MON 11
M odes o pératoires
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G lycérol et p ropylèNeGlycol des e-l iquides
Unite Lutte antitabac (Initiative pour un monde sans tabac)
Reseau de laboratoires du tabac (TobLabNet)
Méthode officielle
MON 11
Modes opératoires normalisés pour déterminer la teneur en nicotine, glycérol
et propylèneglycol des e-liquides
Modes opératoires normalisés pour déterminer la teneur en nicotine, glycérol et propylèneglycol des e-liquides.
TobLabNet de l’OMS, méthode officielle, MON 11 [Standard operating procedure for determination of nicotine, glycerol and propylene glycol in e-liquids. WHO TobLabNet Official Method SOP11]
ISBN 978-92-4-004210-0 (version électronique) ISBN 978-92-4-004211-7 (version imprimée)
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Citation suggérée. Modes opératoires normalisés pour déterminer la teneur en nicotine, glycérol et propylèneglycol des e-liquides. TobLabNet de l’OMS, méthode officielle, MON 11 [Standard operating procedure for determination of nicotine, glycerol and propylene glycol in e-liquids. WHO TobLabNet Official Method SOP11]. Genève,
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Nº : MON 11 Date : 31 mars 2021
Organisation mondiale de la Santé Réseau de laboratoires du tabac
Modes opératoires normalisés
Détermination de la teneur en nicotine, glycérol et propylèneglycol des e-liquides
Méthode : Détermination de la teneur en nicotine, glycérol et propylèneglycol des e-liquides
Analytes : Nicotine (3-[(2S)-1-méthylpyrrolidin-2-yl]pyridine) (N° CAS 54-11-5)
Glycérol (propane-1,2,3-triol) (N° CAS 56-81-5) Propylèneglycol (propane-1,2-diol) (N° CAS 57-55-6) Matrice : e-liquide
Derniére mise à jour : mars 2021
Nº : MON 11 Date : 31 mars 2021 AVANT-PROPOS
Le présent document, élaboré par des membres du Réseau de laboratoires du tabac (TobLabNet) de l’Organisation mondiale de la Santé (OMS), en collaboration avec les laboratoires participant à l’action conjointe européenne pour la lutte antitabac (JATC), présente des modes opératoires normalisés pour une méthode analytique de mesure de la teneur en nicotine, en glycérol et en propylèneglycol des e-liquides.
INTRODUCTION
Pour garantir la comparabilité des résultats d’analyse des e-liquides au niveau mondial, il est nécessaire d’établir des méthodes communes pour mesurer le contenu spécifique des e-liquides. La Conférence des Parties à la Convention-cadre de l’OMS pour la lutte antitabac, à sa sixième session (Moscou, Fédération de Russie, 13–18 octobre 2014), a prié le Secrétariat de la Convention d’inviter l’OMS à : a) établir un rapport d’experts sur les inhalateurs électroniques contenant ou non de la nicotine pour la septième session de la Conférence des Parties, en présentant les toutes dernières données concernant leurs effets sur la santé, leur rôle éventuel dans le sevrage tabagique et leur impact sur les mesures de lutte antitabac ; b) évaluer ensuite les options politiques pour atteindre les objectifs indiqués au paragraphe 2 de la décision FCTC/COP6(9) ; et c) examiner les méthodes d’analyse de la composition et des émissions de ces produits.1
La concentration en nicotine étant soumise à des limites dans certaines parties du monde (par exemple, concentration maximale de 20 mg/ml de nicotine dans les e-liquides dans l’Union européenne), la nicotine est considérée comme un composant prioritaire à mesurer dans les e-liquides. Étant donné que le glycérol et le propylèneglycol entrent généralement dans la composition des e-liquides et peuvent être mesurés en même temps que la nicotine, ces composants sont inclus dans les présents modes opératoires normalisés.
Ces modes opératoires normalisés, basés sur la norme ISO 20714 [2.1], décrivent la procédure à suivre pour déterminer la teneur en nicotine, en glycérol et en propylèneglycol des e-liquides.
1. CHAMP D’APPLICATION
Cette méthode peut être employée pour la détermination quantitative de la teneur en nicotine, glycérol et propylèneglycol des e-liquides par chromatographie en phase gazeuse (CPG). Elle s’applique aux plages de concentration suivantes : 1 mg/ml à 30 mg/ml pour la nicotine, 200 mg/ml à 1000 mg/ml pour le propylèneglycol, et 200 mg/ml à 1000 mg/ml pour le glycérol.
1 Décision FCTC/COP6(9).
2. RÉFÉRENCES
2.1 ISO 20714 (fr). E-liquide — Détermination de la teneur en nicotine, propylène glycol et glycérol dans les liquides utilisés avec les systèmes électroniques de délivrance de nicotine — Méthode par chromatographie en phase gazeuse (ISO 20714:2019, IDT).
2.2 ISO 13276 : Tabac et produits du tabac — Détermination de la pureté de la nicotine — Méthode gravimétrique à l’acide tungstosilicique.
2.3 ISO 5725-2 : Exactitude (justesse et fidélité) des résultats et méthodes de mesure — Partie 2 : Méthode de base pour la détermination de la répétabilité et de la reproductibilité d’une méthode de mesure normalisée.
2.4 World Health Organization. Standard operating procedure for validation of analytical methods of tobacco product contents and emissions. Geneva, Tobacco Laboratory Network, 2017 (WHO TobLabNet SOP 02) (https://
www.who.int/tobacco/publications/prod_regulation/standard-operation- validation-02/en/, consulté le 10 décembre 2020).
2.5 United Nations Office on Drugs and Crime. Guidelines on representative drug sampling. Vienna, Laboratory and Scientific Section, 2009 (http://www.unodc.
org/documents/scientific/Drug_Sampling.pdf, consulté le 10 décembre 2020).
3. TERMES ET DÉFINITIONS
3.1 Teneur en nicotine : quantité totale de nicotine dans l’e-liquide, exprimée en milligramme (mg) par millilitre (ml).
3.2 E-liquide : liquide ou gel, pouvant contenir ou non de la nicotine, destiné à être transformé en aérosol puis inhalé à l’aide d’un inhalateur électronique.
3.3 Inhalateur électronique de nicotine/inhalateur électronique ne contenant pas de nicotine : dispositif utilisé pour transformer un e-liquide en aérosol destiné à l’inhalation.
3.4 Échantillon de laboratoire : échantillon destiné à être analysé en laboratoire, constitué d’un seul type de produit livré au laboratoire en une seule fois ou au cours d’une période déterminée.
3.5 Échantillon d’essai : produit à analyser, prélevé de manière aléatoire à partir de l’échantillon de laboratoire. Le nombre de produits prélevés doit être représentatif de l’échantillon de laboratoire.
3.6 Prise d’essai : partie de l’échantillon d’essai, prélevée de manière aléatoire, qui sera utilisée pour une mesure unique. Le nombre de produits prélevés doit être représentatif de l’échantillon d’essai.
3.7 Cartouches d’e-liquide préremplies : contenants préremplis d’e-liquide qui sont fixés ou peuvent être fixés directement sur un inhalateur électronique de nicotine.
4. RÉSUMÉ DE LA MÉTHODE
4.1 Après avoir été porté à température ambiante, l’e-liquide est homogénéisé.
4.2 L’e-liquide est dilué à l’aide d’un diluant constitué de propan-2-ol [7.6] et d’étalons internes [7.7] [7.8].
4.3 Une courbe est tracée, représentant le rapport entre les aires des pics des analytes (nicotine, glycérol, propylèneglycol) et celles des étalons internes correspondants, obtenues par mesure de solutions étalons de concentrations connues, en fonction de la concentration en analytes. Les courbes d’étalonnage utilisées pour déterminer la teneur en analytes de chaque prise d’essai sont établies par régression linéaire.
5. PRÉCAUTIONS DE SÉCURITÉ ET DE PROTECTION DE L’ENVIRONNEMENT 5.1 Suivre les précautions habituelles de sécurité et de protection de
l’environnement applicables à toutes les activités chimiques en laboratoire.
5.2 L’analyse et l’évaluation de certains produits à l’aide de cette méthode peut nécessiter l’emploi de matériaux ou d’équipements susceptibles d’être dangereux ou nocifs pour l’environnement ; le présent document n’a pas pour objet d’aborder toutes les questions de sécurité associées à l’utilisation de cette méthode. Il incombe à toutes les personnes qui utilisent cette méthode de consulter les autorités compétentes et de mettre en place de bonnes pratiques en matière de santé, de sécurité, et de protection de l’environnement, ainsi que de respecter les exigences réglementaires en vigueur avant d’employer cette méthode.
5.3 Des précautions particulières doivent être prises pour éviter l’inhalation ou l’exposition cutanée à des produits chimiques dangereux. Il convient d’utiliser une hotte chimique et de porter une blouse de laboratoire adaptée, des gants et des lunettes de sécurité lors de la préparation et de la manipulation des produits non dilués, des solutions étalons, des solutions de dilution ou des échantillons prélevés.
6. APPAREILLAGE ET ÉQUIPEMENT
Matériel courant de laboratoire, en particulier :
6.1 Pipette à déplacement positif, adaptée au pipetage répétitif de 100 µl (par exemple, Brand HandyStep Electronic ou Eppendorf Repeater stream).
6.2 Pipette à déplacement positif, adaptée au pipetage répétitif de 9,9 ml (par exemple, Brand HandyStep Electronic ou Eppendorf Repeater stream).
6.3 Flacons à échantillons transparents à fond plat de 20 ml ou autres fioles adaptées.
6.4 Agitateur rotatif 3D configuré pour maintenir les flacons en position (par exemple,
6.5 Agitateur vortex.
6.6 Chromatographe en phase gazeuse équipé d’un détecteur à ionisation de flamme (GC-FID).
6.7 Colonne capillaire pour CPG permettant une séparation claire des pics du solvant, de l’étalon interne, de la nicotine et des autres composants (par exemple, Agilent DB-ALC1 (30 m x 0,32 mm, 1,8 μm)).
6.8 Dans le cas de cartouches d’e-liquide préremplies : tubes de centrifugation munis d’un bouchon à vis, conçus pour une vitesse de rotation d’au moins 1500 tr/min (force centrifuge relative (RCF) ≈ 315) et capables de contenir différents types de cartouches préremplies d’e-liquide.
7. RÉACTIFS ET FOURNITURES
Sauf indication contraire, tous les réactifs doivent être de qualité analytique au minimum. Dans la mesure du possible, les réactifs sont identifiés à l’aide de leur numéro de registre CAS (Chemical Abstracts Service).
7.1 Gaz vecteur : hélium [n° CAS : 7440-59-7] de grande pureté (>99,999 %).
7.2 Gaz auxiliaires : air et hydrogène [n° de CAS : 1333-74-0] de grande pureté (>99,999 %) pour le détecteur à ionisation de flamme.
7.3 Nicotine ((S)-3-[1-méthylpyrrolidin-2-yl]pyridine) ; –(–)Nicotine [n° de CAS : 54-11-5] de pureté connue d’au moins 98 %. On peut utiliser du salicylate de nicotine [29790-52-1] de pureté connue d’au moins 98 %.
7.4 Glycérol (propane-1,2,3-triol) [n° de CAS : 56-81-5] de pureté connue d’au moins 98 %.
7.5 Propylèneglycol (propane-1,2-diol) [n° de CAS : 57-55-6] de pureté connue d’au moins 98 %.
7.6 Propan-2-ol [n° de CAS : 67-63-0], avec une teneur en eau maximale de 1,0 g/l.
7.7 Étalon interne pour les analyses par CPG : Détermination de la teneur en nicotine :
n-heptadécane (pureté >98 % en fraction massique) [n° de CAS : 629-78-7].
Quinaldine (pureté >98 % en fraction massique) [n° de CAS : 91-63-4], ou autres substances appropriées.
7.8 Étalon interne pour le glycérol et le propylèneglycol : 1,3-butanediol, (pureté
>99 % en fraction massique) [n° de CAS : 107-88-0].
8. PRÉPARATION DE LA VERRERIE
Laver et sécher la verrerie de sorte à éviter toute contamination.
9. PRÉPARATION DES SOLUTIONS 9.1 Solution de dilution
La solution de dilution est constituée de propan-2-ol [7.6] contenant les étalons internes en concentration appropriée (0,5 ml/l de n-heptadécane/2 ml/l de 1,3-butanediol).
À l’aide d’une pipette, transférer 0,5 ml de n-heptadécane [7.7] et 2,0 ml de 1,3-butanediol [7.8] dans une fiole jaugée de 1 litre (1 l). Diluer jusqu’au trait de jauge (1 litre) avec du propan-2-ol [7.6], bien mélanger et transférer la solution dans un récipient de stockage doté des éléments nécessaires pour éviter toute contamination.
Remarque : la concentration et/ou le type d’étalon interne peuvent être ajustés, tout en tenant compte des effets potentiels des étalons internes sur la sensibilité, la sélectivité et les plages de linéarité de la méthode.
10. PRÉPARATION DES ÉTALONS
La méthode décrite ci-dessous pour la préparation des solutions étalons est donnée à titre de référence. Elle peut être ajustée si nécessaire.
10.1 Solution mère étalon de nicotine (5 g/l)
Peser environ 500 mg de nicotine [7.3] (ou 925 mg de salicylate de nicotine), à 0,1 mg près, dans une fiole jaugée de 100 ml et diluer jusqu’au trait de jauge avec la solution de dilution [9.1].
Bien mélanger et conserver à une température comprise entre 0 °C et 4 °C à l’abri de la lumière (durée maximale de conservation de quatre semaines).
Les solvants et solutions conservés à faible température doivent être équilibrés à température ambiante (22 ± 5 °C) avant utilisation.
10.2 Solution mère étalon de glycérol et de propylèneglycol (50 g/l)
Peser environ 5000 mg de glycérol et 5000 mg de propylèneglycol, à 0,1 mg près, dans une fiole jaugée de 100 ml et diluer jusqu’au trait de jauge avec la solution de dilution [9.1].
Bien mélanger et conserver à une température comprise entre 0 °C et 4 °C à l’abri de la lumière (durée maximale de conservation de quatre semaines).
Les solvants et solutions conservés à faible température doivent être équilibrés à température ambiante (22 ± 5 °C) avant utilisation.
10.3 Solutions étalons de travail
10.3.1 À l’aide d’une pipette, transférer la quantité désignée de solution mère de nicotine préparée à l’étape 10.1 pour chaque solution étalon dans des fioles jaugées de 100 ml, comme décrit dans le Tableau 1.
10.3.2 Ajouter la quantité désignée de solution mère combinée de glycérol et de propylèneglycol préparée à l’étape 10.2 dans les mêmes fioles jaugées de 100 ml [10.3.1], tel qu’indiqué dans le Tableau 2.
Remplir les fioles jusqu’au trait de jauge (100 ml) avec la solution de dilution [9.1].
Conserver les solutions étalons à l’abri de la lumière à une température comprise entre 4 °C et 8 °C (durée maximale de conservation d’une semaine).
10.3.3 Déterminer les concentrations finales de nicotine, glycérol et propylèneglycol dans les solutions d’étalonnage comme suit :
Concentration finale (mg/l) =
où x est le poids initial (en mg) de l’analyte, pesé à l’étape 10.1 ou 10.2, et y est le volume (en ml) de la solution mère étalon pipetée aux étapes 10.3.1 et 10.3.2.
Les concentrations nominales des solutions d’étalonnage sont indiquées dans le Tableau 1 pour la nicotine et dans le Tableau 2 pour le glycérol et le propylèneglycol.
Tableau 1. Concentration de nicotine dans les solutions d’étalonnage
Étalon Volume de
solution mère étalon de
nicotine (5 g/l)
(ml)
Volume d’étalon interne
(µl)
Volume total
(ml) Concentration approximative de nicotine dans la solution
étalon finale mélangée
(mg/ml)
Concentration correspondante de nicotine dans
l’e-liquide (mg/ml)
1 0,2
Sans objet, inclus dans la solution de
dilution
100 0,01 1,0
2 1,0 100 0,05 5,0
3 2,0 100 0,10 10,0
4 4,0 100 0,20 20,0
5 6,0 100 0,30 30,0
Tableau 2. Concentrations de glycérol et de propylèneglycol dans les solutions d’étalonnage Étalon Volume de
solution étalon de glycérol/
propylèneglycol (50 g/l)
(ml)
Volume d’étalon interne
(µl)
Volume total (ml) Concentration approximative de glycérol/
propylèneglycol dans la solution étalon finale
mélangée (mg/ml)
Concentration correspondante
de glycérol/
propylèneglycol dans l’e-liquide
(mg/ml)
1 4,0
Sans objet, inclus dans la solution de
dilution
100 2,0 200
2 8,0 100 4,0 400
3 12,0 100 6,0 600
4 16,0 100 8,0 800
5 20,0 100 10,0 1000
10 000x*y
La plage des solutions d’étalonnage peut être ajustée en fonction de l’équipement utilisé et des échantillons à analyser, tout en gardant à l’esprit que cela peut avoir des effets sur la sensibilité de la méthode.
Tous les solvants et solutions doivent être équilibrés à température ambiante (22 ± 5 °C) avant utilisation.
11. ÉCHANTILLONNAGE 11.1 Collecte des échantillons
L’échantillonnage des e-liquides pour obtenir un échantillon représentatif devra être effectué conformément à la législation ou aux normes internationales en vigueur et tiendra compte de la disponibilité des échantillons.
11.2 Constitution de l’échantillon d’essai
Diviser l’échantillon de laboratoire en unités de vente distinctes, le cas échéant.
Pour chaque échantillon d’essai, prélever un nombre représentatif de produits à partir de l’échantillon de laboratoire.
Chaque prise d’essai comprendra au moins une unité du produit à analyser.
12. PRÉPARATION DES ÉCHANTILLONS
Compte tenu de la grande viscosité des e-liquides, des précautions particulières doivent être prises lors du pipetage. Pour pipeter des liquides de haute viscosité, seules des pipettes à déplacement positif peuvent être employées. La validation interne en laboratoire a montré que les procédures de pipetage ont une incidence importante sur les résultats. C’est pourquoi une procédure de pipetage spécifique est incluse dans les présents modes opératoires normalisés.
En l’absence de pipettes à déplacement positif, une alternative peut consister à peser les e-liquides. Cependant, pour pouvoir fournir des résultats en mg/ml, la densité du e-liquide doit être déterminée et sa masse doit être convertie en unités volumétriques (ml).
La procédure spécifique de pipetage des e-liquides est indiquée au point 12.1 et l’extraction des e-liquides à partir de cartouches préremplies est décrite au point 12.2.
12.1 Flacons de recharge
12.1.1 Homogénéiser l’e-liquide avant d’ouvrir le flacon. Éviter toute formation de bulles d’air. Si le liquide contient des bulles d’air, il ne doit être utilisé qu’une fois que toutes les bulles d’air auront disparu
(la sonication facilite l’élimination des bulles d’air ; éviter la hausse de température associée à cette technique).
12.1.2 Aspirer 1 ml d’e-liquide, sans bulles d’air, dans une pipette à déplacement positif permettant la distribution répétée de 10 volumes réglés à 100 µl.
12.1.3 Tapoter l’extérieur de l’embout de la pipette contre le bord du flacon d’échantillon pour éliminer l’excès de liquide.
12.1.4 Distribuer deux volumes de 100 µl dans un conteneur à déchets, sans toucher le conteneur avec l’embout de la pipette.
12.1.5 Contrôler s’il y a du liquide résiduel à l’extérieur de l’embout ; si c’est le cas, répéter l’étape 12.1.3.
12.1.6 Distribuer de nouveau deux volumes de 100 µl dans le conteneur à déchets, sans toucher le conteneur avec l’embout de la pipette.
12.1.7 Contrôler s’il y a du liquide résiduel à l’extérieur de l’embout.
12.1.8 Distribuer 100 µl d’e-liquide (Ve-liquide) dans un flacon à échantillon de 20 ml [6.3].
12.1.9 Distribuer le reste du e-liquide dans le conteneur à déchets.
12.1.10 Fermer le flacon d’e-liquide dès que possible pour éviter l’évaporation ou la contamination de l’échantillon.
12.2 Cartouches préremplies
Pour analyser un e-liquide contenu dans une cartouche préremplie, il est nécessaire de l’extraire de la cartouche. Pour éviter que le liquide soit contaminé par des composants de la cartouche ou des outils employés pour ouvrir la cartouche, on utilisera la procédure décrite ci-après, consistant à extraire tout le liquide contenu dans la cartouche à l’aide d’une centrifugeuse.
D’autres méthodes peuvent également être employées, en gardant à l’esprit que le liquide extrait de la cartouche doit être un échantillon représentatif de la cartouche.
12.2.1 Couper une partie d’une pointe de pipette jetable (100-1000 µl) et la placer dans un tube de centrifugation approprié [6.8].
12.2.2 Enlever le bouchon supérieur de la cartouche d’e-liquide.
12.2.3 Retourner la cartouche et la placer dans le tube de centrifugation, sur la pointe de pipette.
12.2.4 Fermer le tube de centrifugation au moyen d’un bouchon à vis.
12.2.5 Centrifuger le tube pendant au moins cinq minutes à 1500 tr/min (force centrifuge relative (RCF) ≈ 315).
12.2.6 Retirer la cartouche et la pointe de pipette du tube de centrifugation (utiliser des pinces si nécessaire, éviter toute contamination).
12.2.7 Pipeter l’e-liquide comme décrit à l’étape 12.1.
Remarque : lorsque le volume d’e-liquide disponible est inférieur à 1 ml, le pipetage devra être effectué selon une autre méthode.
Par exemple, si le volume de liquide disponible n’est que de 600 µl, aspirer 400 µl (au lieu de 1 ml) et distribuer 100 µl d’e-liquide dans le flacon à échantillon après une première distribution dans le conteneur à déchets.
Si le volume de liquide disponible est inférieur à 500 µl, aspirer autant d’e-liquide que possible et distribuer 100 µl dans le flacon à échantillon sans distribution préalable dans le conteneur à déchets. Si le volume de liquide disponible est inférieur à 100 µl, pipeter le plus grand volume possible.
Si une méthode différente de la méthode standard a été employée (volume disponible inférieur à 1 ml), décrire en détail la procédure de pipetage utilisée dans le rapport d’analyse.
13. PRÉPARATION DU GÉNÉRATEUR D’AÉROSOLS Sans objet pour cette méthode.
14. GÉNÉRATION DES ÉCHANTILLONS Sans objet pour cette méthode.
15. PRÉPARATION DES ÉCHANTILLONS
15.1 Ajouter 9,9 ml de solution de dilution [9.1] dans le flacon à échantillon de 20 ml contenant les 100 µl d’e-liquide à l’aide de la pipette à déplacement positif [6.2] et boucher le flacon à échantillon.
15.2 Homogénéiser les liquides contenus dans le flacon à échantillon à l’aide de l’agitateur vortex [6.5] pendant au moins 30 secondes. Régler la vitesse de l’agitateur à un niveau suffisant pour créer un vortex lors de l’homogénéisation du liquide.
15.3 Transférer une partie aliquote du liquide homogénéisé (solution d’essai) dans un flacon pour échantillonneur automatique compatible avec l’appareil de GC-FID.
15.4 Si l’échantillon doit être conservé, le mettre à l’abri de la lumière à une température comprise entre 4 °C et 8 °C (durée maximale de conservation d’une semaine).
Remarque : vérifier visuellement que le liquide est homogène. Si un manque d’homogénéité demeure visible, l’étape d’homogénéisation [15.2] doit être répétée jusqu’à ce qu’aucune inhomogénéité ne soit observée.
16. ANALYSE DES ÉCHANTILLONS
On utilise la CPG avec détecteur à ionisation de flamme pour quantifier la teneur en nicotine, glycérol et propylèneglycol des e-liquides. Les analytes sont séparés d’autres interférences potentielles sur la colonne utilisée. Les concentrations des analytes dans les échantillons d’essai sont calculées en comparant le rapport des aires des pics des analytes et des étalons internes dans les solutions d’essai avec le rapport des aires des pics des analytes dans les solutions d’étalonnage dont les concentrations en analyte sont connues.
16.1 Exemple de conditions opératoires de la CPG
Colonne de CPG : Agilent DB-ALC1 (30 m x 0,32 mm, 1,8 µm) ou équivalent Programme :
Température initiale : 140 °C Temps de maintien : 5:00 min Rampe de température : 40 °C/min Température finale : 250 °C Temps de maintien : 4:00 min Température de l’injecteur : 225 °C Température du détecteur : 260 °C
Gaz vecteur : hélium à un débit de 1,5 ml/min Volume d’injection : 1,0 µl
Mode d’injection : division (rapport 1:50)
Remarque : il peut être nécessaire d’ajuster les paramètres opératoires en fonction des conditions de l’instrument et de la colonne et de la résolution des pics chromatographiques.
L’annexe 2 fournit un exemple de paramètres pour la chromatographie en phase gazeuse couplée à la spectrométrie de masse (GC-MS) pouvant être employés si la GC-MS est utilisée au lieu de la GC-FID.
16.2 Temps de rétention attendus
Dans les conditions décrites ici, l’ordre d’élution attendu est le suivant : propylèneglycol, 1,3-butanediol, glycérol, nicotine et n-heptadécane.
Remarque 1 : des conditions différentes, par exemple en termes de température, de débit gazeux et d’âge de la colonne, peuvent avoir une incidence sur les temps de rétention.
Remarque 2 : l’ordre d’élution et les temps de rétention doivent être vérifiés avant le début de l’analyse.
Remarque 3 : dans les conditions indiquées ci-dessus, le temps total d’analyse attendu est d’environ 11 minutes (il peut être prolongé pour optimiser la performance).
16.3 Détermination de la teneur en nicotine, glycérol et propylèneglycol
La séquence de mesure des échantillons d’essai doit être conçue conformément au système qualité applicable au laboratoire. Cette section fournit un exemple de la séquence de mesures effectuées pour déterminer la teneur en nicotine, en glycérol et en propylèneglycol des e-liquides.
Injecter des parties aliquotes des solutions d’étalonnage et des solutions d’essai dans des conditions identiques.
16.3.1 Conditionner le système juste avant d’exécuter la séquence en injectant deux parties aliquotes de 1 µl de solution d’essai d’un échantillon.
16.3.2 Injecter 1 µl de solution de dilution [9.1] et de solution d’étalonnage d’essai dans les mêmes conditions que les échantillons pour contrôler la performance du système de CPG et vérifier que les réactifs utilisés ne sont pas contaminés.
16.3.3 Injecter une partie aliquote de chaque solution (solutions d’étalonnage de nicotine, de glycérol et de propylèneglycol) dans le CPG.
16.3.4 Évaluer le temps de rétention et la réponse (aires des pics) des étalons. Si les temps de rétention sont semblables (± 0,2 min) aux temps de rétention des injections précédentes et que les réponses correspondent, à 20 % près, aux réponses typiques des injections précédentes, le système est prêt pour l’analyse. Si les temps de rétention et/ou les réponses sont en dehors de ces spécifications, il faut prendre des mesures correctives conformément à la politique de votre laboratoire.
16.3.5 Enregistrer les aires des pics de la nicotine, du glycérol, du propylèneglycol et des étalons internes.
16.3.6 Calculer les facteurs de réponse relatifs (RF) des pics des analytes par rapport aux pics des étalons internes (RF = Aanalyte/AEI) pour chaque analyte des solutions d’étalonnage, y compris les blancs de solvant.
16.3.7 Tracer la courbe des facteurs de réponse relatifs (ordonnée) en fonction de la concentration des analytes (abscisse).
16.3.8 La linéarité de la courbe d’étalonnage doit couvrir l’ensemble de la plage d’étalonnage.
16.3.9 Effectuer une régression linéaire (Y = a + bx) sur ces données et utiliser à la fois la pente (b) et l’ordonnée à l’origine (a) de l’équation de régression linéaire pour le calcul des résultats. Si le coefficient de détermination R2est inférieur à 0,99, l’étalonnage doit être répété.
Repérer les valeurs aberrantes éventuelles conformément aux procédures de laboratoire.
16.3.10 Injecter 1 µl de chacun des échantillons de contrôle de la qualité et des échantillons d’essai, et déterminer les aires de pic à l’aide du logiciel adapté.
16.3.11 Pour toutes les solutions d’essai, le signal (aire de pic) obtenu pour les analytes doit se situer dans la plage de travail de la courbe d’étalonnage ; sinon, ces solutions devront être diluées avec la solution de dilution (9.1) tel que nécessaire.
Remarque : des chromatogrammes représentatifs sont présentés à l’annexe 1.
17. ANALYSE DES DONNÉES ET CALCULS
17.1 Pour chaque solution d’essai, calculer le rapport (Yt) entre l’aire de pic de l’analyte et l’aire de pic de l’étalon interne.
17.2 Calculer la concentration de l’analyte (CTP en mg/ml) de chaque solution d’essai en utilisant les coefficients de la régression linéaire :
17.3 Calculer la concentration de l’analyte (Ce-liquide) de l’échantillon d’e-liquide, exprimée en milligrammes par millilitre, à l’aide de l’équation suivante :
où :
Ce-liquide est la concentration de l’analyte dans l’e-liquide, en mg/ml
CTP est la concentration de l’analyte dans la solution d’essai, en mg/ml Vtot est le volume total de la solution d’essai après dilution de l’e-liquide,
en ml (valeur par défaut de 10 ml)
Ve-liquide est le volume d’e-liquide utilisé (12.1.8), en ml.
18. PRÉCAUTIONS PARTICULIÈRES
18.1 Lorsqu’une nouvelle colonne est installée, il convient de la conditionner en injectant une solution d’échantillon d’e-liquide dans les conditions de CPG décrites. Les injections doivent être répétées jusqu’à ce que les aires (ou hauteurs) des pics des composants et des étalons internes soient reproductibles. Cela nécessite environ quatre injections.
Ce-liquide = CTP × Vtot
Ve-liquide
CTP = Yt – a b
18.2 Il est recommandé de purger les composants à point d’ébullition élevé de la colonne de CPG après chaque série d’échantillons en portant la température de la colonne à 220 °C pendant 30 minutes.
18.3 Si les aires (ou hauteurs) des pics obtenus pour les étalons internes sont sensiblement plus élevées que prévu, il est recommandé de diluer l’échantillon d’e-liquide sans étalon interne dans la solution de dilution et d’analyser cet échantillon comme décrit dans cette procédure. Cela permet de déterminer s’il y a une coélution d’un composant avec l’étalon interne, ce qui donnerait des résultats artificiellement réduits pour le ou les analytes en question.
19. RAPPORT DES DONNÉES
19.1 Consigner les mesures individuelles pour chacun des échantillons examinés.
19.2 Présenter les résultats tel qu’indiqué dans les spécifications de la méthode.
Remarque : pour plus d’information, consulter les modes opératoires normalisés « WHO TobLabNet SOP 02 » [2.4].
20. CONTRÔLE DE LA QUALITÉ 20.1 Paramètres de contrôle
Remarque 1 : si les mesures obtenues lors du contrôle de la qualité se trouvent en dehors des limites de tolérance des valeurs attendues, une enquête et une action appropriées doivent être menées conformément aux procédures d’assurance qualité du laboratoire.
Remarque 2 : d’autres procédures d’assurance de la qualité en laboratoire doivent être mises en œuvre conformément aux politiques de chaque laboratoire.
20.2 Blanc de réactif de laboratoire
Pour détecter une éventuelle contamination survenue lors de la préparation ou de l’analyse des échantillons, inclure une procédure de détermination du blanc de la solution de dilution (9.1), comme décrit à l’étape 16.3.2.
Les résultats doivent être inférieurs à la limite de détection des analytes respectifs.
20.3 Échantillon de contrôle de la qualité
Pour vérifier la cohérence de l’ensemble du processus analytique, analyser un e-liquide de référence ou de contrôle de la qualité conformément aux pratiques de chaque laboratoire.
21. SPÉCIFICATIONS DE PERFORMANCE DE LA MÉTHODE 21.1 Limite de détection et limite de quantification
La limite de détection est définie comme étant la plus faible concentration du composant pour laquelle le signal mesuré est plus de trois fois supérieur au bruit de l’instrument utilisé et pour laquelle le logiciel parvient à identifier le composant. La limite de quantification est fixée au double de la limite de détection. Ces valeurs sont indiquées dans le Tableau 3 (données issues de la validation interne au laboratoire).
Tableau 3. Limite de détection et limite de quantification de la nicotine, du glycérol et du propylèneglycol dans les e-liquides
Composant Limite de détection (mg/ml) Limite de quantification (mg/ml)
Nicotine 0,1 0,2
Glycérol 1,0 2,0
Propylèneglycol 0,5 1,0
21.2 Récupération de la matrice enrichie en laboratoire
Le taux de récupération du ou des analytes ajoutés à la matrice a été utilisé comme indicateur indirect de la justesse de la méthode. Il a été déterminé par validation interne en laboratoire, ainsi que dans le cadre d’une étude collective internationale.
Le taux de récupération a été déterminé par une validation interne en laboratoire à partir d’échantillons de récupération préparés en pesant différentes quantités de nicotine, de glycérol et de propylèneglycol dans des flacons de 1 l. Après avoir été homogénéisés pendant deux heures à l’aide d’un agitateur rotatif 3D [6.4], ces échantillons ont été transférés dans des flacons de 2 ml. La teneur en nicotine, en glycérol et en propylèneglycol a été déterminée dans chacun de ces échantillons, en analysant les flacons individuels en cinq fois en une journée. L’e-liquide d’origine (non enrichi) a également été analysé. Le taux de récupération est calculé à l’aide de la formule suivante et les valeurs sont indiquées en résumé dans le Tableau 4 pour la nicotine et le Tableau 5 pour le glycérol et le propylèneglycol.
Tableau 4. Concentration moyenne et récupération de la nicotine par validation interne en laboratoire Nicotine
Quantité ajoutée (mg/ml) Moyenne (mg/ml) Récupération (%)
0,195 0,235 120,6
3,098 3,117 96,5
12,388 12,410 101,1
20,209 20,232 98,9
Récupération (%) = 100 ×concentration nominale de l’analyte dans l’échantillon de récupération concentration de l’analyte dans l’échantillon d’origine) (concentration de l’analyte dans
l’échantillon de récupération −
Tableau 5. Concentration moyenne et récupération du glycérol et du propylèneglycol par validation interne en laboratoire
Glycérol Propylèneglycol
Quantité
ajoutée (mg/ml) Moyenne
(mg/ml) Récupération
(%) Quantité
ajoutée (mg/ml) Moyenne
(mg/ml) Récupération (%)
378,7 377,7 99,7 727,4 723,1 99,4
630,5 636,5 101,0 519,6 515,1 99,1
883,0 898,2 101,7 311,2 307,3 98,7
Le taux de récupération a été déterminé dans le cadre d’une étude collective internationale à partir d’échantillons préparés en pesant différentes quantités de nicotine, de glycérol et de propylèneglycol dans des flacons. Après homogénéisation à l’aide d’un agitateur rotatif 3D [6.4], les échantillons de récupération ont été transférés dans des flacons de 10 ml. Pour chacun des quatre échantillons, la teneur en nicotine, glycérol et propylèneglycol a été déterminée en analysant les flacons individuels en double dans le cadre d’une étude collective internationale (menée en 2020). Le taux de récupération est calculé à l’aide de la formule suivante et les valeurs sont indiquées en résumé dans le Tableau 6 pour la nicotine et le Tableau 7 pour le glycérol et le propylèneglycol.
Tableau 6. Concentration moyenne et récupération de la nicotine dans le cadre d’une étude collective internationale
Échantillon
Nicotine Concentration
théorique (mg/ml) Valeur moyenne
d’étude (mg/ml) Récupération (%)
A 0,25 0,326 130,4 %
B 5,08 5,08 100,0 %
C 8,03 7,91 98,5 %
D 21,27 22,06 103,7 %
Tableau 7. Concentration moyenne et récupération du glycérol et du propylèneglycol dans le cadre d’une étude collective internationale
Échantillon
Glycérol (mg/ml) Propylèneglycol (mg/ml)
Concentration théorique
(mg/ml)
Valeur moyenne
d’étude (mg/ml)
Récupération
(%) Concentration théorique
(mg/ml)
Valeur moyenne
d’étude (mg/ml)
Récupération (%)
A 568,0 567,5 99,9 % 568,7 563,1 99,0 %
B 213,9 211,5 98,9 % 855,0 843,2 98,6 %
C 772,5 738,0 95,5 % 278,3 268,4 96,4 %
D 321,5 316,7 98,5 % 749,9 736,8 98,2 %
Récupération (%) = 100 × concentration nominale de l’analyte dans l’échantillon de récupération concentration de l’analyte dans l’échantillon d’origine) (concentration de l’analyte dans
l’échantillon de récupération −
21.3 Spécificité analytique
La spécificité analytique est évaluée à partir du temps de rétention de l’analyte étudié. Pour vérifier la spécificité des résultats pour un échantillon inconnu, on utilise une plage établie des rapports entre la réponse de l’analyte et celle de l’étalon interne dans l’e-liquide employé pour le contrôle de la qualité.
21.4 Linéarité
Les courbes d’étalonnage établies pour la nicotine sont linéaires sur la plage de concentration de l’étalon allant de 0,01 à 0,30 mg/ml (1,0 à 30 mg/ml dans l’e-liquide).
Les courbes d’étalonnage établies pour le propylèneglycol et le glycérol sont linéaires sur la plage de concentration de l’étalon allant de 2,0 à 10,0 mg/ml (200 à 1000 mg/ml dans l’e-liquide).
21.5 Interférences possibles
La présence d’arômes peut provoquer des interférences si leur temps de rétention est semblable à celui de l’un des composants ou des étalons internes.
22. RÉPÉTABILITÉ ET REPRODUCTIBILITÉ
Dans une étude collective internationale [23.4] menée en 2020 dans 23 laboratoires et portant sur cinq échantillons (quatre e-liquides enrichis et un e-liquide commercial), les valeurs suivantes ont été obtenues pour cette méthode.
La différence entre deux résultats individuels obtenus sur des échantillons d’e-liquide appariés par le même opérateur utilisant le même appareil dans le laps de temps le plus court possible ne dépassera la limite de répétabilité (r) pas plus d’une fois sur 20 en moyenne lorsque la méthode est normalement et correctement appliquée.
Les résultats individuels obtenus sur des échantillons d’e-liquide appariés par deux laboratoires ne diffèreront de plus de la limite de reproductibilité (R) pas plus d’une fois sur 20 en moyenne lorsque la méthode est normalement et correctement appliquée.
Les résultats ont fait l’objet d’une analyse statistique conformément aux normes ISO 5725-1 [23.1] et ISO 5725-2 [2.3], donnant les données de précision figurant aux Tableaux 8–10.
Tableau 8. Limites de précision pour la détermination de la teneur en nicotine (mg/ml) des e-liquides
E-liquide n m^ Limite de répétabilité Limite de reproductibilité
Échantillon A 15 0,326 0,079 0,277
Échantillon B 22 5,08 0,52 1,06
Échantillon C 21 7,91 0,26 1,49
Échantillon D 21 22,06 0,66 3,74
Échantillon E 22 11,38 1,30 1,93
n est le nombre de laboratoires participants
m^ est la valeur moyenne de la teneur en nicotine du e-liquide
Limite de répétabilité est la limite de répétabilité de la teneur en nicotine du e-liquide Limite de reproductibilité est la limite de reproductibilité de la teneur en nicotine du e-liquide
Tableau 9. Limites de précision pour la détermination de la teneur en glycérol (mg/ml) des e-liquides
E-liquide n m^ Limite de répétabilité Limite de reproductibilité
Échantillon A 20 567,5 13,5 48,1
Échantillon B 21 211,5 8,5 43,6
Échantillon C 21 738,0 49,3 69,9
Échantillon D 20 316,7 17,2 32,1
Échantillon E 21 365,5 16,1 40,7
n est le nombre de laboratoires participants
m^ est la valeur moyenne de la teneur en glycérol du e-liquide
Limite de répétabilité est la limite de répétabilité de la teneur en glycérol du e-liquide Limite de reproductibilité est la limite de reproductibilité de la teneur en glycérol du e-liquide
Tableau 10. Limites de précision pour la détermination de la teneur en propylèneglycol (mg/ml) des e-liquides
E-liquide n m^ Limite de répétabilité Limite de reproductibilité
Échantillon A 22 563,1 13,1 23,2
Échantillon B 22 843,2 37,6 60,7
Échantillon C 22 268,4 15,5 18,3
Échantillon D 22 736,8 21,5 38,6
Échantillon E 23 570,1 58,3 58,3
n est le nombre de laboratoires participants
m^ est la valeur moyenne de la teneur en propylèneglycol du e-liquide
Limite de répétabilité est la limite de répétabilité de la teneur en propylèneglycol du e-liquide
Limite de reproductibilité est la limite de reproductibilité de la teneur en propylèneglycol du e-liquide
23. RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES
23.1 ISO5725-1. Exactitude (justesse et fidélité) des résultats et méthodes de mesure — Partie 1 : Principes généraux et définitions.
23.2 ISO 5725-4. Exactitude (justesse et fidélité) des résultats et méthodes de mesure — Partie 4 : Méthodes de base pour la détermination de la justesse d’une méthode de mesure normalisée.
23.3 ISO Standards – Products by TC: ISO/TC 126 (http://www.iso.org/iso/home/
store/catalogue_tc/catalogue_tc_browse.htm?commid=52158).
23.4 Report of a collaborative study for the validation of an analytical method for the determination of nicotine, glycerol and propylene glycol in e-liquids (sous presse).
ANNEXE 1
Exemples de chromatogrammes obtenus pour l’analyse de la teneur en nicotine, propylèneglycol et glycérol des e-liquides
Figure A1.1. Exemple de chromatogramme d’une solution étalon avec une concentration en nicotine de 0,30 mg/ml et une concentration en propylèneglycol et en glycérol de 10,0 mg/ml
Figure A1.2. Exemple de chromatogramme d’une solution d’échantillon
1,0 2,0 3,0 4,0 5,0 6,0 7,0 8,0 9,0 10,0 11,0
1,0 2,0 3,0 4,0 5,0 6,0 7,0 8,0 9,0 10,0 11,0
GlycérolGlycérol
PropylèneglycolPropylèneglycol n-heptadécanen-heptadécane
60 000 55 000 50 000 45 000 40 000 35 000 30 000 25 000 20 000 15 000 10 000 5 000 0
60 000 55 000 50 000 45 000 40 000 35 000 30 000 25 000 20 000 15 000 10 000 5 000 0
ANNEXE 2
Paramètres pour la chromatographie en phase gazeuse couplée à la spectrométrie de masse (GC-MS) lorsque cette technique de mesure est utilisée au lieu de la GC-FID Conditions opératoires de la spectrographie de masse
Les conditions de la chromatographie en phase gazeuse, comme le gaz vecteur, le débit et le temps total d’exécution, peuvent être adaptées aux besoins spécifiques de la spectrographie de masse.
Température de la ligne de transfert : >= 180°C Temps de maintien : 50 msec
Mode d’ionisation : ionisation électronique (énergie des électrons : 70 eV) Détection : propylèneglycol : m/z 61 (quantificateur) 45 (qualificateur)
glycérol : m/z 61 (ion quantificateur) 43 (ion de confirmation) nicotine : m/z 162 (ion quantificateur) 133 (ion de confirmation) quinaldine : m/z 143 (ion quantificateur) 128 (ion de
confirmation)
n-heptadécane : m/z 240 (ion quantificateur) 85 (ion de confirmation). Il n’est pas recommandé d’utiliser cet étalon interne pour la détection par GC-MS du fait de son faible spectre de masse spécifique.
