Staphylococcus aureus

S. aureus, cocci à Gram positif aérobie-anaérobie appartenant à la famille des Staphylococcaceae, est une bactérie ubiquitaire de la flore commensale de l’homme et de la plupart des animaux à sang chaud. Chez l’homme, S. aureus est notamment retrouvé sur la peau, sur les muqueuses et dans l’intestin. Cette bactérie est présente dans le tractus respiratoire supérieur et en particulier dans les fosses nasales : chez l’adulte 30% des individus hébergent S. aureus de façon permanente, 50% de façon intermittente et 20% ne sont jamais porteurs (96). Ce portage joue un rôle clef dans l’épidémiologie et la pathogénie des infections à S. aureus (97). Il est associé à un risque accru d’infections (98-100). Les infections chez l’homme sont très variées en termes de diversité et de gravité. D’un point de vue physiopathologique, elles peuvent être classées en : infections suppuratives (cutanéomuqueuses ou viscérales) ou en syndromes toxiniques. Les infections peuvent se généraliser lors d’une bactériémie ou se compliquer par des localisations secondaires pouvant alors engager le pronostic vital. La transmission humaine se fait principalement par contact direct (manuportage) et plus rarement à partir d’une source environnementale (vêtements,

draps, matériel médical…).

La structure génétique de la population de S. aureus est hautement clonale. Au niveau mondial, chez S. aureus sensible à la méthicilline (SASM) 11 clones prédominent : CC1, CC5, CC8, CC9, CC12, CC15, CC22, CC25, CC30, CC45, et CC51, alors que chez S. aureus résistant à la méthicilline (SARM) seulement 5 clones prédominent : CC5, CC8, CC22, CC30, CC45 (101) (Figure 7). En Europe, les même clones sont globalement retrouvés (96). Les souches CC8 et CC30 sont particulièrement épidémiogènes (101). Les souches de SARM USA300, épidémiques en Amérique du Nord et productrices d’une toxine de Panton et Valentine (PVL), appartiennent au CC8 (101, 102). Nous noterons également l’existence d’un clone émergent, CC398, (à la fois SARM et SASM) associé à une mortalité élevée des patients fragilisés (103).

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Figure 7. Répartition en complexes clonaux de souches de S. aureus sensibles (MSSA) et

résistantes à la méthicilline (MRSA) provenant de 6 continents différents, d'après Chambers et al. (101).

Les infections causées par des souches résistantes aux antibiotiques se produisent souvent lors de vagues épidémiques initiées par un ou quelques clones « à succès ». Des épidémies communautaires à SARM ont été rapportées dans le monde entier et les souches de SARM sont maintenant épidémiques dans la communauté aux États-Unis (104). En France, lors de la dernière enquête nationale de prévalence des infections nosocomiales, cette espèce, à l’origine de 15,9 % des infections nosocomiales documentées, était la deuxième plus fréquente (43). L’identification rapide des clones dominants de S. aureus impliqués dans des infections est donc un enjeu majeur pour comprendre la dynamique des populations mais aussi pour mettre en place rapidement les mesures d’hygiènes lors d’épidémies. Plusieurs techniques de typage ont été développées et appliquées à l’espèce S. aureus. Elles ont d’abord été basées sur des méthodes phénotypiques. L’antibiogramme reste très utilisé et permet une première approche, notamment pour l’identification des S. aureus résistants à la méthicilline (SARM). Aujourd’hui les techniques génotypiques sont largement utilisées : MLST, PFGE et typage de la protéine Staphylococcique A ou spa typing (105). Mais comme déjà indiqué précédemment ces techniques largement reconnues restent longues et couteuses.

La technique de type MALDI-TOF MS a été évaluée pour le typage rapide de S. aureus. D’une part, différentes équipes ont cherché à identifier des pics permettant de différencier

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rapidement les souches SASM des souches SARM (32, 106-110). Une liste de pics associés aux souches SASM ou SARM a été établie par Szabados et al. (109), sans que des pics biomarqueurs spécifiques d’un groupe ne soit clairement mis en évidence (Tableau 5).

Tableau 5. Les différentes études ayant évaluées la technique MALDI-TOF MS pour

différencier les souches SASM et SARM, d'après Szabados et al. (109).

Josten et al. ont démontré qu’une protéine codée par un gène situé sur une cassette chromosomique staphylococcique (SCCmec, portant le gène pour la résistance à la méthicilline) pouvait être utilisée comme biomarqueur des SARM (111). Même si ces résultats sont encourageants, ils doivent être confirmés par des études complémentaires. D’autre part, plusieurs études récentes ont évalué la technique de type MALDI-TOF MS pour le typage rapide de clones particuliers de S. aureus en utilisant différentes approches (Tableau 6).

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Tableau 6. Typage de S. aureus par MALDI-TOF MS. Auteur (Année)

(Référence) Nombre de

souches testées

Technique de typage

de référence Préparation des échantillons (milieu de culture solide1₎ Matrice2 _{Spectromètre de} masse de type MALDI-TOF 3 m/z

(x1 000) l’analyse des donnéesLogiciel utilisé pour 4 Lignée identifiée ou _{résultat principal}

Schlebusch et al.

(2010) (112) 6 SNP, présence ou absence des gènes pvl,

cna, sdrE

NP5 _NP5 _{Ultraflex III NP}5 _{MALDI BioTyper Epidémie locale MRSA}

CC30 Wolters et al.

(2011) (113) 85 spa typing, MLST Extraction éthanol-acide formique (CB) HCCA Microflex LT 2-20 MALDI BioTyper CC5, CC8, CC22, CC30, CC45 Boggs et al.

(2012) (114) 348 PFGE Extraction éthanol-acide formique (TS) HCCA UltraFlex III 2-13 ClinProTools USA300 (ST8) Josten et al.

(2013) (115) 401 Séquençage de mutants, PFGE Ethanol-formic acid extraction (CB) HCCA Biflex III NP

5 _{FlexAnalysis,} AureusDB database, Swiss-Prot database CC1, CC5, CC8, CC22, CC30, CC45 Ueda et al.

(2014) (116) 82 PFGE, séquençage des séquences phagiques (POT) Extraction éthanol-acide formique (SB) NP 5 _{Microflex LT 2-20 FlexAnalysis,} MALDI BioTyper, ClinProTools

Typage de clones avec une précision équivalente à PFGE/POT

Lasch et al.

(2014) (117) 59 spa typing, MLST, PFGE Extraction spécifique (CaA) HCCA Autoflex I 2-20 Matlab based-software MicrobeMS Pas d’identification claire de pics biomarkers Zhang et al.

(2015) (118) 290 MLST Extraction éthanol-acide formique (CB) HCCA Microflex LT 20.137 1.960- ClinProTools, MALDI BioTyper, FlexAnalysis

ST45, ST239 Ostergaard et al.

(2015) (119) 600 spa typing, MLST Transfert direct , extraction éthanol-acide formique (DB)

HCCA Microflex LT 2-20 FlexAnalysis 26 groupes MALDI-TOF pour 89 spa types associés avec 16 CC Camoez et al.

(2016) (120) 95 MLST Extraction éthanol-acide formique (CSB) HCCA Microflex LT 2-20 MALDI BioTyper, ClinProTools CC5, CC8, CC22, CC398 Sauget et al.

(2016) (121) 626 MLST, PCR spécifique CC398 Extraction éthanol-acide formique (MH) HCCA Microflex LT 2-20 ClinProTools CC398

1_{MH : Mueller-Hinton, SB : Sheep Blood, CB : Columbia Blood, TS : Trypticase soja , CaA : Caso Agar, DB : Danish blood , CSB Columbia Sheep Blood} 2_{HCCA : alpha-cyano-4-hydroxycinnamic acid}

3 _{Gammes Microflex, Autoflex, Ultraflex, Biflex (Bruker Daltonik)}

4 _{ClinProTools (Bruker Daltonik), FlexAnalysis (Bruker Daltonik), MALDI BioTyper (Bruker Daltonik), AureusDB database (http://aureusdb.biologie.uni-greifswald.de/),}

Swiss-Prot database using the TagIdent tool (http://web.expasy.org/tagident/), Matlab-based software MicrobeMS (http://www.mara-ms.com) 5_{NP : Non Précisé}

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