Dada a sua importância como recurso natural, foram realizados diversos estudos sobre corpos densos e porosos formados a partir da quitosana, dentre os quais: a preparação de membranas de quitosana para separação de água-etanol por pervaporação e preparação de membranas derivadas, heparinizadas (aplicação de solução de heparina (solução anticoagulante), com o objetivo de manter a permeabilidade), para imobilização de enzimas e transporte de espécies iônicas (URAGAMI, 1997); e membranas de quitosana destinadas à separação e concentração de proteínas (SAKURAI, 1997).
A preparação de estruturas de quitosana explora sua natureza policatiônica. Tais estruturas geralmente são sintetizadas por secagem ou coagulação de soluções aquosas de quitosana levemente acidificadas, podendo, a posteriori, haver modificações ou derivações específicas dos grupos funcionais, a depender da aplicação que se deseje (BEPPU et al, 1999). As membranas de quitosana, descritas pela primeira vez por Muzzarelli e Pariser (1978), encontram uso, mais recentemente, em muitas situações, tais como, na osmose reversa (YANG e ZALL, 1984), na pervaporação (ZENG et al, 1993), na ultrafiltração (MUSALE et al, 1999), em sistemas de liberação de droga transdérmica e em rotina de controle de qualidade de testes de sistemas de liberação de fármacos (DUREJA et al, 2001).
Diversas formas de membranas de quitosana vêm sendo analisadas, entre as quais, as reticuladas, utilizando reagentes bifuncionais, e as obtidas por quelação com íons ou por complexação com polímeros e proteínas (THACHARODI e RAO, 1996). Os agentes reticulantes mais utilizados para a obtenção de membranas reticuladas são os dialdeídos, como, por exemplo, o glioxal, o formaldeído e o glutaraldeído (PATEL e AMIJI, 1996).
O poli (ácido acrílico) também pode ser utilizado para a reticulação da quitosana, obtendo-se uma membrana policomplexada através de interações iônicas e intermoleculares. No processo de reticulação, as cadeias poliméricas são unidas por ligações químicas ou físicas fortes, por meio de ligações covalentes entre o polímero e o agente reticulante, como, por exemplo, modificando a permeabilidade, aumentando a estabilidade térmica, entre outras (NETO et al, 2005). Assim, é possível controlar a permeação através das membranas de quitosana variando-se, entre outros, a natureza dos comonômeros ou sua concentração, o grau de desacetilação e a massa molar da quitosana (CHEN e TSAIH, 1997).
Em experiências realizadas sobre síntese e caracterização de estruturas densas e porosas de quitosana, Beppu et al (1999, p. 168) concluíram que:
É possível formar-se membranas de porosidade muito bem controladas: quanto maior a concentração do meio coagulante (NaOH) e quanto menor a concentração de quitosana na solução a ser coagulada, maior o tamanho dos poros formados. As membranas formadas por secagem total mostraram uma superfície muito plana (...). É também possível promover uma reticulação gradual da quitosana controlando-se o tempo e a concentração (além de temperatura) de solução diluída de glutaraldeído. Esse tratamento muda as características mecânicas da membrana, que se torna mais quebradiça, e também torna a membrana mais hidrofóbica, fato esse verificado pela diminuição da absorção de água.
3
MATERIAIS E MÉTODOS3.1 MATERIAIS
Na Tabela 7, estão relacionados os equipamentos e produtos utilizados nas práticas deste trabalho, bem como suas respectivas especificações.
TABELA 7 – Síntese e caracterização de membranas de quitosana – produtos e equipamentos utilizados -
Materiais / Equipamentos Especificações
Quitosana (90% desacetilada) Polymar Ltda, Brasil Ácido acético – PA Sigma-Aldrich, Brasil Hidróxido de Sódio – PA Sigma-Aldrich, Brasil Glutaraldeído – SOL 25% Cromato Prod. Químicos Ltda.
Bomba a vácuo 700 mm Hg – 1,5 lbf/pol2 - Tecnal – TE-058 Turbidímetro JUNDILAB 2100p – Hach
Balança Analítica Marconi-2140N Dessecador Vidrolabor 250 m/m
Estufa TE-394/1 – Tecnal
Mufla Quimis
Agitador Magnético Tecnal – TE-0853 Banho Maria Quimis – Q-334-28 Metalizador de ouro Shimatzu – IC-50 Scanning Electron Microscope Shimadzu SSX-550 (CTGAS)
3.2 MÉTODOS
Para a síntese das membranas, utilizou-se a técnica de inversão de fases (precipitação por evaporação de solvente). Na Tabela 8, constam as faixas de variações utilizadas nos vinte e três experimentos, segmentados em quatro grupos, de acordo com a formulação utilizada, cujos detalhes estão descritos nas Tabelas 9, 10, 11 e 12.
TABELA 8 – Síntese de membranas de quitosana – faixas de variações dos parâmetros -
Parâmetros Variações Quantidade de Quitosana 5 a 20 g Quantidade de Ácido Acético 10 a 20 ml Quantidade de Hidróxido de Sódio 0,1 a 0,5 g Quantidade de Glutaraldeído 0,2 a 0,4 mL Solução depositada em placa PETRI 27 a 40 mL Temperatura 40 a 60 oC Tempo em estufa da solução inicial 1 a 4 h Tempo de neutralização com NaOH 2 a 48 h Tempo de secagem 24 a 48 h
TABELA 9 - Síntese de membranas de quitosana - experimentos do grupo 1 - (com imersão da película em hidróxido de sódio) –
Exp. Solução Solução colocada
em placa Estufa
Imersão da película em Solução de Hidróxido de Sódio Ácido acético (mL) Quitosana (g) PETRI (mL) Temperatura (oC) Tempo (h) NaOH (g) Temperatura Tempo (h) A 20 20 40 40 4 0,5 Ambiente 2 B1 20 20 40 40 4 0,1 Ambiente 2 B2 20 20 40 40 4 0,5 Ambiente 8 C1 20 7 40 50 4 0,25 Ambiente 24 C2 20 7 40 60 1 0,25 Ambiente 24 C3A 20 7 27 60 1 0,25 Ambiente 2
TABELA 10 - Síntese de membranas de quitosana – experimento do grupo 2 - - (Com adição de Hidróxido de Sódio na solução inicial) -
Solução Adição de
solução Solução em Estufa Exp. Ácido acético (mL) Quitosana (g) de NaOH (mL) placa PETRI (mL) Temperatura (oC) Tempo (h) D1 10 5 15 27 50 4
TABELA 11 - Síntese de membranas de quitosana – experimentos do grupo 3 - (com adição de hidróxido de sódio na película e segundo tempo de estufa) –
Solução Solução em Estufa Imersão em solução Estufa Imersão em água destilada Exp. Ácido acético (mL) Quitosana (g) Placa PETRI (mL) Temperat. (oC) Tempo (h) de NaOH (mL) Temperat. (oC) Tempo (h) à temperatura ambiente (Tempo – h) E1A 20 20 27 60 1 15 30 18 3 G1A 20 20 27 60 1 15 30 18 3 F1A 20 10 27 60 1 15 30 18 3 H1A 20 7 35 60 1 15 30 18 3 I1A 20 5 35 60 1 15 30 18 3 J1A 20 5 40 60 1 15 30 18 3 J1B 20 5 40 60 1 15 30 18 3 D2 10 5 27 60 1 15 30 48 3 D3A 10 5 27 60 1 15 30 18 3
TABELA 12 - Síntese de membranas de quitosana – experimentos do grupo 4 - (com adição de glutaraldeído na solução inicial) -
Solução Adição Solução em Estufa Imersão em solução de Estufa Imersão em água destilada à Exp. Ácido acético (mL) Quitosana (g) de
Glutaraldeído PETRI placa (mL) Temp. (oC) Tempo (h) NaOH (ml) Temp. (oC) Tempo (h) temperatura ambiente (Tempo – h) E1B 20 20 0,2 ml 27 60 1 15 30 18 3 G1B 20 20 0,2 ml 40 60 1 15 30 18 3 F1B 20 10 0,2 ml 27 60 1 15 30 18 3 H1B 20 7 0,4 ml 35 60 1 15 30 18 5 C3B 20 7 0,2 ml 27 60 1 15 30 18 5 I1B 20 5 0,2 ml 35 60 1 15 30 18 3 D3B 10 5 0,2 ml 27 60 1 15 30 18 5
Em todos os experimentos, as soluções foram preparadas com água deionizada, ácido acético e quitosana, nas proporções referenciadas nas respectivas Tabelas 9, 10, 11 e 12, conforme a metodologia utilizada, mantidas sob agitação por 24 horas (Figura 8), para homogeneização bem como permitir o desaparecimento de bolhas de ar.
Em seguida, as soluções foram colocadas em repouso, em frascos de polietileno, por 48 horas, sob temperatura ambiente, sendo, posteriormente, filtradas em micro-tela de poliéster e, numa segunda filtragem, em filtro Millipore 41µm.
Após essas providências iniciais, basicamente, a preparação das membranas contemplou o seguinte fluxo operacional, conforme ilustrado nas Figuras 9 a 18:
Figura 9 – Preparação de membranas - solução de quitosana em placas PETRI.
Figura 12 – Preparação de membranas - membrana imersa em NaOH para neutralização.
Figura 11 - Preparação de membranas - placas PETRI em repouso, para resfriamento, após retiradas da estufa.
Figura 13 – Preparação de membranas - lavagem da membrana com água destilada para remoção dos resíduos da solução alcalina.
Figura 15 - Preparação de membranas – acomodação/estiramento da membrana em suporte com ventilação nas duas extremidades
Figura 17 – Preparação de membranas - recorte/retirada da membrana do suporte.
Entre as membranas que se mantiveram íntegras, foram escolhidas seis para análise por microscopia eletrônica de varredura (MEV), a fim de coletar informações sobre sua morfologia.
Para fins de acompanhamento do fluxo de permeado e solutos retidos, foram efetuados os processos de filtração, em pequena escala, tanto no modo convencional quanto através de membrana, cujo fluxo operacional pode ser observado na Figura 19.
Na filtração do modo convencional, retorna-se o permeado para nova filtragem, sucessivas vezes, em geral, de 3 a 5 vezes, até que os solutos formem uma camada (fouling), que se adere ao filtro de pano, acarretando uma filtração mais lenta, contudo mais eficiente em termos de turbidez.
Por essa razão, é importante que, terminado o processo de decantação, o suco seja novamente agitado antes do processo de filtração, pois esses solutos farão uma barreira que, quanto mais espessa, mais cristalino ficará o permeado.
É importante ressaltar que o processo de floculação/decantação deve estar totalmente concluído, pois, caso contrário, a reação química vai continuar acontecendo, prejudicando a qualidade final do produto. Não raro, observam-se, em cajuínas expostas no comércio, solutos decantados, que pode decorrer justamente da negligência nesta etapa.
No experimento aqui realizado, a filtração restringiu-se a apenas um retorno do permeado para nova filtragem, com acompanhamento do volume permeado em determinado tempo (Tabela 13), a fim de se verificar a influência do “fouling” no Fluxo de Permeado.
Utilizou-se 50 ml de suco de caju prensado para filtração em filtro cônico, com área de 462,9 cm2 e peso (filtro seco) de 1,494 g.
Após a filtração, foi utilizado um aparelho turbidímetro para determinar o grau de turbidez, utilizando-se 10 mL do permeado. Em seguida, foram feitos os procedimentos de coleta de informações para determinação do total de sólidos suspensos secos, que consistiu nos seguintes procedimentos: aquecimento inicial dos resíduos, em banho-maria, em três cadinhos, acompanhado do seguinte ciclo: estufa a 105 oC/resfriamento em dessecador /pesagem dos cadinhos (Tabela 14), repetido, sucessivas vezes, até que as amostras apresentassem peso constante ou a diferença de peso fosse menor que 4% ou, ainda, diferença de 0,5 mg (AWWA/APHA, WEF, 1998).
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Figura 19 – Processos de Filtração para obtenção de Cajuína – a) suco de caju; b) suco com gelatina; c) floculação; d) decantação; e) modelo convencional (filtração em tecido); e f) modelo proposto (filtração em membrana de quitosana).
O volume permeado da filtração convencional foi acompanhado durante 45 minutos (conforme Tabela 13), tendo como resultado um volume de 45 mL, na 1ª. filtração, e um volume de 42 mL, na 2ª. filtração. Observou-se que na 2ª. filtração, ainda houve retenção de solutos, o que era de se esperar.
TABELA 13 – Volume permeado de cajuína por filtração convencional - (filtro de tecido) –
Tempo Volume permeado (mL) (min) 1ª. filtração 2ª. filtração
5 21 19 10 11 8 15 5 5 20 2 3 25 1 2 30 1 1 35 1 1 40 1 1 45 1 1
Volume total permeado em 45 min. 45 42
As pesagens efetuadas, para efeito de cálculo de sólidos, ofereceram os resultados constantes da Tabela 14. Pela metodologia utilizada, que estabelece o limite de 4% de diferença entre os pesos, não seria necessário continuar as pesagens, já que a 1ª. diferença já apresentava um percentual de 1,93% (AWWA/APHA, WEF, 1998). Contudo, achou-se conveniente esperar a secagem completa dos sólidos, a fim de se obter valores mais reais, motivo por que se procedeu ao acompanhamento durante 8 horas, até um percentual praticamente zero.
Tabela 14 - Filtração de suco de caju pelo método convencional para obtenção de cajuína – acompanhamento do peso durante a secagem dos solutos retidos para determinação do total de sólidos suspensos secos.
Tempo Peso dos cadinhos (g) Média de pesos Diferença (h) D2 D7 C6 (g) % 1 44,476 47,226 44,461 45,387 1,93 2 43,384 46,387 43,753 44,508 1,41 3 42,600 45,748 43,284 43,877 0,64 4 42,270 45,460 43,059 43,596 0,58 5 42,033 45,157 42,835 43,341 0,26 6 41,909 45,033 42,731 43,224 0,21 7 41,820 44,850 42,727 43,132 0,11 8 41,721 44,798 42,724 43,081 -
Nas experiências com membranas, para os testes iniciais, experimentou-se a filtração, inicialmente com água, por gravidade e com bomba a vácuo, depois com o suco de caju com e sem adição de gelatina. A Tabela 15 apresenta a variação de parâmetros utilizada.
TABELA 15 - Experiências de microfiltração com as membranas de quitosana
Amostra Líquido a filtrar Volume para filtração (mL) Volume permeado (mL) Tempo (h) Sistema
1 Água 20 mL 10 mL 48 h Por gravidade 2 Água 70 mL 70 mL 1,46 h Bomba a vácuo 3 Água 40 mL 40 mL 0,06 h Bomba a vácuo 4 Suco de caju
sem gelatina 40 mL 40 mL 0,25 h Bomba a vácuo 5 Suco de caju
com gelatina 40 mL 40 mL 0,08 h Bomba a vácuo 6 Suco de caju
com gelatina 40 mL 40 mL 0,04 h Bomba a vácuo Notas - Amostra 1 (Formulação “Membrana A”)
- Amostras 2 (Formulação “Membrana G1B”) - Amostra 3 e 5 (Formulação da “Membrana B2”) - Amostras 4 (Formulação da “Membrana J1B”) - Amostra 6 (Formulação da “Membrana C1”)
Para efeito de comparação com o método convencional de filtração, procedeu-se também ao acompanhamento do fluxo de permeado em função do tempo (Tabela 16), bem como a coleta de sólidos (Tabela 17), em apenas 1 cadinho, e medida de turbidez. Os experimentos de filtração com as membranas foram efetuados sem o retorno do permeado para nova filtragem, com 40 ml de suco.
TABELA 16 – Volume permeado de cajuína por filtração com membrana de quitosana
Tempo (min) Volume Permeado (mL)
5 18
10 12
15 5
20 1
O cadinho foi pesado, em intervalos de 1 hora, até encontrar-se peso constante, situação que se apresentou da sétima até a décima hora de acompanhamento.
Tabela 17 - Filtração de suco de caju por membrana de quitosana para obtenção de cajuína – acompanhamento do peso durante a secagem dos solutos retidos para determinação do total de sólidos suspensos secos.
Tempo (h) Peso do Cadinho (g)
1 43,778 2 43,486 3 43,455 4 43,449 5 43,444 6 43,440 7 43,437* 8 43,437* 9 43,437* 10 43,437* *peso constante.
4 RESULTADOS E DISCUSSÕES
Antes mesmo de uma análise mais técnica, foi possível, através da observação direta, fazer algumas deduções preliminares sobre os experimentos realizados.
4.1 EXPERIMENTOS DO GRUPO 1
Na Tabela 18, a seguir, observa-se, a priori, que todos os experimentos mostraram-se satisfatórios, inclusive o experimento “C2”, cuja membrana, embora tenha sido descartada em virtude do rompimento durante a secagem, apresentou-se com boa aparência, semelhante às outras amostras. Por outro lado, pode-se também inferir que, para aquela formulação (Tabela 9), a elevação da temperatura para 60 oC, seguida da imersão em hidróxido de sódio em tempo prolongado (24 h), pode influenciar negativamente no nível de resistência da membrana.
TABELA 18 – Resultados dos experimentos do grupo 1 – observação direta
Amostra Aparência da membrana / observações Seleção
B2 Transparente, superfície lisa, insolúvel em água Reservada C3A Opaca, superfície lisa, insolúvel em água Reservada
A Transparente, superfície lisa, insolúvel em água Enviada para análise (MEV) B1 Transparente, superfície lisa, insolúvel em água Enviada para análise (MEV) C1 Transparente, superfície lisa, insolúvel em água Enviada para análise (MEV) C2 Partiu-se durante a secagem, devido ao esforço de
estiramento Descartada
4.2 EXPERIMENTO DO GRUPO 2
Na Tabela 10, foi realizada uma experiência única, adicionando-se, diretamente na solução inicial, uma solução de Hidróxido de Sódio (1%), diferentemente dos padrões usualmente disponíveis na literatura, em que o NaOH é utilizado apenas numa fase de
finalização, para neutralização do filme, após sua passagem em estufa e resfriamento. O resultado mostrou-se satisfatório, conforme Tabela 19, apresentando uma membrana com boa aparência, semelhante às amostras enviadas para Análise (MEV).
TABELA 19 – Resultados dos experimentos do grupo 2 – observação direta
Amostra Aparência da membrana / observações Seleção
D1 Transparente, superfície lisa, insolúvel em água Reservada
4.3 EXPERIMENTOS DO GRUPO 3
A Tabela 20 apresenta os resultados referentes às amostras do Grupo 3, cujas formulações constam da Tabela 11, onde se pode observar que a baixa concentração de quitosana (amostras I1A, D2 e D3A) favoreceu a fase pobre, responsável pela formação de poros, tornando a membrana quebradiça. Embora esse argumento se contraponha às amostras J1A e J1B, que também apresentam baixa concentração do polímero, o bom resultado obtido em tais amostras pode ser justificado pela maior quantidade da solução colocada em placa PETRI, possibilitando uma membrana mais espessa.
TABELA 20 – Resultados dos experimentos do grupo 3 – observação direta
Amostra Aparência da membrana / observações Seleção
G1A Opaca, superfície lisa, insolúvel em água Reservada F1A Leve rompimento lateral durante a secagem,
devido ao esforço de estiramento Reservada H1A Opaca, superfície lisa, insolúvel em água Reservada
J1A Leve rompimento lateral durante a secagem,
devido ao esforço de estiramento Reservada
E1A Opaca, superfície lisa, insolúvel em água Enviada para Análise (MEV) J1B Opaca, superfície lisa, insolúvel em água Enviada para Análise (MEV)
I1A Quebradiça Descartada
D2 Quebradiça Descartada
4.4 EXPERIMENTOS DO GRUPO 4
Nos experimentos constantes da Tabela 12, optou-se pelo uso de um agente reticulante, o glutaraldeído, que age bloqueando os grupos amino, tornando as membranas mais resistentes do ponto de vista químico, ou seja, mais inerte ao meio ácido. Os resultados podem ser observados na Tabela 21.
Verificou-se, no entanto, que não obtiveram êxito os experimentos nos quais foi utilizada uma quantidade de quitosana menor do que 10%, mesmo variando a quantidade de glutaraldeído; do que se ratifica a importância da concentração de polímeros (fase rica) para um melhor resultado das membranas, evidenciada nas amostras E1B, F1B e G1B.
TABELA 21 – Resultados dos experimentos do grupo 4 – observação direta
Amostra Aparência da membrana / observações Seleção
E1B Opaca, superfície lisa, insolúvel em água Reservada F1B Opaca, superfície lisa, insolúvel em água Reservada
G1B Opaca, superfície lisa, insolúvel em água Enviada para análise (MEV)
H1B Quebradiça. Descartada
C3B Partiu-se durante a secagem, devido ao esforço de
estiramento. Descartada
I1B Quebradiça. Descartada
D3B Quebradiça. Descartada
4.5 FILTRAÇÃO CONVENCIONAL
Os dados coletados sobre o volume permeado, durante os processos de filtração no modo convencional, foram utilizados para o cálculo do Fluxo de Permeado de acordo com a equação a seguir, cujos resultados constam da Tabela 22 e respectiva Figura 20:
J = V , onde: t * A
J = fluxo do permeado
V = volume coletado em determinado tempo (1ª. Filtração: 0,044L - 2ª. Filtração: 0,042L) t = tempo durante o qual a amostra foi coletada (0,75h)
A = área do filtro (1,406m2)
TABELA 22 – Filtração convencional para obtenção de cajuína – fluxo de permeado –
Tempo Fluxo de permeado (L/hm2)
(h) 1ª. filtração 2ª. filtração 0,08 0,021 0,019 0,16 0,011 0,009 0,25 0,005 0,005 0,33 0,002 0,003 0,41 0,001 0,002 0,50 0,001 0,001 0,58 0,001 0,001 0,66 0,001 0,001 0,75 0,001 0,001
Figura 20 - Cajuína obtida por filtração convencional – fluxos de permeado da 1ª. e 2ª. filtração em função do tempo. 0,000 0,004 0,008 0,012 0,016 0,020 0,024 0,00 0,25 0,50 0,75 1,00 Tempo (h) F lu x o d e P e rm e a d o ( L /h m 2 )
O gráfico constante da Figura 20 mostra o comportamento típico do fluxo de suco do caju em ambas as filtrações, acompanhadas durante 45 minutos: um escoamento bem mais significativo no início do processo e queda acentuada à medida em que os solutos vão formando uma camada (fouling) na área do filtro, com tendência à estabilização do fluxo.
Na segunda filtração, mais lenta, em razão dos resíduos já depositados durante a primeira filtração, observou-se uma demora maior para alcançar a estabilidade do fluxo.
O Fluxo Médio de Permeado na 1ª. filtração foi de 0,045 L/h m2 e o da 2ª. filtração foi de 0,043 L/h m2, o que representa um decréscimo, na 2ª. filtração, em termos percentuais, de 4,4%. Medida a turbidez do permeado, encontrou-se o valor de 3,4 UNT (Unidade Nefelométrica de Turbidez).
Com relação ao total de sólidos retidos no filtro, obteve-se 164,1 mg/L, calculados a partir da equação:
Total de Sólidos Suspensos (mg/L) = ( A – B) x 1000 , onde: Volume da amostra (mL)
A = peso do filtro + resíduo seco (9,702 g) B = peso do filtro (1,494 g)