Synthèse, assemblage et dégradation

La translocation des protéines sur la membrane et leur transport intracellulaire constitue un processus fondamental dont les mécanismes apparaissent basiquement identiques pour toutes

les cellules eucaryotes. Les étapes de la synthèse, l’assemblage et la dégradation sont décrits sur la figure 19.

Figure 19 : Représentation schématique des étapes de la synthèse, de l’assemblage et de la dégradation des jonctions gap (Segretain et al., 2004). La synthèse et la dégradation des canaux intercellulaires impliquent (1) la synthèse des connexines polypeptidiques dans les membranes du réticulum endoplasmique, (2) leur oligomérisation en connexon homo- ou hétéromérique, (3) le passage dans l’appareil de Golgi, (4) le stockage dans le réseau trans-golgien, (5) le transport le long des microtubules, (6) l’insertion des connexons dans la membrane plasmique, (7) la diffusion latérale des connexons le long de la membrane plasmique, (8) l’agrégation des canaux intercellulaires en plaques, (9) la stabilisation de l’extrémité des microtubules par liaison aux Cx43 des jonctions gap, (10) l’internalisation dans le cytoplasme des plaques sous la forme de jonctions annulaires et (11) la dégradation complète via les voies lysosomales et protéosomales.

• Synthèse

Les Cxs sont synthétisées et dégradées en continu. Comme les autres protéines membranaires intégrales, les Cxs sont co-traduites dans le réticulum endoplasmique via le translocon et les séquences de début et de fin de traduction. Bien que les Cxs ne soient pas glycosylées, on suppose qu’une ou plusieurs protéines chaperonnes, interviennent jusqu’à la fin de leur synthèse. Le fait que les résidus cystéines forment des ponts disulfures entre les boucles extracellulaires suggèrent que les Cxs sont au minimum sous la surveillance de protéines disulfides isomérases (Laird, 2006).

• Assemblages homo- et hétéromériques

Les jonctions communicantes, comme les autres canaux membranaires, sont oligomériques, leurs sous-unités devant s’assembler avant de fonctionner. La localisation de l’assemblage des Cxs suscite encore des controverses. La synthèse des Cxs, l’acquisition de la topologie transmembranaire ainsi que leur oligomérisation en demi-canal homomérique ou hétéromérique se déroulent dans le réticulum endoplasmique (RE). Lorsque l’oligomérisation de différents isoformes de Cx est étudiée in vitro, toutes les Cxs ne participent pas à la formation de connexons hétéro-oligomériques (Falk et al., 1997). Cette observation suggère que l’interaction de différents isoformes est sélective, réduisant le nombre possible de connexons hétéro-oligomériques. Tous les connexons hétéro-oligomériques décrits à ce jour, sont composés de 2 membres du même sous-groupe. Ainsi, la Cx43 hétéro-oligomérise avec la Cx37, Cx40 et la Cx46 (toutes de types α), mais pas avec la Cx32 (un type β) (Falk, 2000). Par des méthodes biochimique et biophysique, des équipes ont observé l’assemblage de connexons composés de Cx43 ou Cx32 dans des microsomes après traduction/translocation membranaire dans un système de translation sans cellule (Falk et al., 1997) suggérant que l’oligomérisation des Cxs se produit dans les membranes du RE. Cependant, en utilisant des cultures in vitro, Musil and Goodenough (Musil et al., 1993) ont montré la formation des connexons après leur sortie du RE, probablement dans le réseau trans-golgien. Enfin, Diez et

al. ont suggéré l’assemblage des connexons dans le compartiment intermédiaire RE-appareil

de Golgi (REGIC) (Diez et al., 1999). Récemment, en utilisant des Cxs modifiées génétiquement qui restent dans le RE, Das Sarma et al. (Sarma et al., 2002) ont suggéré que le lieu de l’assemblage pourrait être spécifique de l’isoforme de la Cx. En effet, ils ont observé l’oligomérisation des Cx32 dans le RE/REGIC et des Cx43 dans le réseau trans-golgien (Segretain et al., 2004). Plusieurs mécanismes peuvent expliquer la compatibilité sélective des différents isoformes : (i) Différentes Cxs peuvent être synthétisées dans des régions différentes du RE et par conséquent, n’auront pas de contact physique permettant l’hétéro-oligomérisation ; (ii) Des molécules chaperonnes spécifiques peuvent se lier à certaines Cxs pour prévenir leur interaction ; (iii) Des signaux spécifiques encodés dans la séquence polypeptidiques des Cxs pourraient réguler l’interaction des différents isoformes et permettre l’hétéro-oligomérisation d’isoformes compatibles (Segretain et al., 2004). Le stockage des connexons a lieu dans le réseau trans-golgien.

• Transport

Lauf et al. ont étudié la distribution des connexons assemblés à partir de Cx43 couplées à la

green fluorescent protein (GFP) dans des cellules HeLa transfectées (Lauf et al., 2002). La

microscopie temporelle en marquages multiples a permis d’observer le transport des connexons à l’intérieur de vésicules, le long des microtubules, depuis l’appareil de Golgi vers la membrane cytoplasmique. Martin et al. rapportent que la Cx26 et d’autres Cx peuvent circuler le long de microtubules non encore orientés vers la membrane plasmique (Martin et

al., 2001). Ces observations pourraient expliquer pourquoi des Cx peuvent être transportées

vers la membrane plasmique malgré la désorganisation des microtubules et des membranes du Golgi. Les filaments d’actine semblent également impliqués dans le transport des Cxs, particulièrement de la Cx26 (Martin et al., 2004).

• Localisation sur la membrane plasmique et formation d’une jonction communicante

Une fois insérée dans la membrane plasmique, les connexons diffusent librement le long de la bicouche lipidique sous le guidage de N et E –cadhérine (Laird, 2006). Le contact entre deux cellules provoque en quelques minutes une concentration des connexons qui s’associent bout à bout avec ceux de la cellule voisine pour donner naissance aux jonctions gap (Meda, 1996). Gaietta et al. ont démontré que les jonctions gap nouvellement formées se trouvent sur la couronne externe de la plaque tandis que les canaux les plus anciens sont eux au centre des plaques (Gaietta et al., 2002). Les canaux sont donc distinctement localisés en fonction de leur âge (Lauf et al., 2002). Actuellement, on suppose que les canaux au centre des plaques sont destinés à être internalisés puis dégradés (Laird, 2006).

• Internalisation et dégradation des canaux

En 1977, de larges structures vésiculaires à double membranes dites jonctions annulaires ont été identifiées par microscopie électronique (Laird, 2006). On suppose qu’elles correspondent aux produits de l’internalisation de plaques ou de fragments de celles-ci par une cellule. En 2001, Jordan et al. démontrent que ces jonctions annulaires sont des plaques de jonctions gap préexistantes aux interfaces de contact cellule-cellule par la microinjection d’anticorps anti-Cx43 associées à des anti-Cx43 marquées à la GFP (Jordan, Chodock et al. 2001). La dégradation des jonctions gap ne correspond pas à la séparation des demi-canaux mais à l’internalisation

des jonctions communicantes en jonctions annulaires (Jordan et al., 2001, Gaietta et al., 2002). Ces dernières seront détruites par voie lysosomale et protéosomale ubiquitine dépendante (Segretain et al., 2004, Qin et al., 2003). Les jonctions annulaires se distinguent par une centaine de canaux quittant la surface cellulaire en une seule fois en déclenchant une brusque diminution de la communication intercellulaire. Laird précise que bien que les jonctions annulaires aient été identifiées dans une grande variété de types cellulaires, il est important de noter que ces structures sont difficiles à observer dans certaines cellules telles que les hépatocytes. Cette remarque sous entend la possibilité d’une internalisation des Cxs par des procédés plus classiques impliquant des mécanismes endosomaux (Laird, 2006).

La mise en place de la communication intercellulaire dépend donc de l’exécution coordonnée d’une série d’événements incluant (Bruzzone et al., 1994) :

- La synthèse des Cxs ;

- L’oligomérisation des monomères de Cx en connexon ;

- La translocation des connexons sur la membrane plasmique et l’accumulation au site d’apposition cellule-cellule ;

- L’interaction avec le connexon « partenaire » de la cellule adjacente ; - L’ouverture du canal intercellulaire formé.