6. The Protocols
6.6. Telnet Options
Nas atividades enzimáticas e antioxidantes, verificou-se que houve interação significativa entre os fatores tempo, tratamento de fertilização e nematoide para a enzima superóxido dismutase (Figura 1 A, B).
A atividade da enzima SOD em plantas não-inoculadas com Meloidogyne incognita não seguiu a mesma tendência verificada nos tratamentos de fertilização, quando as plantas foram inoculadas com M. incognita. Um pico da atividade nos tratamentos não-inoculados foi observado em todos os tratamentos aos 20 dias, com exceção do FC+PO (N) e FC+NE (N). Após os 40 dias a maioria dos tratamentos apresentou um aumento da atividade que se manteve constante até os 60 dias de avaliação (Figura 1 A).
Os tratamentos inoculados com nematoide, demonstraram um aumento da atividade da SOD em todos os tratamentos, exceto o FC+Az após 20 dias, porém observou-se um aumento na expressão da atividade enzimática aos 60 dias, que variou com os tratamentos de fertilização (Figura 1 B).
A infecção por nematoides aumentou significativamente essa atividade enzimática, onde as maiores taxas crescentes de atividade antioxidante foram observadas nos tratamentos Bio 150%, FC+Az e FC+PO aos 60 dias com valores de
124,0, 120,97 e 119,69 U SOD mg-1 Proteína, nesta ordem (Figura 1 B). Após 60 dias a menor taxa da enzima SOD em tratamentos inoculados com M. incognita foi observada no tratamento composto por fertilizante solúvel e nematicida biológico comercial (FC+NE); enquanto que a taxa mais elevada na mesma condição, foi alcançada pelo fertilizante biológico na maior dose (Bio 150%).
Figura 1. Atividade específica de superóxido dismutase (SOD) em folha de cana-de-açúcar variedade
RB92579, em diferentes tempos de avaliação, associado a Meloidogyne incognita não-inoculado (A) e inoculado (B) e, sob diferentes tratamentos de fertilização: FC: fertilizante solúvel convencional (FC 100% Dose Recomendada - DR); FC+Az: FC 100% (DR) + Azadiractina (AZAMAX®); FC + NE: FC 100% (DR) + Bacillus spp. (NEMIX®); FC + PO: FC 100% (DR) + Benfuracarbe (POTTENTE®); Bio 50%: Fertilizante biológico 50% DR (equivalente a 2,5 t ha-1); Bio 100%: Fertilizante biológico 100%
DR (equivalente a 5 t ha-1); Bio 150%: Fertilizante biológico 150% DR (equivalente a 7,5 t ha-1);
Controle (20 t ha-1 de torta de filtro)
ab a b a b b ab a ab b a c a b ab a a b b a a ab b b A c ab b ab b b a a c ab c a b b a ab a b b a ab ab b a B
No presente estudo, não ocorreram interações significativas entre tempo, tratamento de fertilização e nematoide para as variáveis bioquímicas ascorbato peroxidase (APX) e catalase (CAT), no entanto, interações significativas foram detectadas entre tempo e nematoide (Tabela 3).
Tabela 3. Valores médios das enzimas ascorbato peroxidase (APX) e catalase
(CAT) em folha de cana-de-açúcar variedade RB92579, sob efeito da interação entre Meloidogyne incognita e tempo, independentemente do tratamento de fertilização
Letras maiúsculas iguais na linha (Tempo) e minúsculas na coluna (Nematoide) não diferem significativamente pelo teste t (p<0,05)
A presença de M. incognita aumentou ao longo do tempo significativamente (p<0,05) a atividade da enzima ascorbato peroxidase de 24,62 para 129,39 µmol AsA mg-1protein min-1, já a atividade da catalase permaneceu constante, havendo uma ligeira queda aos 40 dias e retornando ao patamar inicial aos 60 dias. No entanto, quando comparados tratamentos inoculados e não-inoculados tanto a APX, quanto a CAT se comportam de forma semelhante, com valores mais elevados (p<0,05) nos tratamentos inoculados em todos os tempos de avaliação (Tabela 3). A CAT também apresentou efeito significativo (p<0,05) aos tratamentos de fertilização, sendo os maiores valores observados nos tratamentos com fertilizante biológico Bio 150% e Bio 100% (57,8 e 56,3 µmol H2O2 mg-1protein min-1) respectivamente (Figura 2).
Em relação ao teor de proteína, houve interação significativa (p<0,05) entre tratamento de fertilização e nematoide, dentro de cada tempo de avaliação (20, 40 e 60 dias) de forma que aos 20 e 40 dias as plantas não-inoculadas demonstraram os maiores valores de proteína em comparação com as plantas inoculadas diferindo
Ascorbato Peroxidase (APX)
(µmol AsA mg-1protein min-1)
Catalase (CAT)
(µmol H2O2 mg-1protein min-1) Tempo (Dias)
Nematoide 20 40 60 20 40 60
Inoculado 24,62 aB 24,33 aB 129,39 aA 70,57 aA 55,27 aB 60,31 aAB Não-inoculado 17,37 bB 16,38 bB 78,26 bA 57,64 aA 43,42 bAB 43,94 bAB
significativamente nos tratamentos FC e Bio 150% aos 20 dias (Tabela 4). As plantas de cana-de-açúcar mantiveram os níveis de proteína constante aos 60 dias, nos tratamentos não-inoculados e inoculados com M. incognita. Contudo, nos tratamentos não-inoculados e inoculados com nematoide, os níveis de proteína aumentaram ao longo do tempo de avaliação em todos os tratamentos de fertilização (Tabela 4).
Figura 2. Efeito dos tratamentos de fertilização nos valores médios da enzima catalase (CAT) em
folha de cana-de-açúcar variedade RB92579 em casa de vegetação, sob diferentes tratamentos de fertilização: FC: fertilizante solúvel convencional (FC 100% Dose Recomendada - DR); FC+Az: FC 100% (DR) + Azadiractina (AZAMAX®); FC + NE: FC 100% (DR) + Bacillus spp. (NEMIX®); FC + PO: FC 100% (DR) + Benfuracarbe (POTTENTE®); Bio 50%: Fertilizante biológico 50% DR (equivalente a 2,5 t ha-1); Bio 100%: Fertilizante biológico 100% DR (equivalente a 5 t ha-1); Bio 150%: Fertilizante
biológico 150% DR (equivalente a 7,5 t ha-1); Controle (20 t ha-1 de torta de filtro)
bc c ab a a a ab a
Tabela 4. Valores médios de proteína total em folha de cana-de-açúcar variedade
RB92579, sob efeito da interação entre tratamentos de fertilização e Meloidogyne incognita em casa de vegetação
Tempo (Dias) Tratamentos1 20 40 60 Inoculado Não- inoculado Inoculado Não- inoculado Inoculado Não- inoculado FC 1,73 abB 2,95 aA 3,22 aB 5,52 aA 4,37 aA 4,90 aA FC+Az 2,53 abA 2,95 aA 2,90 aA 3,80 bA 4,29 aA 4,22 aA FC+NE 1,78 abA 1,87 bA 2,87 aA 3,23 bA 4,21 aA 4,50 aA
FC+PO 2,12 abA 2,23 abA 3,32 aA 2,53 bA 4,68 aA 4,40 aA
Bio 50% 1,54 bA 2,04 bA 2,91 aA 2,76 bA 3,76 aA 4,53 aA
Bio 100% 1,69 bB 2,54 abA 3,00 aA 2,36 bA 4,23 aA 4,18 aA
Bio 150% 2,56 aA 1,70 bB 3,02 aA 4,23 abA 4,12 aA 4,51 aA
Controle 1,83 abA 1,58 bA 2,78 aB 4,33 abA 4,07 aA 3,84 aA
C.V. (%) 28,57 31,50 20,22
1 Tratamentos: FC: fertilizante solúvel convencional (FC 100% Dose Recomendada - DR); FC+Az: FC
100% (DR) + Azadiractina (AZAMAX®); FC + NE: FC 100% (DR) + Bacillus spp. (NEMIX®); FC + PO: FC 100% (DR) + Benfuracarbe (POTTENTE®); Bio 50%: Fertilizante biológico 50% DR (equivalente a 2,5 t ha-1); Bio 100%: Fertilizante biológico 100% DR (equivalente a 5 t ha-1); Bio 150%: Fertilizante
biológico 150% DR (equivalente a 7,5 t ha-1); Controle (20 t ha-1 de torta de filtro). Letras maiúsculas
iguais na linha (Nematoide) e minúsculas na coluna (Fertilizantes) dentro de cada tempo, não diferem significativamente pelo teste t (p<0,05)
4.4 Discussão
Os resultados do presente estudo demonstraram que os tratamentos com fertilizante biológico, proporcionou um maior peso fresco da raiz e suprimiu a infestação de M. incognita no sistema radicular em condições de casa de vegetação (Tabela 1). Os dados obtidos nas plantas inoculadas revelaram que os tratamentos com fertilizante biológico em todas as doses (Bio 50%, Bio 100% e Bio 150%), apresentou desempenho semelhante aos tratamentos com produtos comerciais (FC+NE e FC+PO) no controle do M. incognita na raiz. Outros tratamentos, FC+Az e Controle foram menos eficazes na redução da infestação de nematódeos na raiz.
Estes resultados complementam os de Castro, Flores e Uribe (2011) e Escudero et al. (2017) demonstrando que a adição de compostos orgânico e de quitosana no solo afetam a reprodução de nematoides e aumentam o crescimento e a produtividade das plantas. Serra, Silva e Ferreira (2008) estudando o efeito da quitosana no controle de M. incognita em cultivo orgânico de alface, observaram que
esse indutor foi eficiente na redução do fator de reprodução do patógeno. A adição de fertilizantes biológicos ao solo afeta a decomposição microbiana devido à liberação de vários compostos químicos que melhoram as propriedades químicas, biológicas e físicas além da qualidade do solo. Isso favorece a atividade rizosférica do solo e populações microbianas que, através de diferentes estratégias, como antibiose ou parasitismo, que podem prejudicar os agentes causadores de doenças das plantas, incluindo fungos, bactérias e nematoides (ASIF et al., 2017).
Diversos estudos relatam a eficácia do extrato de nim no controle de Meloidogyne spp. (OKA, 2010; MELO et al., 2012; YADAV; PATIL; KUMAR, 2018), que se atribui à presença de várias substâncias químicas como o azadiractina. Tais substâncias apresentam efeitos nematicidas, contudo, são apontadas também como elicitoras de resistência em plantas (SCHMUTTERER, 1995). A azadiractina, principal ingrediente ativo, tem sido estudada mais intensamente (NEVES; OLIVEIRA; NOGUEIRA, 2003). Chaves et al. (2012) avaliando alternativas para o manejo de fitonematoides em cana-de-açúcar, observaram que o extrato de nim foi eficiente quando usado em conjunto com aldicarbe e aldicarbe + torta de filtro, demonstrando que a combinação com nematicida foi mais efetiva na redução de populações de Meloidogyne spp. do que os tratamentos isoladamente.
Morgado et al. (2015), trabalharam no controle da população de M. incognita na cana-de-açúcar, submetida ao tratamento com antagonistas Bacillus subtilis, verificaram a redução da população parasitária em relação ao controle, mas não houve diminuição na população do parasita em o solo em quatro avaliações por 120 dias. O resultado confirma a eficácia da ação nematicida proporcionada pelo B. subtilis, descrito no controle do nematoide das galhas em tomateiro (ARAÚJO; MARCHESI, 2009). Estudos sugerem algumas indicações de mecanismos de controle fornecidos por B. subtilis sobre nematoides, que incluem a produção de metabólitos que reduzem a atração por exsudatos radiculares específicos do hospedeiro (ARAÚJO; SILVA; ARAÚJO, 2002); indução de resistência sistêmica mediada por bactérias no solo (ENEBAK; CAREY, 2000); produção de proteases que degradam a cutícula do nematoide e interferem no ciclo do parasita (LIAN et al., 2007), e que os nematoides e seus ovos podem servir como fonte de alimento para as bactérias (KHAN; KHAN; MOHIDE, 2005). Medeiros et al. (2009) e Pereira et al. (2016), ao estudarem rizobactérias do gênero Bacillus, para manejo de M. incognita, em meloeiro, relataram que a presença da bactéria afetou a reprodução do
nematoide, reduzindo o número de ovos por planta e a produção de galhas. Liu et al. (2012), verificaram que a associação com Bacillus spp. contribuiu para reduzir a reprodução de M. incognita representada pelo menor número de massas de ovos e de juvenis por grama de raiz em tomateiro.
Giraldeli et al. (2016) estudando a interação ocorrida entre herbicidas e nematicidas benfuracarbe e carbofuran no desenvolvimento inicial de três variedades de cana-de-açúcar, verificaram interação significativa para o herbicida sulfentrazone com os nematicidas benfuracarbe e carbofuran, causando sintomas mais leves de fitotoxicidade. Taira et al. (2017) avaliando a interação dos nematicidas com herbicida a durante o período de desenvolvimento inicial da cultura da cana-de-açúcar, relataram que o nematicida Benfuracarbe apresentou resultados superiores na redução da população de nematoides. Isto pode ser devido ao efeito direto do nematicida no nematoide e não ao efeito indireto através de alterações fisiológicas na planta hospedeira. No entanto, a presença de metabólitos tóxicos do nematicida em células vegetais pode ser a razão para o aumento do conteúdo de enzimas antioxidantes nas plantas (EL-BELTAGI et al., 2012).
A atividade nematicida da quitosana e seus derivados, não foi suficientemente estudada. Vários estudos sugeriram que a quitosana é eficaz no controle da população de nematoides patogênicos em plantas (HASSAN; CHANG, 2017; KALAIARASAN et al., 2006). A adição de quitosana no solo resulta em redução significativa na eclosão de ovos, na viabilidade de larvas e adultos das espécies de nematódeos patogênicos de plantas Meloidogyne arenaria (CHIRKOV, 2002), Meloidogyne incognita (KHALIL; BADAWY, 2012) e Meloidogyne javanica (EL- SAYED et al., 2015). A ação nematicida da quitosana depende a concentração e peso molecular de quitosana. Khalil e Badawy (2012), sugeriram que a quitosana com baixo peso molecular pode servir como um nematicida natural. Nunes da Silva et al. (2014), propuseram que a aplicação de todos os pesos moleculares de quitosana diminui a severidade da Bursaphelenchus xylophilus (nematoide do pinheiro). Berger et al. (2016) relataram que, o grupo amino na forma policatiônica em condições de pH baixo originam a atividade antimicrobiana da quitosana. Desse modo, esse biopolímero interage com as cargas negativas da membrana celular do fitonematoide e promove mudanças na permeabilidade da membrana plasmática, além da diminuição dos componentes intracelulares (YOUNES; RINAUDO, 2015).
Vale ressaltar, que no presente estudo ao aplicar os tratamentos com fertilizante biológico proporcionou condições ideais para esse processo.
A quitosana é uma substância biopesticida de ocorrência natural e ecologicamente correta que reduz as populações de nematódeos e nematoides das galhas nas várias culturas agrícolas e hortícolas. Asif et al, (2017) mostraram atividade nematostática e nematicida, avaliando o potencial da quitosana isolada e em combinação com vários resíduos agrícolas no manejo do nematoide Meloidogyne incognita. A quitosana apresenta algumas vantagens em relação a outros agentes de biocontrole, como seu potencial para controlar doenças de plantas, além de sua capacidade de induzir resistência nas plantas hospedeiras (YIN; ZHAO; DU, 2010) e aumentar a biodiversidade na rizosfera (PARK; CHANG, 2012).
As enzimas antioxidantes ascorbato peroxidase (APX) e a catalase (CAT), assim como (SOD), são responsáveis por eliminar o excesso de espécies reativas de oxigênio (EROs) em células vegetais. Nesse trabalho, em geral foram observados aumentos significativos na atividade da SOD, principalmente nos tratamentos Bio 150% ( I ), FC+Az ( I ) e FC+PO ( I ), um gerador de H2O2, que sugeriu a presença do radical superóxido (Figura 1). Esses picos de atividade enzimática, se justifica pela infecção ocasionada pelos fitonematoides, que desencadeiam uma série de sinais originando a Resistência Sistêmica Adquirida (RSA) na planta, o que não ocorre em plantas não-inoculadas.
Paralelamente, ocorreu a manutenção ou aumento das atividades de APX e CAT. Os resultados obtidos nesse estudo, podem ser correlacionados com a redução do fator de reprodução obtido nos tratamentos com fertilizante biológico (Tabela 1), o que explica o fato de que as plantas de cana-de-açúcar ao serem expostas ao agente indutor quitosana presente no fertilizante biológico, expressando o mecanismo de resistência sistêmica induzida (RSI), apresentando sistema de defesa contra o fitonematoide (ARYAL et al., 2011) através do aumento da atividade enzimática. Os dados obtidos, enfatizaram o papel dos fertilizantes biológicos na melhoria do desenvolvimento das plantas e indução de resistência contra o nematoide das galhas que resultou na proteção das plantas contra a infecção por nematoides, obtendo resultados similares aos do fertilizante solúvel em conjunto com nematicidas comerciais.
Avaliando a ativação da resistência de Meloidogyne incognita em cana-de- açúcar tratada com piraclostrobina, Chaves et al. (2016) relataram respostas semelhantes, onde aos 20 dias mostraram as maiores atividades nas plantas tratadas com uma combinação de piraclostrobina e carbofurano resultaram em aumentos nas atividades de APX e CAT, indicando uma resposta positiva ao estresse causado por nematoides parasitas de plantas.
É importante observar que a atividade de SOD está associada às atividades de APX e/ou CAT. A catalase e a ascorbato peroxidase desempenham um papel essencial na eliminação da toxicidade do H2O2, produto da dismutação de SOD que é desintoxicado por APX e CAT (MORAIS et al., 2018). A ação combinada de CAT e SOD converte o radical superóxido tóxico (O2-) e o peróxido de hidrogênio (H2O2) em água e oxigênio molecular (O2), evitando assim o dano celular sob infecção por nematoides (BARBOSA et al., 2014; SHARMA et al., 2012). O aumento ou a manutenção das atividades de APX e CAT indicam a importância dessas enzimas na desintoxicação de H2O2 e na proteção contra danos oxidativos (CIA et al., 2012).
O estudo de alternativas de controle biológico que proporcionam mais de um benefício para o desenvolvimento das plantas é importante (LI et al., 2015). Nesse sentido, a atividade dupla registrada para o fertilizante biológico testado em nosso estudo representa uma estratégia ecologicamente segura para melhorar o suprimento nutricional e o controle de nematoides parasitas de plantas, e poderiam ser integrados a práticas agrícolas sustentáveis.
4.5 Conclusão
Os estudos mostraram que o controle eficiente dos fitonematoides em cana- de-açúcar pode ser feito usando o fertilizante biológico, além de fornece evidências da indução de defesas naturais de plantas. A adição do fertilizante biológico em todas as proporções promoveu decréscimo no fator de reprodução do Meloidogyne incognita, reduzindo a população de nematoides no solo.
O fertilizante biológico aumentou a atividade das enzimas antioxidantes SOD, APX e CAT, resposta característica da ativação dos mecanismos de resistência, observada aos 20 e 60 dias após a inoculação com M. incognita em plantas de cana-de-açúcar. A atividade sincronizada de SOD, CAT e APX sugere proteção metabólica e pode indicar tolerância ao patógeno. Este método pode mitigar a
toxicidade e a natureza perigosa dos nematicidas químicos no ambiente. Contudo, outros estudos são necessários para afirmar os resultados em condições de campo, bem como caracterizar e identificar o envolvimento de substâncias químicas e populações microbianas benéficas. As interações entre os vários componentes e mecanismos sinérgicos envolvidos devem ser adequadamente compreendidas.
Referências
ABOUD, H. M.; FATTAH, F. A.; AL-HEETI, A. A.; SALEH, H. M. Efficiency of chitosan in inducing systemic acquired resistance against the root-knot nematode (Meloidogyne javanica (Treub) Chitwood) on tomato. Arab Journal of Plant
Protection, Beirut, v. 20, p. 93-98, 2002.
ARAÚJO, F. F.; MARCHESI, G. P. M. Aplicação de Bacillus subtilis no controle da meloidoginose em tomateiro. Ciência Rural, Santa Maria, v. 39, n. 5, p. 1558-1561, 2009. Disponível em: <http://dx.doi.org/10.1590/S0103-84782009000500039>. ARAÚJO F. F.; SILVA, J. F. V.; ARAÚJO, A. S. F. Influência de Bacillus subtilis na eclosão, orientação e infecção de Heterodera glycines em soja. Ciência Rural, Santa Maria, v. 32, n. 2, p. 197-202, 2002. Disponível em:
<http://dx.doi.org/10.1590/S0103-84782002000200003>.
ARYAL, S. K.; DAVIS, R. F.; STEVENSON, K. L.; TIMPER, P.; PINGSHENG, J. Meloidogyne incognita enzymes involved in systemic acquired resistance. Journal of Nematology, New Mexico, v. 43, p. 152-159, 2011.
ASIF, M.; AHMAD, F.; TARIQ, M.; KHAN, A.; ANSARI, T.; KHAN, F.; SIDDIQUI, A. M. Potential of chitosan alone and in combination with agricultural wastes against the root-knot nematode, Meloidogyne incognita infesting eggplant. Journal of Plant
Protection Research, Poznań, v. 15, n. 3, p. 288-295, 2017. Disponível em: <
http://dx.doi.org/10.1515/jppr-2017-0041>.
BARBOSA, M. R.; SILVA, M. M. A.; WILLADINO, L.; ULISSES, C.; CAMARA, T. Geração e desintoxicação enzimática de espécies reativas de Oxigênio em plantas.
Ciência Rural, Santa Maria, v. 44, p. 453-460, 2014. Disponível em:
<http://dx.doi.org/10.1590/S0103-84782014000300011>.
BARKER, K. R.; KOENNING, S. R. Developing sustainable systems for nematode management. Annual Review of Phytopathology, Palo Alto, v. 36, p. 165-205, 1998. Disponível em: <http://dx.doi.org/10.1146/annurev.phyto.36.1.165>.
BARROS, A. C. B.; MOURA, R. M.; PEDROSA, E. M. R. Estudo de interação variedade-nematicida em cana-de-açúcar em solo naturalmente infestado por Meloidogyne incognita, M. javanica e Pratylenchus zeae. Nematologia Brasileira, Piracicaba, v. 29, n. 1, p. 39-46, 2005.
BONETI, J. I. S.; FERRAZ, S. Modificação do método de Hussey e Barker para extração de ovos de Meloidogyne exigua de raízes de cafeeiro. Fitopatologia
Brasileira, Brasília, v. 6, n. 3, p. 553, 1981.
BRADFORD, M. M. A rapid and sensitive for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of proteindye binding. Analytical Biochemistry, New York, v.72, p.248-254, 1976.
BELTÃO, E. A.; MASCARENHAS, J. C.; MIRANDA, J. L. F.; SOUZA JUNIOR, L. C.; GALVÃO, M. J. T. G.; PEREIRA, S. N. Projeto cadastro de fontes de abastecimento por água subterrânea – Estado de Pernambuco: Diagnóstico do município de
Carpina. [s.1.] CPRM – Serviço Geológico do Brasil. Recife. 2005, p. 11.
BERGER, L. R. R.; STAMFORD, N. P.; WILADINO, L. G.; LARANJEIRA, D.; LIMA, M. A. B.; MALHEIROS, S. M. M.; OLIVEIRA, W. J.; STAMFORD, T. C. M. Cowpea resistance induced against Fusarium oxysporum f. sp. tracheiphilum by crustaceous chitosan and by biomass and chitosan obtained from Cunninghamella elegans.
Biological Control, Amsterdam, v. 92, p. 45-54, 2016. Disponível em:
<https://doi.org/10.1016/j.biocontrol.2015.09.006>.
BERGER, L. R. R.; STAMFORD, N. P.; SANTOS, C. E. R. S.; FREITAS, A. D. S.; FRANCO, L. O.; STAMFORD, T. C. M. Plant and soil characteristics affected by biofertilizers from rocks and organic matter inoculated with diazotrophic bacteria and fungi that produce chitosan. Journal of Soil Science and Plant Nutrition, Temuco, v.13, n. 3, p. 592-603, 2013. Disponível em: < http://dx.doi.org/10.4067/S0718- 95162013005000047>.
BHATT, I.; TRIPATHI, B. N. Plant peroxiredoxins: catalytic mechanisms, functional significance and future perspectives. Biotechnology Advances, Rehovot, v. 29, p. 850-859, 2011. Disponível em: <http://dx.doi.org/10.1016/j.biotechadv.2011.07.002>. CARDENAS-TRIVINO, G.; RODRIGUEZ-KABANA, R. Chitin and chitosan
derivatives as potential nematocides. In: Workshop on Chemical Interactions
between Organisms, Santiago, 12–17, 1989.
CASTRO, L.; FLORES, L.; URIBE, L. Efecto del vermicompost y quitina sobre el control de Meloidogyne incognita en tomate a nivel de invernadero. Agronomía
Costarricense, San Pedro de Montes de Oca, v. 35, n. 2, p. 21-32, 2011.
CHAVES, A.; PEDROSA, E. M. R.; GUIMARÃES, L. M. P.; MARANHÃO, S. R. V. L.; CARDOSO, M. S. O.; Management of plant parasitic nematodes on Sugarcane under tropical conditions. In: PRIYANKA, S.; TIWARI, A. K. (Org.). Sustainable Sugarcane Production. 1. ed. Oakville: Apple Academic Press, 2018. p. 271-286. CHAVES, A.; PEDROSA, E. M. R.; WILADINO, L. G.; CARDOSO, M. S. O. Activation of resistance to Meloidogyne incognita in sugarcane treated with pyraclostrobin. Nematoda, Piracicaba, v.3, n.1, p. 1-7. 2016. Disponível em: <http://dx.doi.org/10.4322/nematoda.00516>.
CHAVES, A.; PEDROSA, E. M. R.; COELHO, R. S. B.; GUIMARÃES, L. M. P.; MARANHÃO, S. R. V. L.; GAMA, M. A. S. Alternativas para o manejo integrado de fitonematoides em cana-de-açúcar. Revista Brasileira de Ciências Agrárias, Recife, v.7, n.1, p.73-80, 2012.
CHAVES, A.; MARANHÃO, R. V. L.; PEDROSA, E. M. R.; GUIMARÃES, L. M. P.; OLIVEIRA, M. K. R. Incidência de Meloidogyne spp. e Pratylenchus sp. em cana-de- açúcar no Estado de Pernambuco, Brasil. Nematologia Brasileira, Piracicaba, v.33, n. 4, p. 278-280, 2009.
CHAVES, A.; PEDROSA, E. M. R.; MELO, L. J. O. Efeito de carbofuran, torta de filtro e variedades sobre a densidade populacional de fitonematoides em áreas com mau desenvolvimento da cana-de-açúcar. Nematologia Brasileira, Piracicaba, v. 28, p. 101-103, 2004.
CHEN, L., JIANG, H., CHENG, Q., CHEN, J., WU, G., KUMAR, A., SUN, M., LIU, Z. Enhanced nematicidal potential of the chitinase pachi from Pseudomonas aeruginosa in association with Cry21Aa. Scientific Reports, Bethesda, v. 5, 1-11; 2015.
Disponível em: < https://doi.org/10.1038/srep14395>.
CHIRKOV, S. N. The antiviral activity of chitosan (review). Applied Biochemistry
and Microbiology, Moscow, v. 38, n. 1, p. 1-8, 2002. Disponível em: <
https://doi.org/10.1023/A:1013206517442>.
CHITTENDEN, C.; SINGH, T. In vitro evaluation of combination of Trichoderma harzianum and chitosan for the control of sapstain fungi. Biological Control, Amsterdam, v. 50, n. 3, p. 262-266, 2009. Disponível em:
<https://doi.org/10.1016/j.biocontrol.2009.04.015>.
CIA, M. C.; GUIMARÃES, A. C. R.; MEDICI, L. O.; CHABREGAS, S. M.; AZEVEDO, R. A. Antioxidant responses to water deficit by drought-tolerant and-sensitive
sugarcane varieties. Annals of Applied Biology, Newport, v.161, n. 3, p.313-324, 2012. Disponível em: <https://doi.org/10.1111/j.1744-7348.2012.00575.x>.
CONAB - Companhia Nacional de Abastecimento. Acompanhamento da safra
brasileira: cana-de-açúcar, safra 2017/2018, quarto levantamento, abril/2018.
Brasília, CONAB, 2018. v. 4, n. 4, 73 p. Disponível em: <http://www.conab.gov.br>. Acesso em: 10 ago. 2018.
CURTO, G.; LAZZERI, L.; DALLAVALLE, E.; SANTI, R.; MALAGUTI, L.
Effectiveness of crop rotation with Brassicaceae species for the management of the southern root-knot nematode Meloidogyne incognita. In: Abstracts of the second
international biofumigation symposium. Moscow, Idaho. 2006, p. 51.
DIAS, K. B.; SILVA, D. P.; FERREIRA, L. A.; FIDELIS, R. R.; COSTA, J. L.; SILVA, A. L. L.; SCHEIDT, G. N. Chitin and chitosan: Characteristics, uses and production current perspectives. Journal of Biotechnology and Biodiversity, Gurupi, v. 4, p. 184-191, 2013.
DINARDO-MIRANDA, L. L.; PIVETTA, J. P.; FRACASSO, J. V. Influência da época