Lorsque les cellules eucaryotes subissent un stress intense, les protéines non ou mal repliées ont tendance à s’accumuler et provoquent la réponse UPR pouvant se décomposer en trois phénomènes : l’induction de la transcription de gènes codant pour des protéines de repliement, le ralentissement de la traduction de nouvelles protéines et une augmentation de la dégradation des protéines mal repliées (Mori, 2000). Si le stress est vraiment trop important, la cellule déclenche alors l’activation de signaux additionnels induisant la mort cellulaire (Treiman, 2002). Il existe des moyens pharmacologiques provoquant expérimentalement la réponse UPR, par inhibition de la N-glycosylation avec la tunicamycine, ou par diminution brutale des stocks calciques du réticulum endoplasmique (Rao et al., 2004; Treiman, 2002) avec la thapsigargine (Treiman et al., 1998), par exemple.
La protéine Bip ou Grp 78 est un acteur crucial; elle n’intervient pas que dans le contrôle des protéines non glycosylées ; c’est une chaperonne qui régule la réponse UPR en activant trois protéines : Ire1, PERK et ATF6 en réponse au stress (Rutkowski and Kaufman, 2004). En conditions normales, BiP se lie à ces trois protéines afin de les maintenir dans le RE. Sous stress, elle se libère, ce qui active les trois protéines en leur permettant de jouer un rôle aussi bien dans l’induction de la transcription que dans le ralentissement de la néo-synthèse de protéines (Bertolotti et al., 2000).
a. Induction de la transcription
Au moment du stress, la transcription de gènes codant pour des chaperonnes et des enzymes favorisant le repliement des protéines est induite, augmentant ainsi la capacité d’aide au repliement dans le RE. Les acteurs clefs de cette étape sont des protéines transmembranaires, Ire1αααα (Inositol requiring enzyme 1) et Ire1ββββ (celle-ci exprimée seulement dans l’intestin), les détecteurs des protéines mal repliées (Mori, 2000). Ces protéines sont composées de domaines N-terminaux situés dans la lumière du RE tandis que les domaines serine/ thréonine kinase et endoribonucléase sont du côté cytoplasmique. Lorsque des protéines incorrectement repliées sont présentes dans le réticulum endoplasmique, elles sont reconnues et le chaperon BiP se dissocie des protéines Ire1. Les protéines Ire1 libérées peuvent s’oligomériser, ce qui stimule leur activité kinase et conduit à leur autophosphorylation. Ceci stimule leur activité endoribonucléase qui clive alors l’ARNm de la X-box binding protein XBP-1 non épissé (Iwawaki et al., 2004). Le nouvel ARNm XBP-1 épissé est traduit en un facteur de transcription pXBP-1 capable d’activer la transcription des gènes cibles de l’UPR par liaison à des éléments de réponse au stress du RE.
Un participant complémentaire aux Ire1 a été identifié plus récemment: la protéine ATF6 (Mori, 2000). En cas d’accumulation de protéines mal repliées, Grp78 est dissociée d’ATF6 ce qui permet le transport de celle-ci vers le Golgi (Rutkowski and Kaufman, 2004). Deux protéases SP1 et SP2 libèrent alors la partie N-terminale contenant un motif bZip situé du côté cytoplasmique qui migre au noyau et induit ainsi l’activation des gènes de transcription de chaperonnes du RE (Mori, 2000).
b. Diminution de la traduction
Lors du stress, la prise en charge de protéines néo-synthétisées n’est plus aussi efficace et la cellule ralentit donc la synthèse de protéines. Ceci est possible grâce à PERK (Protein kinase- like ER kinase), protéine kinase transmembranaire située dans le RE (Rutkowski and Kaufman, 2004). La similitude du domaine situé dans le RE avec celui des IRE suggère un système détecteur voisin leur permettant d’agir concomitamment suite à un stress du RE. En conditions normales, la liaison de la protéine chaperonne Grp78 au domaine de PERK se situant dans la lumière du RE le maintient inactif. Sous stress, le complexe PERK/Grp78 se
clefs du dimère (Bertolotti et al., 2000). Les kinases de PERK ainsi activées phosphorylent le facteur d’initiation de la traduction eIF2-αααα (Eukaryotic translation initiation factor 2), ce qui empêche l’association des ARNm avec les sous unités ribosomales 60S et 40S et qui conduit à l’inhibition de la traduction (Rutkowski and Kaufman, 2004). En absence de PERK, la cellule est incapable de déclencher la réponse UPR et devient donc très sensible au stress du RE.
Très récemment ont été mis en évidence des effets régulateurs antagonistes du cadmium sur la réponse UPR. Des expériences menées sur des tubules de rat ont montré que le cadmium induisait la phosphorylation de PERK et donc de eIF2-αααα ce qui conduit à une protection contre l’apoptose (Yokouchi et al., 2007); cependant, le cadmium active également ATF6 ainsi que IRE1 ce qui provoque l’effet opposé à savoir l’induction de l’apoptose (Yokouchi et al., 2007). Cet exemple illustre parfaitement la capacité du cadmium à induire des phénomènes de phosphorylation par des mécanismes encore mal connus ainsi que le rôle dual du métal.
c. Dégradation
Les protéines mal repliées sont déplacées du RE vers le cytoplasme où elles sont ubiquitinylées puis dégradées par le protéasome. Ce processus de dégradation est appelé ERAD (ER associated protein degradation) et requiert préalablement que la réponse UPR soit fonctionnelle, ceci pour éviter la saturation totale du RE (Meusser et al., 2005). La liaison entre le carboxylate C-terminal de l’ubiquitine (G76) et le groupe ε-amino d’un résidu lysine du substrat sert de signal à de nombreux processus biologiques, comme les interactions protéine-protéine, l’adressage ou la protéolyse (Pines and Lindon, 2005). La dégradation de la protéine cible en peptides est possible grâce à une série d’enzymes spécifiques qui permettent l’activation de l’ubiquitine (E1) qui forme un thioester avec l’acide carboxylique de G76, activant ainsi sa partie N-terminale pour une attaque nucléophile. Le substrat est ensuite transféré à une deuxième enzyme conjuguant l’ubiquitine (E2) où l’ubiquitine activée est fixée sur le substrat grâce à une ligase (E3). La chaîne poly-ubiquitine qui marque la protéine cible à dégrader se lie spécifiquement au protéasome 26S. Celui-ci dégrade ensuite la protéine, recyclant l’ubiquitine. Le protéasome 26S est constitué d’une fraction de coeur (CP) et de deux parties régulatrices (RP). Le CP ou Core Particule 20S est
le cœur catalytique siège de la protéolyse et le RP ou Regulatory Particule 19S possède plusieurs sous unités reconnaissant l’ubiquitine.
La lactacystine, produit par certaines bactéries du genre Streptomyces, se lie à certaines sous-unités du protéasome 20S et inhibe l’activité protéolytique du protéasome, (Fenteany and Schreiber, 1998). Ce composé est spécifique de cette voie de dégradation puisqu’il n’inhibe pas les voies de dégradation lysosomale de la cellule.
Les aldéhydes peptidiques comme le MG132 sont également couramment utilisés comme inhibiteurs du protéasome. Ce sont des analogues de substrats et des inhibiteurs réversibles de l’activité de type chymotrypsine du protéasome. Ce composé inhibe également certaines cystéines protéases lysosomales ainsi que les calpaïnes (Lee and Goldberg, 1998).
d. Influence du cadmium sur la voie ubiquitine-protéaome
Le cadmium peut induire des modifications de protéines conduisant à une protéolyse exacerbée comme dans le cas de Sp-1 (Watkin et al., 2003). Les modifications de type oxydatif dues à un stress oxydant déclenché par le cadmium sont également possibles (III-2 c). Cela conduit à la perturbation du statut redox de la cellule. Les protéines sensibles à ce type de stress sont alors dégradées ultérieurement par le système ubiquitine-protéasome. Ainsi, l’incubation de tubules proximaux de rat avec 5 µM de cadmium (Thevenod and Friedmann, 1999) provoque une augmentation du taux de protéines ubiquitinylées. De plus, l’incubation de diverses lignées cellulaires humaines en présence de cadmium provoque l’augmentation de l’ubiquitinylation de eIF4AE, un facteur d’initiation de la traduction chez les eucaryotes, conduisant à une forte diminution de la quantité de protéines (Othumpangat et al., 2005). Cela se produit par une diminution de la stabilité de la protéine. Enfin, le cadmium déclenche la dégradation accrue de Hif-1αααα via le protéasome en condition d’hypoxie (Chun et al., 2000). L’inhibition de Hif-1 (III.2 d) qui en résulte, supprime l’expression des gènes induits par l’hypoxie comme l’érythropoïétine.
Outre les modifications, le cadmium diminue la solubilité de certaines protéines comme celle d'une protéine impliquée dans l’homéostasie du fer : IRP1 (Iron Regulatory Protein1) (Martelli, 2004).