Régulation O 2 indépendante

Figure 28. Régulation de HIF-1α dépendante d’O2. En normoxie, HIF-1α est rapidement dégradé par le protéasome après avoir été ubiquitinylé par pVHL. Ce dernier reconnaît HIF-1α après son hydroxylation sur les prolines P403 et P564 par les PHD. En hypoxie, HIF-1α est stable et transloqué dans le noyau où il se dimérise avec HIF-1β. Le complexe ainsi formé recrute les cofacteurs tels que p300/CBP et conduit à l’activation des gènes cibles en se fixant sur les HRE de ces derniers.

3.2. Régulation O

indépendante

Un faisceau d’argument montre actuellement que l'activation de HIF-1 n'est pas un processus «tout ou rien» limité aux conditions hypoxiques. L’expression de l’ARNm et la synthèse de HIF-1α ainsi que son activité transcriptionnelle sont également régulées en présence d’oxygène par divers mécanismes tels que l’acétylation, la phosphorylation, la SUMOylation et la S-nitrosation (Figure 29).

3.2.1. Acétylation

L’acétylation des histones est largement liée à l'activation transcriptionnelle et la désacétylation à la répression de la transcription (Carrozza et al., 2003 ; Kouzarides, 2000). En plus de la modification des histones, un grand nombre de protéines sont connues pour être acétylées (par exemple : p53, p73 et c-Myb). Le résidu lysine 532 (Lys532) situé dans le domaine ODD de HIF-1α est acétylé par une acétyltransférase nommé ARD-1 (ARrest

Defective-1 protein) (Jeong et al., 2002). L'acétylation de la Lys532 favorise l'interaction de HIF-1α avec pVHL et déstabilise ainsi HIF-1. La mutation de cette lysine conduit à une stabilité accrue de HIF-1α (Tanimoto et al., 2000). En outre, le maintien ou l'augmentation artificielle de l'état acétylé de HIF-1α par l'acide butyrique (un inhibiteur globale de désacétylases) provoque une diminution de la protéine HIF-1α (Kim et al., 2001). Etant donné que l'activité des acétyltransférases n'est pas influencée par l'oxygène, l’ARD1 est donc capable d’acétyler HIF-1α en normoxie et en hypoxie. L’expression de l’ARNm et de la protéine ARD-1 diminue au cours de l’hypoxie, ce qui provoque moins d’acétylation de HIF-1α qu’en normoxie (Jeong et al., 2002).

3.2.2. Phosphorylation

La phosphorylation est cruciale dans le contrôle de l’activité des protéines. La phosphorylation directe de HIF-1 a été observée aussi bien en hypoxie qu’en normoxie. L'activation des voies PI3K et P42/P44 MAPK est suivie par la synthèse protéique de HIF-1α et le renforcement de son activité transcriptionnelle (Bernardi et al., 2006 ; Richard et al., 1999). Il a été démontré que les kinases p38 et p42/44 sont capables de phosphoryler HIF-1α

in vitro ainsi que in vivo (Middleton et al., 2000 ; Theodoropoulos et al., 2004). La phosphorylation de HIF mène à son activation et finalement à la transcription des gènes cibles tels l'érythropoïétine et VEGF et son inhibition par des inhibiteurs de p38 et p42/44 bloque, au

contraire, leur expression (Triantafyllou et al., 2007). La transfection des formes actives de p42/44 kinase stimule l'activité transcriptionnelle de HIF-1α mais elle n’affecte pas sa stabilité. La surexpression de HIF-1α par la voie ERK 1/2 est observée en hypoxie (Minet et

al., 2001). À l'inverse, la surexpression de p38 kinase en aval des kinases MKK3 et MKK6 (en hypoxie ou en normoxie) conduit à la stabilisation de HIF-1α (Kietzmann et al., 2003).

Plusieurs études ont montré que les UV combinés à l'hypoxie peuvent activer la cascade de signalisation MAPK incluant les voies ERK, p38 MAPK et JNK (Kietzmann et Gorlach, 2005 ; Michiels et al., 2002 ; Bode et Dong, 2003 ; Gerald et al., 2004). Rezvani et collaborateurs (2007) ont montré que l’inhibition des voies p38 MAPK et JNK dans les kératinocytes avant l’irradiation UVB empêche la surexpression de HIF-1α dans ses formes phosphorylée et non phoshorylée. Dans cette étude, les kératinocytes non irradiés et traités avec des inhibiteurs de p38 ou de JNK possèdent une quantité plus faible de HIF-1α phosphorylé en comparaison avec des cellules non traitées. Ces résultats suggèrent que les deux kinases sont aussi impliquées dans la phosphorylation de HIF-1α. Le rôle clé des ROS dans la stabilisation de HIF-1α, grâce à l'activation des MAPK en hypoxie (Bell et al., 2005 ; Kwon et al., 2005) ou en normoxie (Kietzmann et Gorlach, 2005 ; Michiels et al., 2002 ; Semenza, 1999 ; Gerald et al., 2004), a également été démontré. D’autres données prouvent que les UVB stimulent les voies JNK, p38 et ERK (Bode et Dong, 2003) et que les ROS induits par les UVB sont impliquées dans l'activation de voies de MAPK (Assefa et al., 2005). Ces résultats sont confirmés par Rezvani et collaborateurs (2007). En effet, l'activation des ROS par des JNK et p38 MAPK après l’irradiation UVB est importante pour la phosphorylation et l'accumulation de HIF-1α (Figure 31).

3.2.3. SUMOylation

La SUMOylation est une modification post-traductionnelle qui consiste à ajouter la protéine SUMO (small ubiquitin-related modifier) à des protéines cibles. La cascade enzymatique de la SUMOylation, similaire à celle de l'ubiquitination, conduit à la fixation du groupement SUMO à des résidus lysine. L'effet de la SUMOylation sur la fonction HIF-1α est encore controversé. Une étude a montré que la SUMOylation renforce la stabilité de HIF-1α ainsi que l’augmentation de son activité transcriptionnelle (Bae et al., 2004). Une autre étude confirmant cette théorie a montré que la protéine identifiée récemment RSUME

SUMOylation de HIF-1α aboutissant à sa stabilisation et favorisant ainsi son activité transcriptionnelle (Carbia-Nagashima et al., 2007). Une étude utilisant une approche siRNA contredit les deux précédentes en démontrant que la SUMOylation de HIF-1α ne modifie pas sa stabilité mais aboutit à une diminution de son activité transcriptionnelle (Berta et al., 2007).

3.2.4. S-nitrosation

La S-nitrosation a également été décrite comme un mécanisme régulant HIF-1α. La nitrosation de Cys800 par le NO (exogène et endogène) stimule l’interaction entre HIF-1α et la protéine p300 ce qui induit l’augmentation de son activité transcriptionnelle (Sumbayev et

al., 2003 ; Yasinska et Sumbayev, 2003). D'autre part, une autre étude suggère que le NO inhibe l'accumulation de HIF-1α dans les conditions hypoxiques (Kozhukhar et al., 2006). Cet effet peut être expliqué par différents mécanismes : la redistribution de l'oxygène intracellulaire qui est important pour la fonction des PHD et l’augmentation de la concentration de 2-oxoglutarate et du fer cytosolique (Sumbayev et Yasinska, 2006).

L’expression de l’ARNm, la synthèse protéique et l’activité transcriptionnelle de HIF-1α sont également induites en normoxie par divers stimuli comme des facteurs de croissance (PDGF, EGF, HGF), des oncogènes (v-Src, RasV12, Her2/neu, Akt) et des facteurs d'inflammation (IL-1β, TNF-α, NO) (Metzen et Ratcliffe, 2004). Ces facteurs induisent la liaison à l'ADN et l’expression de HIF-1α, et par conséquent l’expression des gènes cibles en normoxie ou en hypoxie.

Les gènes suppresseurs de tumeur tels que p53 et PTEN (un antagoniste de PI-3K) influencent les niveaux d’expression et les fonctions de HIF-1α. En hypoxie, la p53 est impliquée dans l'inhibition de l'activité de HIF-1α (Perkins et al., 1996) et l’induction des inhibiteurs de l'angiogenèse comme la thrombospondine-1 (Dameron et al., 1994). La perte de p53 quant à elle, peut induire une accumulation de HIF-1α en hypoxie et augmenter l'expression des ces gènes cibles (par exemple, VEGF) (Bouvet et al., 1998). Le mécanisme par lequel p53 affecte l’activité transactivatrice de HIF-1α est la compétition pour p300 (Schmid et al., 2004).

Figure 29. Modifications post-traductionnelles de HIF-1α. L’hydroxylation par PHD (prolyl hydroxylase) et aussi l’acétylation par ARD-1 (ARrest Defective-1 protein) aboutissent à l’augmentation de l’interaction entre HIF-1α et pVHL et par conséquent entraînent l’ubiquitination et la dégradation de HIF-1α. L’activité transactivatrice de HIF-1α est réduite via hydroxylation par FIH-1 (Factor Inhibiting HIF-1) mais aussi via la SUMOylation. L’activité transactivatrice de HIF-1α est augmentée via la phosphorylation par les MAPK (Mitogen Activated Protein Kinase) mais aussi via la S-nitrosation par NO. C : Cyctéine, L : Lysine, N : Asparagine, P : proline, S : Sérine, T : Thréonine, Ty : Tyrosine.

La perte de la fonction de PTEN aboutit à une augmentation de l'expression des gènes cibles de HIF-1α (Zundel et al., 2000) tandis que la restauration de PTEN peut inhiber l'expression de HIF-1α (Jiang et al., 2001). D'autres protéines sont connues pour affecter la stabilité de HIF-1α. L’oncogène E3 ligase MDM2 (Murine Double Minute 2) est impliqué dans l'ubiquitination de HIF-1α en mode p53-dépendante (Treins et al., 2002). Par ailleurs, l’augmentation de l’expression de HIF-1α en normoxie serait également dépendante de la production des ROS (Kietzmann et Gorlach, 2005). L’induction de HIF-1α en réponse à la stimulation des cellules par les facteurs de croissance en conditions de normoxie est différente de celle dépendante de l’hypoxie par deux aspects (Semenza, 2003) :

1- L’hypoxie induit l’augmentation de HIF-1α dans toutes les cellules alors que les facteurs de croissances stimulent HIF-1α en fonction du type cellulaire,

2- L’augmentation de HIF-1α en hypoxie est due à la stabilisation de la protéine et à la diminution de sa dégradation alors que la régulation de HIF-1α suite à la stimulation par les facteurs de croissance se fait au niveau de l’expression de l’ARNm.