Suivi physiologique

Flux de sève

Le flux de sève a été mesuré grâce à des sondes à dissipation thermique (TDP) d’après la méthode deGranier (1985). Ce dispositif est constitué de deux sondes, insérées radia-lement dans le tronc, l’une au-dessus de l’autre et à une distance déterminée (Fig.6). La

Chapitre 2 – Matériel et Méthodes

première sonde, celle du haut, est chauffée en continu avec une puissance constante et pos-sède un thermocouple à mi-longueur de la sonde, la seconde sonde est équipée du même thermocouple, mais ne dispose pas de résistance chauffante. La différence de température entre les deux sondes permet de calculer, de manière simple et précise, le flux de sève en continu. Des sondes de 30 et 50 mm (TDP-30 et TDP-50, Dynamax Inc., Houston, TX, USA) ont été utilisées en fonction du diamètre de l’arbre (Tableaux IIetIII). Les sondes ont été installées à hauteur de poitrine (1,30 m) avec la même exposition (Nord-Est) et ont été pro-tégées du soleil avec un isolant réfléchissant. Le flux a été mesuré toutes les 30 secondes, les valeurs ont été enregistrées toutes les 30 minutes, du 13 juillet 2013 au 26 octobre 2015. Les données ont été enregistrées dans une centrale de mesures (CR3000, Campbell Scientific Ltd., Loughborough, UK) alimentée par une batterie, elle-même rechargée par des panneaux photovoltaïques. Pendant les hivers, à cause du faible taux de rechargement des batteries par les panneaux photovoltaïques, un seul arbre par parcelle a été suivi (B1 et T2). Les autres sondes ont été débranchées après la diminution et la stabilisation du flux (à cause de l’hiver) et ont été rebranchées quand le flux a augmenté à nouveau. Le flux a été calculé d’aprèsGranier & Gross(1987), selon les équations1et2.

k = ^{∆TM − ∆T}

∆T ⁽¹⁾

où k est un nombre sans unité, ∆T est la différence de température entre l’aiguille chauf-fée et l’aiguille de référence (non chaufchauf-fée), ∆TM est la valeur maximale de ∆T (en l’ab-sence de flux). Plus le flux est important, plus ∆T sera faible.

La relation entre le flux de sève F (m3.m-2.s-1) et k a été déterminée de manière empirique, elle correspond à l’équation2.

F = 118, 99 ˙10⁻⁶˙k1,231 (2)

Pour plus de commodité, le flux sera ensuite exprimé en dm3.dm-2.h-1ou en dm3.dm-2.j-1.

Echantillonnage

Les échantillons pour les mesures de fluorescence chlorophyllienne et d’échanges ga-zeux ont été prélevés à l’aide d’un échenilloir sur des branches exposées au soleil et hautes de 5-6 m, toujours à la même position du houppier et avec la même orientation (Nord-Est). Ils ont été immédiatement recoupés dans l’eau et stockés ainsi pour éviter tout phénomène de cavitation (Warrenet al., 2003a). Pour assurer la mise en œuvre de mesures fiables et éviter les aiguilles sénescentes, les mesures ont toujours été effectuées sur les aiguilles de

2.1 Expérimentation en milieu naturel

Fig.6. – Schéma du dispositif de mesures TDP, d’aprèsDynamax(1997).

l’année en cours (Warren,2006;Sperlichet al.,2015), à l’extrémité de la branche. Les me-sures ont été réalisées dans le même ordre et aux mêmes heures chaque mois. Une étude préliminaire surP. nigra subsp. laricio a mis en évidence que la coupe n’avait pas d’effet sur les mesures de fluorescence chlorophyllienne et d’échanges gazeux pendant au moins 12 heures après la coupe (données non présentées). Des résultats similaires ont été observés pour d’autres conifères, dontPseudotsuga menziesii (Mirb.) Franco et Pinus pinaster Aiton

(Warrenet al.,2003b;Warren,2006).

Fluorescence chlorophyllienne

La fluorescence chlorophyllienne a été mesurée à l’aide d’un PAM 2100 (Heinz Walz GmbH, Effeltrich, Germany) et des pinces à feuilles DLC-8, qui permettent l’acclimata-tion à l’obscurité. Trois mesures par branches, sur des aiguilles différentes, ont été réali-sées dans l’heure qui a suivi la coupe après une acclimatation à l’obscurité d’au moins 30 minutes. La fluorescence chlorophyllienne est mesurée en exposant des feuilles à une lon-gueur d’onde donnée et en mesurant la lumière réémise à une lonlon-gueur d’onde supérieure (Maxwell & Johnson,2000). Pour le PAM 2100 les longueurs d’onde de la lumière de me-sure, de la lumière actinique et des flashs de saturation sont respectivement de 650, 665 et < 710 nm, seule la lumière réémise à une longueur d’onde > 710 nm est détectée (Fig.7). Quatre paramètres ont été suivis : leF_v/F_m, leΦPSII, leqPet leNPQ, ces paramètres ont été calculés d’aprèsMaxwell & Johnson(2000), selon les équations3à6.

Chapitre 2 – Matériel et Méthodes

Fig.7. – Séquence typique d’une courbe de fluorescence chlorophyllienne, d’après (Maxwell &

Johnson, 2000). Principe des mesures : une lumière de mesure est allumée (MB), le

ni-veau zéro de fluorescence est mesuré (F_o). L’application d’un flash saturant (SP) permet la mesure du niveau maximum de fluorescence (F_m^o). Une lumière actinique, qui permet une activité photosynthétique (AL) est appliquée, une fois la fluorescence stabilisée, un second flash de saturation (SP) est appliqué pour mesurer la fluorescence maximale à la lumière (F_m⁰ ). Le niveau de fluorescence mesuré immédiatement avant le second flash de saturation est nommé F_t. La lumière actinique (AL) est éteinte, le niveau zéro de fluorescence « à la lumière » (F_o⁰) est estimé en présence de lumière rouge lointain.

Φ_PSII= ^F 0 m⁻F_t Fm⁰ (3) qP = ^F 0 m⁻F_t Fm^{0 −}Fo⁰ (4) Fv/Fm= ^Fm−Fo F_m ⁽⁵⁾ NPQ = ^F o m⁻F_m⁰ Fm⁰ (6)

2.1 Expérimentation en milieu naturel

Echanges gazeux

Les mesures d’échanges gazeux ont été réalisées à l’aide d’un LI-6400XT Portable Pho-tosynthesis System équipé d’un injecteur de CO₂ (6400-01) et d’une chambre à conifère éclairée (6400-22L ; LI-COR Inc., Lincoln, NE, USA). Afin d’estimer le taux maximum de carboxylation de la Rubisco (V_cmax), le taux maximum de transport d’électrons (J_max), l’uti-lisation de la triose-phosphate (TPU) et la conductance mésophylienne (gm), des courbes A-C_i ont été réalisées avec 13 étapes de concentration en CO₂ : 350, 275, 200, 125, 50, 450, 550, 700, 900, 1100, 1300, 1600 et 2000 µmol.mol-1. Les autres paramètres étaient constants (rayonnement photosynthétiquement actif (PAR) = 1200 µmol.m-2.s-1 avec une lumière rouge/bleue (ratio 0,94/0,06), température = 25℃, flux d’air = 350 µmol.s-1 et

VPD= 1,2 ± 0,05 kPa). Pour plus de précision, trois mesures ont été enregistrées à 30 se-condes d’intervalle pour chaque palier de CO₂. La photosynthèse (A) et la conductance stomatique (g_s) ont été enregistrées durant le premier palier de CO₂ (350 µmol.mol-1) car il est le plus proche de la concentration ambiante en CO₂.V_cmax,J_max etTPU ont été es-timés d’après le modèle de Farquhar, von Caemmerer et Berry (Farquharet al.,1980;von Caemmerer,2000) grâce au service présenté parGuet al. (2010) et disponible à l’adresse http://leafweb.ornl.gov/. D’après les travaux deFlexaset al.(2012) et deSunet al.(2014), nous avons choisi d’estimerg_mafin d’éviter une sous-estimation deV_cmaxet deJ_max.