1 [28, 29].

Enfin en 2001, la MEPC (Marine Environment protection Committee of the International Maritime Organisation) a adopté la « Convention internationale sur le contrôle des systèmes antisalissures nuisibles sur les navires » lors d’une conférence organisée par l’Organisation Maritime Internationale. Lors de cette convention, il a été décidé d’interdire l’utilisation d’organoétains dans les peintures antifouling et de mieux contrôler les composés utilisés dans ces peintures pour éviter de nouveaux

- 11 -

problèmes de pollution liés à ce type de traitement de surface. Cependant, ce n’est que le 17 septembre 2008 que cette convention est entrée en vigueur lors de sa ratification par le Luxembourg, 25ème pays membre [1, 30].

Néanmoins, la ratification de cette convention ne permet pas de contrôler la production et l’utilisation d’organoétains par les pays non-membres.

Plus globalement, l’utilisation d’organoétains est contrôlée et limitée par plusieurs directives et convention telles que la convention de Rotterdam et les directives sur la sécurité des jouets (2009/48/EC) et (2009/425/EC). L’interdiction d’utiliser des composés organostanniques comme biocide dans les peintures antifouling est mise en place par la directive 2002/62/EC, et la décision 2455/201/EC place le TBT et ses produits de dégradation dans la liste des polluants prioritaires. D’autre part, les organoétains sont listés dans le Règlement REACH, qui recense, évalue et autorise l’utilisation de produits et qui vise une meilleure connaissance des effets des substances chimiques sur la santé humaine et sur l’environnement.

Enfin, la directive 2008/105/CE du parlement et du conseil du 16 décembre 2008 établit des Normes de Qualité Environnementale (NQE) dans le domaine de l'eau, modifiant et abrogeant les directives du Conseil 82/176/CEE, 83/513/CEE, 84/156/CEE, 84/491/CEE, 86/280/CEE et modifiant la directive 2000/60/CE. En vue d'obtenir un bon état chimique des eaux de surface et marine, cette directive établit des normes de qualité environnementale (NQE) pour les substances prioritaires et certains autres polluants, dont les composés du tributylétain (tributylétain cation) NQE-MA (moyenne annuelle) 0,2 ngSn.L-1 et NQE-CMA (concentration maximale admissible) 1,5 ngSn.L-1.

Ces réglementations permettent de limiter la diffusion d’organoétains dans le milieu environnemental. Cependant, ces composés sont considérés comme des polluants organiques persistants car ils peuvent subsister plusieurs années dans l’environnement selon les matrices considérées. En effet, en fonction des conditions (oxygénation, mélange…), le tributylétain présente des temps de demi-vie variables dans les sédiments allant de plusieurs semaines à plusieurs années [31]. La spéciation des organoétains retrouvés dans l’environnement dépend du milieu, surtout du pH et de la salinité. Par exemple, dans l’eau de mer, possédant un pH d’environ 8, les espèces du TBT les plus retrouvées sont des hydroxydes de tributylétain et des carbonates de tributylétain [4, 13, 32]. Le Tableau 2 présente différentes gammes de concentrations mesurées dans le milieu environnemental et dans les matrices biologiques.

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Tableau 2 : Concentrations en organoétains dans l'eau (ngSn.L-1_{), les sédiments marins et les tissus biologiques (ngSn.g}-1_{) en Amérique,}

en Asie et en Europe. Concentrations Références MBT DBT TBT Eau de mer (ngSn.L-1) Amérique 0-460 0-270 0-500 [33] Asie 0-23 0-22 0-27 [34, 35] Europe 0-51 0-159 0-196 [29, 36, 37] Sédiments marins (ngSn.g-1₎ Amérique 0-320 0-350 0-14 000 [38] Asie 0-3 300 0-3 400 0-16 816 [35, 39-43] Europe 0-1 131 0- 3 519 0-5 480 [44-48] Tissus organiques (ngSn.g-1) Amérique 0-708 0-1 062 0-1 198 [33] Asie 0-2 860 0-699 0-1 610 [34, 35, 39, 42, 49] Europe 0-605 0-441 0-789 [47, 48, 50-52]

La concentration présente dans l’eau est bien plus faible que celle retrouvée dans les sédiments et les matrices biologiques où elles peuvent parfois atteindre des teneurs importantes, de l’ordre du µg par kilogramme, équivalent au µg par litre. Les sédiments portuaires sont les plus contaminés, notamment à cause des composés organostanniques contenus dans les peintures de bateaux. Des études récentes sur les ports de méditerranée (Cagliari (Sardaigne), El Kantaoui (Tunisie) et Olhao (Portugal)) ont montré la présence de MBT, DBT et TBT dans les sédiments respectivement de 4 à 44 ng.g-1 pour le MBT, de 2 à 80 ng.g-1 pour le DBT et de 3 à 75 ng.g-1 pour le TBT [53]. Une étude dans le port de Port Camargue (Sud-est de la France) a montré la présence d’organoétains dans les sédiments des marinas d’environ 20 - 100 ngSn.g-1 de MBT, 10 - 100 ngSn.g-1 de DBT et 4-120 ngSn.g-1 de TBT. Les concentrations dans les zones techniques où sont retirés et mis à l’eau les bateaux pour les entretiens sont d’environ 235 - 5 066 ngSn.g-1 de MBT, 308 -10 738 ngSn.g-1 de DBT et 655 – 16 514 ngSn.g-1 de TBT dans les sédiments [54]. Des études ont également porté sur les eaux douces et des concentrations variant de 1 à 12 ngSn.L-1 pour le MBT, 0,1 à 3 ngSn.L-1 pour le DBT et 0,1 à 4,4 ngSn.L-1 pour le TBT ont été observées sur la Vène en France [55]. D’autres mesures en eau douce, en rivière notamment ont été réalisées lors d’une campagne nationale au Portugal et montrent des concentrations variant de 0 à 30 ngSn.L-1 environ pour les trois composés [47].

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I.4. Analyses des organoétains dans les matrices environnementales

Afin de respecter ces réglementations et les normes de qualité environnementale, des suivis de la concentration en organoétains dans l’environnement sont nécessaires. Différentes solutions sont actuellement disponibles pour effectuer cette surveillance tant au niveau échantillonnage qu’analytique.

I.4.1. Extractions/dérivation/pré-concentration

I.4.1.1. Extraction des phases solides

L’extraction des composés organostanniques présents dans les matrices solides telles que les sédiments, les boues, les matières en suspension ou la biomasse, peut être délicate en raison de leurs liaisons fortes avec les ligands et de leur polarité [5]. Différents types d’extractions sont possibles telles que la lixiviation en milieu polaire acide (par exemple méthanol : acide acétique) [56, 57] ou par lessivage en milieu acide (par exemple avec de l’acide acétique ou chlorhydrique) [58]. L’extraction spécifique du TBT peut nécessiter l’utilisation de solvants plus apolaires (tels que le dichlorométhane, le n-hexane, le pentane ou le tétrahydrofurane [59, 60])car le TBT a un caractère plus lipophile que le MBT et le DBT qui peuvent être extraits simplement par une solution d’acide suivie d’un solvant non polaire (comportement similaire aux éléments trace métallique) [58]. Le but de cette extraction est de transférer les composés en phase liquide afin d’être, par la suite, dérivés puis préconcentrés avant l’analyse.

I.4.1.2. Dérivation

La dérivation des organoétains est une étape importante lors des analyses par chromatographie en phase gazeuse. Cette étape est généralement réalisée en parallèle de la pré-concentration de l’échantillon liquide (ou extrait de phase solide). La plus répandue est l’alkylation à l’aide d’alkylborates [61] et le réactif le plus utilisé est le tétraéthylborate (NaBEt4) car il permet une dérivation directement en milieu

aqueux ainsi que la dérivation des phénylétains [62]. La dérivation est menée dans un milieu tamponné à un pH régulé entre 4 et 6 afin de permettre la substitution nucléophile des cations par les groupements éthyles et ainsi obtenir les dérivés éthylés des organoétains. Le réactif est préparé dans de l’eau déionisée à hauteur de 1 à 5% en masse et doit être utilisé rapidement car il possède une durée de vie extrêmement courte (3 à 4 jours si stocké à 4°C) [61]. De plus, cet agent de dérivation peut être utilisé pour une extraction et une dérivation simultanée (par exemple une extraction liquide-liquide avec une dérivation des composés organostanniques en parallèle) [63].

I.4.1.3. Pré-concentration

Pour l’analyse de ces composés il est parfois nécessaire d’effectuer une pré-concentration. Il existe différentes méthodes de concentration telles que les extractions liquide-liquide (LLE), afin de concentrer les échantillons dans un plus petit volume de solvant ou les extractions solide-liquide (SLE), afin de retenir les composés sur une phase solide qui sont ensuite remis en phase liquide avec un plus petit volume de solvant (élution). Cependant, les méthodes LLE peuvent parfois consommer énormément de solvants et

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nécessitent de gros volumes d’échantillons afin d’atteindre les limites de détection des appareils analytiques. Ces dernières peuvent être remplacées par des techniques moins consommatrices de solvants telles que les extractions sur phase solide (SPE) qui offrent une plus grande diversité d’extractions ainsi qu’un facteur de pré-concentration plus important [64]. C’est pourquoi, dans l’optique de simplifier les analyses (gain de temps, d’argent et réduction des effets de matrice), des méthodes de couplage extraction SPE et chromatographie soit en ligne soit hors ligne [65] sont actuellement privilégiées. Les méthodes couplées hors-ligne ont également été testées avec des polymères à empreintes moléculaires (MIP) afin d’extraire spécifiquement les composés ciblés [66, 67]. Enfin, des techniques de micro-extraction sur phase solide (SPME) et en phase liquide (LPME) sont mises en place par une immersion directe dans l’échantillon (DI-SPME) ou dans l’espace de tête (HS-SPME) puisque ces techniques permettent d’éviter l’utilisation de solvants et offrent une sensibilité intéressante (limites de détections des organoétains améliorées par exemple jusqu’à 0,025 ngSn.L-1_{). Ces techniques font intervenir une fibre en}

polydimethylsiloxane (PDMS). Il est cependant intéressant d’utiliser une extraction dans l’espace de tête, quand cela est possible, car elle permet d’éviter certains effets de matrice indésirables [68, 69].

I.4.2. Analyse chromatographique en phase gazeuse

La chromatographie en phase gazeuse est la technique séparative la plus utilisée pour l’analyse des organoétains en raison de son grand pouvoir de résolution et de la grande gamme de détecteur utilisables pour la détection des organoétains [61]. Les techniques actuelles permettent de séparer des composés avec différentes tailles de groupements organiques liés à l’atome d’étain (butyl, phényl, propyl, methyl, octyl) en une seule analyse [70]. Des colonnes apolaires sont utilisées (phase stationnaire composée de 5% de phényl-methylpolysiloxane), et mesurent généralement entre 25 et 30m avec un diamètre de 0,25mm. L’épaisseur de la phase stationnaire dans la colonne varie généralement entre 0,1 et 0,3 µm [71]. Les injections peuvent être réalisées en mode splitless (volume compris entre 1 et 5 µL et une température d’injecteur comprise entre 250 et 280°C) et avec des cycles de chauffage du four du chromatographe compris entre 40 et 280°C. Le mode « on-column » utilisant de plus grands volumes d’injection (10 à 100 µL) permet d’améliorer les limites de détection mais peut également provoquer une perte des composés tels que le MBT ou le TPrT [72].

Afin de détecter au mieux les composés organostanniques, la chromatographie est couplée à une méthode de détection spécifique telles que la spectrométrie de masse à plasma induit (ICP-MS), la photométrie de flamme pulsée (PFPD) ou encore la spectrométrie d’émission atomique du plasma induit à haute fréquence (MIP-AED)[61]. Ces différentes méthodes de détection permettent d’atteindre des limites de détection proches du picogramme par litre. Cependant le couplage de ces appareils présente quelques difficultés de stabilité, de transfert entre ces différents appareils. La sensibilité du couplage chromatographie en phase gazeuse et de la spectrométrie de masse à plasma induit (GC-ICP-MS) peut être améliorée en utilisant un mélange d’oxygène, azote et d’argon pour alimenter le plasma afin