La SLA liée à la pathologie FUS

III.1. Les mutations FUS dans la SLA

De nombreuses mutations (plus de 50) ont été identifiées dans le gène FUS, ce qui correspond à environ 4% des formes familiales de SLA et probablement 1% des cas sporadiques. Les porteurs de mutations FUS sont répartis sur tout le globe et vivent aussi bien en Amérique du Nord, Europe, Australie, Afrique et Asie. La majorité des mutations FUS dans la SLA sont des

mutations faux sens (Rademakers et al 2010, Vance et al 2009). Cependant, des mutations troncatoires ou non-sens, telle que R495X, ont également été rapportées (Zhou et al 2013).

Toutes les mutations de FUS sont regroupées dans deux régions de la protéine. Tout d’abord, la

première zone de mutation concerne les exons 12 à 15 qui codent pour le motif en doigt de

zinc, la RGG2, la RGG3 et la NLS. La deuxième zone de mutations se situe au niveau des exons 3

à 6 qui codent pour la région QGSY et RGG1. Les mutations en C-terminale sont pathogéniques

et plus particulièrement, les mutations de la NLS induisent une forme très sévère de la SLA (Dormann et al 2010, Vance et al 2013). Elles affectent des personnes âgées d’une vingtaine d’années et entraînent leur décès dans les 6 mois suivant le diagnostic de la maladie (Baumer et al 2010, Waibel et al 2013). Dans les SLA liées à FUS, la maladie est toujours due à une mutation de FUS contrairement aux DFT liées à FUS, qui se développent en l’absence de mutations germinales de FUS (Neumann et al 2009b).

Figure 23 : Structure de FUS et ses mutations dans la SLA

Les mutations de FUS dans la SLA sont majoritairement localisées dans la partie C-terminale au niveau de la troisième région riche en glycine glycine (RGG) et la séquence de localisation nucléaire (NLS). Image tirée de (Shang & Huang 2016).

III.2. Accumulation de FUS dans le cytoplasme

Lors du développement d’une SLA liée à une mutation de FUS, une diminution du marquage FUS dans le noyau est observée suggérant un défaut de l’import nucléaire (Dormann & Haass 2011). Par ailleurs, de nombreuses mutations induisent un défaut dans la NLS ou sa troncation entière ce qui conduit à une accumulation de FUS dans le cytoplasme (Bosco et al 2010a, Dormann et al 2010, Scekic-Zahirovic et al 2016). Ces mutations empêchent la liaison de FUS à la transportine-

1 ce qui bloque son transport dans le noyau (Dormann et al 2010). De façon très intéressante,

aucun défaut d’import nucléaire d’EWS et TAF15 n’est présent dans les SLA-FUS. L’étude de Dormann et collaborateurs en 2012, montre que le domaine RGG3 non méthylé de FUS se lie

fortement à la Transportine-1 et pourrait ainsi compenser la perte de l’import nucléaire de FUS

en réponse à une mutation ponctuelle dans la PY-NLS. Le taux de méthylation serait donc un bon indicateur de la quantité de FUS importé dans le noyau et par conséquent, un bon indicateur de la sévérité de la maladie.

Plusieurs études ont caractérisé la méthylation de FUS dans la SLA. L’étude de Scekic-Zahirovic et collaborateurs en 2017 a montré une augmentation nucléaire et cytoplasmique de FUS asymétriquement diméthylée dans la moelle épinière de souris SLA-FUS (Scekic-Zahirovic et al 2017). Il a également été montré qu’il n’y a pas d’inclusions de FUS mono ou non méthylé dans

la SLA, contrairement à ce qui est observé chez les patients DFT-FUS (Suarez-Calvet et al 2016).

Par ailleurs, FUS sauvage comme muté (R521C, R521G et R521H) sont hyperméthylés dans la

SLA (Tradewell et al 2012). La méthyle transférase responsable de ces méthylations de

l’arginine est PRMT1. En effet, la perte de PRMT1 augmente la quantité de FUS mono ou non méthylé et diminue la quantité de FUS présentant une diméthylation asymétrique (Suarez- Calvet et al 2016). Toutes ces études montrent que FUS interagit et est un substrat de PRMT1. La méthylation de l'arginine contribue alors à la toxicité liée à FUS dans la SLA en entraînant une localisation cytoplasmique aberrante.

Figure 24 : Accumulation de FUS dans le cytoplasme au cours de la SLA.

La séquence de localisation nucléaire (NLS) et la troisième région riche en glycine glycine de FUS, lui permettent de se lier à la transportine 1 et ainsi de rentre dans le noyau. En cas de SLA, les mutations dans la NLS et l’hyperméthylation de RGG3 par PRMT1 empêchent l’import nucléaire de FUS et entraînent la formation d’inclusions cytoplasmiques. Adaptation de (Dormann et al 2012, Suarez-Calvet et al 2016)

III.3. Agrégats cytoplasmiques de FUS et granules de stress

Nous venons de voir que la perte de l’import nucléaire de FUS dans la SLA peut être la conséquence d’un défaut de la liaison de FUS à la transportine-1 normalement assuré via sa séquence NLS. Toutefois, un autre mécanisme responsable de la perte nucléaire de FUS est sa séquestration sous forme d’inclusions cytoplasmiques. En effet, les agrégats de FUS sont aussi bien caractéristiques des SLA que des DFT liées à FUS. De nombreuses inclusions de FUS sont présentes dans les neurones et les glies des patients (Suzuki et al 2012). Ces fragments cytoplasmiques peuvent être composés de FUS insoluble (Miguel et al 2012). Par ailleurs, les inclusions cytoplasmiques de FUS P525L dans les neurones ainsi que les inclusions cytoplasmiques neuronales et gliales de FUS R521C sont basophiles (Mackenzie et al 2011). À l’inverse, les inclusions cytoplasmiques de FUS R521G, R521H, R524W, G507N sont présentes en l’absence d’inclusions basophiles (Kwiatkowski et al 2009, Suzuki et al 2010, Vance et al 2009). Plusieurs études ont caractérisé la composition de ces inclusions et ont montré que les inclusions cytoplasmique de FUS contiennent de l’ubiquitine, p62 ou encore TDP-43 dans la moelle épinière de patient SLA-FUS (Deng et al 2010, Kwiatkowski et al 2009, Vance et al 2009). Plus récemment, il a été montré que FUS n’est pas méthylé dans les inclusions intranucléaires (Dormann et al 2012).

Enfin, dans les SLA liées aux mutations FUS, des granules de stress sont identifiées dans des conditions de stress oxydatifs, de choc thermique ou de stress du réticulum endoplasmique (Bentmann et al 2012, Bosco et al 2010a, Vance et al 2013). À l’intérieur de ces granules de

stress peuvent se retrouver aussi bien FUS sauvage que les mutants FUS (Bosco et al 2010a,

Dormann et al 2010, Vance et al 2013). L’étude de Dormann et collaborateurs en 2010, montre que les mutations C-terminales favorisent le recrutement de FUS dans les granules de stress

cytosoliques et à plus long terme, ce stress pourrait engendrer des inclusions de FUS pathologiques. Cela suggère que ces granules de stress font parties intégrante du mécanisme

Figure 25 : Agrégats FUS au cours de la SLA.

Dans les SLA liées à FUS, les mutations dans la partie C terminale entraînent une accumulation cytoplasmique de FUS puis un recrutement dans des granules de stress. Si ce stress persiste, il y a formation d’inclusions pathologiques contenant FUS, TDP-43, ubiquitine et p62. Adaptation de (Dormann et al 2010).

III.4. Altération du métabolisme de l’ARN

Nous avons précédemment discuté du rôle de FUS dans le métabolisme de l’ARN et notamment dans la transcription. Les mutations de FUS dans la SLA entraînent des défauts transcriptionnels puisque qu’une absence de FUS a comme conséquence un blocage de la transcription (Hill et al 2016). De façon très intéressante, cette même étude a montré que FUS est localisée sur les sites de transcription associés à un dommage de l’ADN. Par ailleurs, Wang et collaborateurs avaient montré que les NM atteints dans la SLA présentent des dommages et des défauts de réparation de l’ADN (Wang et al 2013). Des études ont montré que les mutations de FUS sont associées à des dommages de l’ADN. En effet, des souris FUS à un stade symptomatique présentaient une élévation du taux de marqueurs de dommages de l’ADN tels que gH2AX, p53 et ATF3 dans le système nerveux central (Qiu et al 2014, Wang et al 2013). In vitro, plusieurs mutations de FUS présentent des altérations dans les mécanismes de réparation par recombinaison homologue et par jonction des extrémités non homologues. Enfin FUS interagit avec HDAC1 dans le cadre d’une réparation de l’ADN et dans la SLA, les mutations de FUS modifient son interaction avec HDAC1. Des cultures de neurones primaires transfectées avec R244C, R514S, H517Q et R521C montrent une diminution de l’interaction FUS/HDAC1 associé à une altération de la réparation de l’ARN (Qiu et al 2014, Wang et al 2013). Enfin, les mutations de FUS altèrent aussi l’épissage dans la SLA. Par exemple, la mutation FUS altère l’épissage de l’exon 5 de BDNF (Brain-derived