1.2.4.1. Facteurs abiotiques
De manière générale, les marqueurs présentent des variations saisonnières et spatiales. Les marqueurs de reproduction sont sujets à des variations saisonnières qui ont été soulignées sur des espèces utilisées pour des biotests in situ : des mollusques (Bodin et al., 2004 ; Gust et al., 2011), des échinodermes (Garmendia et al., 2010) ou encore des crustacés (Costa & Costa, 1999 ; Maranhão & Marques, 2003 ; Castellani & Altunbaú, 2006). Les multiples facteurs environnementaux (e.g., température, conductivité, oxygénation, salinité) sont en partie à l’origine de cette variabilité spatiale et temporelle de la réponse des biomarqueurs.
Chez les espèces aquatiques, la température de l’eau représente un des facteurs les plus influent. En effet, la plupart des espèces aquatiques sont ectothermes. Ainsi, les variations de température peuvent influencer de façon non négligeable l’activité métabolique des organismes. L’influence de la température a été démontrée sur de nombreux marqueurs (i.e., sub-individuels et individuels) et pour une grande diversité d’espèces (e.g., crustacés, mollusques, poissons). D’autres facteurs peuvent moduler la réponse des marqueurs : par exemple le pH (Felten & Guerold, 2001 ; Vidal et al., 2002) ou encore l’oxygénation de l’eau (Vidal et al., 2002 ; Wiklund & Sundelin, 2004) qui peuvent notablement influer sur les réponses des biotests lors d’expérimentations in situ. Enfin, dans les milieux marins et saumâtres, la salinité est connue pour être un facteur notable expliquant la variabilité de nombreux marqueurs sub-individuels (Livingstone
et al., 2000 ; Mouneyrac et al., 2001 ; Leung et al., 2002 ; Damiens et al., 2004 ; Martin-Diaz et al., 2004 ; Werner, 2004 ; Pfeifer et al., 2005 ; Menezes et al., 2006 ; Moreira et al., 2006 ; Cailleaud et al., 2007 ; van den Heuvel-Greve et al., 2007 ; Kalman et al., 2010 ; Krell et al., 2011) et individuels (Prato et al., 2008 ; Kevrekidis et al., 2009).
1.2.4.2. Facteurs biotiques
Une autre partie de la variabilité de la réponse des marqueurs est imputable à l’influence de multiples facteurs biotiques : physiologiques (e.g., taille, sexe, statuts énergétique et reproducteur) et écologiques (e.g., parasitisme, compétition, prédation, inter-population). Concernant l’utilisation de la mesure de vitellogénine comme marqueur, le sexe est un facteur incontournable (i.e., forte différence inter-sexe) qui résulte de la fonction « femelle-spécifique » de cette protéine de réserve de l’œuf. De nombreux marqueurs moléculaires, physiologiques, comportementaux ou encore les traits de vie peuvent être fortement corrélés à la taille (ou au poids) des organismes. Le niveau d’activité enzymatique mesuré, souvent utilisé comme marqueur, est clairement dépendant du poids de l’organisme analysé : par exemple, pour la mesure d’AchE chez le crustacé Gammarus fossarum (Xuereb et al., 2009a) ou encore pour des mesures d’activités enzymatiques chez le mollusque Scorbicularia plana (Fossi Tankoua et al., 2011). Un autre facteur potentiel est le statut reproducteur des organismes analysés qui peut influer de façon significative la réponse de certains marqueurs : chez les crustacés par exemple, la métallothionéine (Mouneyrac et al., 2001 ; Geffard et al., 2002) ou encore la quantité de dommage à l’ADN (Lacaze et al., 2011a).
Enfin, certains facteurs écologiques comme le parasitisme peuvent influer notablement sur le taux d’alimentation (Fielding et al., 2003) ou encore l’intersexualité (Ford, 2008) chez les crustacés amphipodes.
1.2.4.3. Valeurs de référence
Dans ce contexte, la perspective d’une utilisation de biomarqueurs dans le cadre du biomonitoring environnemental est de limiter l’impact des facteurs de confusion. Ainsi, pour pouvoir comparer des sites entre eux lors de campagnes de biomonitoring à large échelle, le contrôle de l’influence de certains facteurs biotiques ainsi que la définition de gammes de valeurs de référence sont des étapes importantes si l’on veut améliorer la fiabilité de la mesure des marqueurs et donc l’interprétation biologique des réponses observées (e.g., dissocier un effet environnemental d’un stress toxique).
D’une part, une façon relativement simple pour définir des outils de diagnostic robustes utilisables sur le terrain est de contrôler l’influence de ces facteurs de confusion. Pour cela, il est nécessaire d’adapter les tests développés au laboratoire pour des expositions in situ. C’est dans ce contexte qu’ont été proposées les méthodologies dites de « biomonitoring actif » basées sur l’observation d’organismes standardisés et transplantés sur site (Liber et al., 2007 ; Ji et al., 2010), par opposition à l’observation d’organismes autochtones qualifiée de « biomonitoring passif ». Dans ce contexte, des protocoles d’exposition d’organismes transplantés ont été développés et proposés pour la mesure de multiples marqueurs (Maltby et al., 2002 ; Oikari, 2006 ; Schmitt et al., 2010). Ces méthodes, bien qu’elles s’éloignent un peu de l’impact direct sur les communautés en place, sont particulièrement intéressantes pour contrôler et ainsi limiter la variabilité des réponses des marqueurs en lien avec les facteurs biotiques ; et présentent de nombreux avantages (Oikari, 2006 ; Liber et al., 2007). Tout d’abord, elles permettent de contrôler les interactions de type compétition ou prédation en isolant les organismes suivis durant l’expérimentation des autres organismes du milieu, tout en les maintenant dans des conditions réalistes d’exposition. De plus, l’utilisation d’encagements permet de sélectionner des organismes standards (e.g., sexe, taille, statut reproducteur), provenant d’une même population de référence et acclimatés au laboratoire. Enfin, la durée de l’exposition est ainsi contrôlée et identique entre les différents sites d’études, contrairement au prélèvement d’organismes autochtones dont on ne peut pas déterminer la durée d’exposition. La transplantation d’organismes dans le cadre de biomonitoring est une approche utilisée dans de nombreuses études chez des crustacés (Gerhardt et al., 1998 ; Schulz, 2003 ; Dedourge-Geffard
et al., 2009 ; Coulaud et al., 2011 ; Lacaze et al., 2011b), chez des mollusques (Taleb et al., 2009 ; Gust et al., 2010 ; Schmitt et al., 2010) ou encore chez des poissons (Ji et al., 2010 ; Klobuþar et al., 2010 ; Hanson & Larsson, 2011).
D’autre part, afin de pouvoir comparer des sites lors de campagnes de biomonitoring actif à large échelle, une possibilité réside dans la définition de gammes de valeurs de référence tenant compte de la variabilité saisonnière et spatiale des marqueurs (Xuereb et al., 2009a ; Hagger et al., 2010 ; Hanson et al., 2010 ; Lacaze et al., 2011a). Afin de définir de telles gammes, un suivi de plusieurs sites de référence durant différentes saisons est nécessaire. Dans ce type d’approche, le choix des sites de référence
apparaît ainsi crucial, ce qui constitue une limite importante. Bien que cette méthode puisse être appropriée dans certains cas, elle apparaît problématique lorsque les facteurs environnementaux sont à l’origine d’une forte variabilité naturelle. En effet, la gamme de référence ainsi définie sera alors très variable et les valeurs seuils peu discriminantes ; ce qui conduit à un manque important de puissance statistique lors de la comparaison avec les réponses observées dans un site potentiellement impacté. L’une des alternatives pour définir de telles gammes de référence consiste à caractériser l’influence des facteurs environnementaux (Xuereb et al., 2009a ; Coulaud et al., 2011 ; Lacaze et al., 2011a) afin de pouvoir prédire le niveau de base à partir des caractéristiques des milieux et ainsi corriger les réponses obtenues chez les organismes transplantés.
1.3. MODELE BIOLOGIQUE : GAMMARUS FOSSARUM
Plus de 4500 espèces appartiennent au sous-ordre des Crustacés Gammaridae (ordre des amphipodes). Parmi les amphipodes, les gammaridae sont les espèces les plus représentées et les plus largement répandues. Ils sont présents dans le milieu marin, dulçaquicole et terrestre. Le genre
Gammarus, réparti dans tout l’hémisphère nord, comprend plus d’une centaine d’espèces dont la majorité sont dulçaquicoles (Barnard & Barnard, 1983).