Résistance acquise

A. baumannii a su s’adapter au cours du temps pour devenir une bactérie multi-résistance aux antibiotiques par sa grande capacité d’acquérir des mécanismes de résistance. En matière de résistance, elle a su utiliser une variété de mécanismes associant les mutations, acquisition de séquences d’insertion jouant le rôle de promoteur de gènes silencieux ou acquisition de gènes de résistance à partir d’espèces plus ou moins proches sous la forme de plasmides, transposons ou cassettes d’intégrons[105,172].

II.8.2.1. Éléments génétiques mobiles

Les espèces d’Acinetobacter ont tendance à développer rapidement une résistance aux antibiotiques. Ils sont intrinsèquement résistants à de nombreux antibiotiques et ont une grande capacité à acquérir de nouveaux mécanismes de résistance. Il y a plus de 25 ans, Fournier et al. (2006) ont démontré que les plasmides, les transposons et les intégrons d'A. baumannii sont généralement les principaux facteurs contribuant à l'acquisition et au transfert de ces mécanismes de résistance. La présence d'intégrons de classe I et de classe II chez A. baumannii a été considérablement liée à de multiples résistances aux antibiotiques et la propagation nosocomiale des isolats cliniques d'A. baumannii multirésistant dans le monde[173]. Un grand nombre d'isolats cliniques d'Acinetobacter ont des intégrons incorporés dans leur chromosome. La présence de ces éléments mobiles dans les souches épidémiques, est possible car la plupart des cassettes identifiées sont associées à la résistance aux antibiotiques. En effet, il a été suggéré que les intégrons contribuent de manière significative à la diffusion des gènes de résistance aux antibiotiques[174]. Chez A. baumannii, les éléments de séquences d'insertion (IS) agissent comme des puissants promoteurs de la production de bêta-lactamase et joue un rôle d’acquisition d'autres phénotypes résistants [173,174].

A. Les séquences d’insertion 1. Organisation

Les séquences d’insertion (IS) sont des éléments génétiques mobiles d’une taille inférieure à 2500 paires de base et dont la séquence code habituellement pour une transposase permettant leur excision-insertion. Elles sont présentes dans la majorité des génomes analysés et représentent 2 à 5 % de l’ADN génomique total. Ces éléments mobiles sont des fragments d’ADN qui sont insérés dans le génome d’un organisme hôte et qui ont la propriété de se déplacer d’un point à un autre du génome[175].

1. Les séquences inversées répétées (IR)

Les IS sont délimitées de part et d’autre de deux séquences inversées répétées (IR pour Inverted Repeat) de 10 à 40 pb. Elles sont indispensables pour la transposition. Les IRs comprennent deux domaines fonctionnels. Le premier, correspondant aux 2-3 dernières paires de bases de l’IR, est impliqué dans le clivage et dans la réaction de transfert de brins conduisant à la transposition de l’élément, et le second est impliqué dans la fixation de la transposase (Figure 9). Les IRs sont reconnues par la transposase et sont associées lors des évènements de transposition[175].

2. Les transposases

La transposase qui est codée par une ou deux phases ouvertes de lecture occupant la quasi-totalité de la séquence de l’IS, est indispensable à la mobilisation de la séquence d’insertion. Elle présente deux domaines fonctionnels, le premier jouant un rôle dans la liaison avec l’ADN et se situe dans le domaine N-terminal de la protéine et le deuxième ayant une activité catalytique et se situant dans le domaine C-terminal de la protéine. Sa séquence protéique présente une triade d’acides aminés acides qui est impliquée dans la réaction catalytique ; son rôle est lié à la coordination d’ions bivalents (en particulier Mg2+) impliqués dans de nombreuses réactions qui interviennent lors de la transposition. Cette triade, connue sous le nom de motif DDE, est fortement conservée au sein des nombreuses séquences d’IS[175].

3. Les séquences en répétition directe (DR)

Lors de leur insertion, de nombreuses IS engendrent une duplication du site d’insertion de part et d’autre de leur séquence, entraînant ainsi la formation de deux petites séquences en répétition directe (DR « Direct Repeat ») de 2 à 15 pb situées de part et d’autre de l’IS. Cette duplication d’une séquence de l’ADN hôte est le témoin indirect d’un évènement de transposition (Figure 9)[175].

B. Les transposons

1. Les transposons de classe I

Les transposons de classes I sont des transposons composites, encadrés par deux copies de la même IS. Lors de la transposition d’une IS, la transposase reconnaît soit ses deux IR soit son IR gauche et l’IR droite de la deuxième copie. Cela peut générer le déplacement des deux IS. Par conséquent, il peut y avoir une mobilisation de la séquence d’ADN incluse entre les deux IS. Cette séquence peut contenir des gènes de résistance[176–178].

2. Les transposons de classe II

Les transposons de classe II diffèrent, dans leur structure, par rapport aux transposons de classe I (Figure 5). Ces transposons n’ont pas deux copies d’une IS mais une séquence d’ADN incluse entre deux séquences répétées inversées. Cette séquence d’ADN peut contenir des gènes de résistance. Une transposase permet la mobilisation de cette séquence d’ADN située entre les IR[179].

Figure 5:Organisation d’un transposon de classe II : exemple du transposon Tn21. Les transposons de classe II sont formés d’une transposase et d’une séquence d’ADN plus ou

moins longue, situées entre deux IR. La transposase reconnaît les deux IR permettant la mobilisation. Les boîtes bleues représentent les IR gauche et droite de l’IS. Les gènes tnpA

et tnpR codant pour la transposase et la résolvase sont indiqués en rouge. Les flèches violettes représentent les gènes codant pour les protéines impliquées dans la résistance au

mercure.

3. Les intégrons de classe 1

Les intégrons de classe 1 sont les plus répandus dans les souches cliniques d’Acinetobacter spp. et constituent un véritable système de capture et d’expression de gènes. L’intégron en lui-même est une structure immobile. Ces intégrons sont constitués de deux régions conservées 5’-CS et 3’-CS (99% et 90% d’identité parmi les intégrons de classe 1, respectivement) situées de part

et d’autres d’une région variable au sein de laquelle viennent s’insérer les gènes cassettes (Figure 12). Ces gènes cassettes sont constitués généralement d’un gène unique, le plus souvent un gène de résistance aux antibiotiques et d’un site de recombinaison appelé attC ou élément de 59 pb (59-be). Les gènes cassettes peuvent être recrutés individuellement à partir d’un autre intégron ou bien déplacés au sein d’un même intégron par recombinaison spécifique de site. La région 5’ conservée (5’-CS) contient le gène intI codant une intégrase, le site adjacent attI, qui est reconnu par cette intégrase et agit comme site receveur de cassettes de gènes et des séquences promotrices Pant à partir duquel les gènes intégrés sont cotranscrits[180]. La région 3’-CS comprend 3 phases ouvertes de lecture : qacE∆1, confère la résistance aux antiseptiques ; sulI, confère la résistance aux sulfamides ; orf5, phase ouverte de lecture de fonction inconnue.

Figure 6:Structure générale d’un intégron de classe 1 et mouvement des gènes cassettes. L’intégrase Int1 catalyse l’intégration et l’excision des cassettes. L’intégration des gènes cassettes se fait par recombinaison homologue entre leur site attC et le site attI. Les régions conservées 5’-CS et 3’-CS

sont soulignées en noir[180].

II.8.2.2. Mécanisme de résistance génétique chez Acinetobacter

Acinetobacter spp. est un microorganisme qui est bien adapté à l'échange génétique et appartient à une classe unique de bactéries à Gram négatif appelé «bactéries naturellement transformables». Il possède une capacité remarquable d'acquisition de matériel génétique étranger, en particulier de gènes de résistance aux antibiotiques[174]. Les principaux types de transfert de gènes chez A. baumannii sont:

A. Transformation

En 1969, Juni et Janik (1969) ont découvert une souche d'Acinetobacter hyper transformable, c'est-à-dire une souche capable de recombiner cet ADN dans son génome provenant des cellules bactériennes lysées et ils ont désigné cette souche sous le nom « A. calcoaceticus ".

De plus, Juni et Janik (1969) ont montré que cette souche pouvait être transformée par des extraits d'ADN préparés à partir de 265 souches bactériennes appartenant à onze genres différents et que toutes ces souches étaient génétiquement proches à celles du genre Acinetobacter [181,182].

B. Conjugaison

La première description de la conjugaison a été rapportée en 1976 chez A. calcoaceticus. Le vecteur utilisé pour la conjugaison était le plasmide RP4 et il a été capable de transporter des gènes chromosomiques entre différents mutants d’A. calcoaceticus. Un transfert chromosomique par conjugaison a été également rapporté avec le plasmide pAV1 produit naturellement par Acinetobacter.

C. Transduction

Plusieurs bactériophages qui sont actifs contre des souches d'Acinetobacter ont été isolés. Bien que la plupart d'entre eux soient des phages lytiques, le phage tempéré P78 lysogénise sa souche hôte[182]. Néanmoins, ce phage est spécifique de sa souche hôte et ne peut pas être utilisé pour des études génétiques chez Acinetobacter spp.

II.8.2.3. Mécanisme biochimique de résistance bactérienne

II.8.2.3.1.Résistance acquise aux bêta-lactamines

Les mécanismes de résistance d'Acinetobacter spp. aux bêta-lactamines peuvent être regroupés en 2 catégories: les mécanismes enzymatiques et non-enzymatiques.

A. Mécanismes enzymatiques 1. Les ß-lactamase de classe A

Les ß-lactamases appartenant à la classe A de la classification d’Ambler ont été décrites chez les espèces d’Acinetobacter spp bien qu’elles semblent d’intérêt mineur au vu de leur faible prévalence[112].

a. Pénicillinases

Il s’agit principalement des enzymes tels que TEM1, TEM-2, CARB-4, CARB-5, CARB-14, SHV-1, SHV-56, SHV-71 et SCO-1. Ces enzymes confèrent la résistance aux pénicillines à large spectre (ticarcilline, pipéracilline) et sont inhibées par l’acide clavulanique et le tazobactam[172].

b. Bêta-lactamases à spectre étendu (BLSE)

L’acquisition de BLSE conférant une résistance à l’ensemble des bêta-lactamines à l’exception des carbapénèmes est un phénomène rare chez Acinetobacter. Elles sont habituellement d’origine plasmidiques et sont apparues dans les années 90. PER-1 a été la première enzyme de type BLSE décrite chez A. baumannii, en Belgique, et elle est devenue plus tard très répandue en Europe et en Asie[117]. Plusieurs variantes de cette enzyme telles que PER-2, PER-3 et PER-7, ont été par la suite rapportés en Amérique du sud, en Egypte et en France respectivement [183].

Les autres enzymes de type BLSE qui ont été détecté chez A. baumannii sont : VEB-1, VEB- 3, et VEB-7, GES-11, GES- 12, et GES-22. RTG-4 qui est une BLSE atypique ayant une activité carbénicillinase hydrolysant la céfépime, la cefpirome et la ceftazidime a été décrit par Potron et al.en 2009[184]. Enfin, les BLSE de type TEM, SHV et CTX-M fréquemment répandues chez les entérobactéries ont été rarement détectées chez A. baumannii[105,112].

c. Bêta-lactamases de classe A conférant la résistance aux carbapénèmes

Les différentes enzymes capables d’hydrolyser les carbapénèmases appartenant la classe A de Ambler ont été identifiées chez A. baumannii : enzymes GES-11 ou GES-14 [24-25]. Le gène blaGES-14 a été localisé sur un intégron de classe 1 porté par un plasmide transférable. Les

enzymes de type KPC (Klebsiella Pneumoniae Carbapenemase) qui comprennent plusieurs variantes (KPC-2, -3,-4,-10), sont plus rares chez Acinetobacter que chez les entérobactéries, en particulier K. pneumoniae et sont difficiles à détecter sur l’antibiogramme [26]. Elles sont inhibées par l’acide boronique qui est maintenant accessible aux laboratoires de routine sous forme de disque[105,112,172].

2. Les ß-lactamases de Classe B

Les enzymes de cette classe possèdent un ou deux atomes de zinc dans leur site actif et sont aussi dénommées métallo-ß-Lactamases (MBL). Les métallo-bêta-lactamases de la classe B ont la particularité d’inactiver l’ensemble des bêta-lactamines à l’exception de l’aztreonam. Ces enzymes sont zinc dépendantes et sont inhibées par les chélateurs de métaux comme l’EDTA mais elles ne sont pas inhibées par les inhibiteurs classiques des ß-lactamases tels que l’acide clavulanique et le tazobactam ou par la cloxacilline. De nombreux groupes de MBL ont été décrits à ce jour comme IMP, VIM, NDM, SPM, GIM, SIM, DIM, KHM, TMB, FIM et AIM[185].

L’IMP, ou Imipénème Metallo-ß-Lactamase, a été rapportée chez les isolats d’A. baumannii dans les différents pays du monde. Actuellement, il existe 9 variantes de cette enzyme qui ont été détectés dans les souches d’Acinetobacter spp, en Asie, en Europe, en Amérique du Sud et en Australie[105].

L’enzyme VIM ou Verona Imipenemase, a été décrite pour la première fois chez des souches d’A. pittii résistantes aux carbapénèmes isolées en Corée. Les enzymes de type VIM partagent moins de 40% d’identité des acides aminés avec les enzymes de type IMP. Plusieurs variantes de VIM ont été identifiés chez Acinetobacter spp en Europe et en Asie[105,112].

L’enzyme SIM-1 ou Seoul Imipenemase a été rapportée uniquement chez un isolat d’A. baumannii isolé à Seoul, Corée de Sud. L’identité entre les séquences d’acides aminés de SIM-1 et IMP varie entre 64 et 69%. Ce gène a également été rapporté par la suite chez une souche d’A. bereziniae en Corée de Sud [105,112,117].

L’enzyme GIM-1 a été rapporté uniquement chez A. pittii en Allemagne[186].

NDM-1 ou New-Delhi Metallo-ß-Lactamase a été identifié dans les souches d’A. baumannii pour la première fois en 2010 en Inde. Depuis, plusieurs études ont rapporté l’émergence des souches d’A. baumannii produisant NDM-1 dans plusieurs pays. Un variant, NDM-2, a été aussi identifié chez une souche d’A. baumannii isolée en Allemagne chez un patient rapatrié

d’Egypte, puis au Moyen-Orient. Ces gènes peuvent être plasmidiques ou chromosomiques, souvent associés au transposon de type Tn125 et ses dérivés[105,112,172].

3. Les ß-lactamases de Classe C

La résistance aux céphalosporines de troisième génération est liée à la surexpression de céphalosporinases chromosomiques est apparue vers la fin des années 80, peu de temps après l’introduction en thérapeutique de ces molécules. A. baumannii possède naturellement un gène qui code pour une céphalosporinase de type AmpC. Ce gène est souvent exprimé à faible niveau, ainsi la quantité produite de l’enzyme AmpC n’a pas d’impact sur l’activité des céphalosporines à spectre élargi. La présence d’une séquence d’insertion ISAba1 en amont du gène blaAmpC est à l’origine d’une surexpression du gène grâce au rôle de promoteur que joue cette séquence en s’insérant à quelques bases seulement du codon d’initiation du gène, ce qui confère la résistance aux céphalosporines à large spectre suite à l’hyperproduction de céphalosporinase [19]. Lorsque la céphalosporinase est surexprimée par ce système, la ceftazidime est inactivée, comme l’ensemble des céphalosporines de 3^ème génération. La ticarcilline est la pénicilline la plus stable vis-àvis de ce mécanisme de résistance. Plusieurs variantes de ces enzymes ont été identifiées chez les souches d’A. baumannii et sont ainsi nommés enzymes de type ADC. De façon remarquable, certains de ces variantes possèdent une activité contre les céphalosporines de 4eme génération d’où le nom ESAC pour Extended - Spectrum AmpC. Les céphalosporinases de type ADC ont aussi été décrites chez les Acinetobacter non baumannii y compris A. Pittii et A. nosocomialis[105,112,172].

4. Les ß-lactamases Classe D

Les ß-lactamases de classe D ou oxacillinases constituent le mécanisme le plus répandu de résistance aux bêta-lactamines chez les isolats d'A. baumannii. Ils peuvent conférer une résistance à tous les bêta-lactamines. Les principaux sous-groupes phylogénétiques de β-lactamases de type OXA chez A. baumannii sont: OXA-23, OXA-24, OXA-51, OXA-58, OXA-143 et OXA-235-like. Les ß-lactamases de classe D ou oxacillinases constituent un groupe hétérogène qui est capable d’hydrolyser aussi bien l’oxacilline et la cloxacilline que les benzylpénicillines, d’où le préfixe OXA. Ces enzymes ne sont pas inhibées par l’acide clavulanique ni les autres inhibiteurs. C’est parmi la classe D des oxacillinases que l’on trouve le nombre le plus important d’enzymes impliquées dans la résistance aux carbapénèmes chez A. baumannii. Les oxacillinases peuvent conférer une résistance à toutes les bêta-lactamines. Les gènes codant ces enzymes sont connus pour résider sur le chromosome d’Acinetobacter

spp. mais ils peuvent être associé à des plasmides, des intégrons de classe 1 ou à des séquences d’insertion[112].

OXA-23 (ARI-1) est la première oxacillinase qui a été observée chez une souche d’A. baumannii résistante à l’imipénème en Ecosse en 1993 et a diffusé dans le monde entier. Actuellement, plusieurs variantes d’OXA-23 codés par des gènes chromosomiques ou plasmidiques ont été rapportés, et sont généralement associés à des transposons de type Tn2006, Tn2007 et Tn2008 ou des séquences d’insertion ISAbaI. Le gène blaOXA-23 a été retrouvé dans 51,8 à 100%, 95% et 50-100% des souches isolées en Europe, en Asie et en Afrique respectivement[31–35,187,188].

Le second groupe d’oxacillinase identifié chez A. baumannii est l’OXA-24/40-like. Ce gène a été identifié pour la première fois chez des souches d’A. baumannii résistantes aux carbapénèmes isolées en Espagne en 2000.Ce gène est souvent retrouvé au niveau de chromosome ou de plasmide. Le taux de blaOX-24 variait de 0 à 7,4 % en Europe, de 0 à 21,2% en Afrique et il est de 11,5% dans les pays d’Asie-pacifique[31–35,187,188].

A. baumannii possède naturellement un gène qui code pour une enzyme de classe D, appelée OXA-51. Cette enzyme a une faible activité carbapénèmase et le gène correspondant ne s’exprime pas chez la plupart des isolats. Cependant, la présence de la séquence d’insertion ISAba1 en amont du gène confère une sensibilité réduite aux carbapénèmes. Plusieurs variantes d’OXA-51 ont été répertoriés, ce qui reflète le niveau de l’évolution de ce gène, probablement en réponse à une pression sélective liée à l’utilisation des antibiotiques [105].

Le 3eme groupe d’oxacillinase correspond à l’OXA-58-like qui a été décrit pour la première fois en France en 2005, à partir d’une souche d’A. baumannii résistante aux carbapénèmes. Par la suite, cette enzyme a diffusé largement dans d’autres pays, mais également chez d’autres espèces d’Acinetobacter, notamment en Asie. L’oxacillinase OXA-58 est codée par un gène de localisation plasmidique associé à des séquences d’insertion (ISAba1, ISAba2, ISAba3, IS18). Des variantes de cette enzyme telles que l’OXA-96 et l’OXA97, dérivent d’une mutation ponctuelle au niveau du gène l’OXA-58 et possèdent les mêmes propriétés hydrolytiques, ont été décrites à Singapore et en Tunisie [105].

L’OXA-143 like est le 4ème groupe des oxacillinase qui a été rapporté. Il a initialement été décrit chez une souche d’A. baumannii résistante à l’imipénème et isolée en 2004 au Brésil. Il est porté sur un plasmide de 30 kb et n’est pas associé avec des séquences d’insertion ou encore des intégrons. Cette enzyme partage 88% des acides aminés avec l’OXA-24, 63% avec

l’OXA23 et 52% avec l’OXA-58. En 2014, un variant de l’OXA-143, appelé OXA-253, codé par un gène plasmidique a été détecté au Brésil, chez une souche clinique d’A. baumannii. OXA-182 (codé par un gène plasmidique) et OXA-255 (codé par un gène chromosomique) sont deux autres variantes de ce groupe qui ont été détectés chez A. nosocomialis et A. pittii en Corée et aux Etats-Unis respectivement [112].

Un dernier groupe d’oxacillinases, nommé l’OXA-235-like, a été décrit en 2013 à partir des souches isolées aux Etats-Unis et au Mexique. Les séquences d’acides aminés déduites partageaient 54 à 57% d’identité avec OXA-23, OXA-24, OXA-58 et OXA-143, et 56% avec OXA-51. Ce groupe comprend trois variantes (OXA-235, OXA-236, OXA-237) dont les gènes sont présents sur le chromosome ou sur un plasmide, encadrés par deux copies de l’ISAba1 [112].

OXA-21 a été aussi identifié chez A. baumannii, mais elle n’hydrolyse ni les C3G, ni les carbapénèmes. Les autres gènes OXA qui n’ont aucun un effet sur les carbapénèmes ni sur d’autres antibiotiques ont été aussi retrouvés chez d’autres espèces d’Acinetobacter [189].

B. Mécanismes non enzymatiques

Les mécanismes de résistance non enzymatiques chez A. baumannii sont moins fréquents .Parmi ces mécanismes, on cite, la perte ou la modification des porines, les systèmes efflux et la modification des protéines liant les pénicillines (PLP)[105].

1. Diminution de la perméabilité membranaire par perte de porine :

La modification de la perméabilité membranaire d’A. baumannii due à la perte de la protéine membranaire externe appelée OMPs (the outer membrane protein) ou CarO (protéine de la membrane externe associée au carbapénème) peut conduire à une résistance au carbapénème. La perte de CarO a été détectée dans 64,2% des souches d'A. baumannii isolées en Chine orientale[190].

Une étude française réalisée en 2011 a montré l'existence de deux grands domaines variables de CarO: CarOa et CarOb. Les canaux Caro sont spécifiques de l'imipénème, mais aucun site de liaison spécifique vers le méropénème n'a été identifié dans cette porine, suggérant la possibilité d'implication d'une autre protéine membranaire. Le canal CarOb s'est révélé plus spécifique à l'imipénème que le canal CarOa[191].

Ainsi, la perte de la protéine de membrane externe (OMP) CarO (29 kDa), secondaire à