a- Transcription
A ce jour, peu de FTs ont été identifiés dans la modulation de l’activité de CXCL12. Les facteurs induits par l’hypoxie (HIF-1a, HIF-2), Nf-!b, Slug et YY1 sont des FT régulant positivement l’expression de CXCL12. A l’inverse, PARP1 régule négativement
l’expression transcriptionnelle de CXCL12 (Markovic et al., 2013; Piva et al., 2011).
Enfin, la base de données GeneCard (http://www.genecards.org) indique la présence de
sites possibles de promotion du gène pour CREB, STAT1, dCREB et STAT5A. b- Interaction avec les GAGs
Comme d’autres CK, CXCL12 est capable de s’associer aux GAGs à la surface des cellules productrices ou composants de la MEC. Les résidus Arg, Lys et His représentent 21% de la séquence de CXCL12, ce qui lui confère une forte polarité positive et un caractère basique permettant une forte association aux GAGs. De plus, 3 AA (Lys24-His25-Lys27) dans le feuillet !1 permet la fixation aux HS via un motif canonique BBXB. Quant au domaine C-terminal, il possède un motif de liaison à l’heparine (His25-Lys27-Arg41) et est fortement impliqué dans l’interaction avec les composants de la MEC (Murphy et al., 2007). D’autre part, la présentation de CXCL12 par la laminine ou la fibronectine potentialise l’attraction des CSH (Peled et al., 2000; Savino et al., 2002). In vivo, la formation de gradients par ces interactions semble cruciale pour le maintien et le recrutement des cellules exprimant CXCR4 dans les sites cibles (Rueda et al., 2012). Le domaine N-terminal reste néanmoins toujours libre pour sa fixation à CXCR4 via le motif RFFESH (Arg/Phe/Phe/Glu/Ser/His) (Crump et al., 1997) et est accessible aux protéases (Sadir et al., 2001) et à un second site de fixation à l’héparine (His17-Val18-Ala19) (Santiago et al., 2006). Enfin, la fixation de CXCL12 aux GAGs favorise sa présentation sous forme homodimérique, modulant ainsi ses actions biologiques (Drury et al., 2011; Fermas et al., 2008; Ziarek et al., 2013).
c- Clivage protéolytique
La demi-vie de CXCL12 plasmatique est faible (1 min), suggérant une régulation par protéolyse (Lambeir et al., 2001). La cathepsine G, produite par les PNN et monocytes, clive les 5 AA N-terminaux de CXCL12. Ce processus inactive CXCL12 et régule son activité in vivo (Delgado et al., 2001). CD26 est aussi capable de cliver le motif N-terminal Lys1-Pro2, qui diminue fortement l’affinité de CXCL12 pour CXCR4 et ses activités chimiotactiques et antivirales. (Shioda et al., 1998). Il a été rapporté la capacité de CD26 à co-internaliser avec CXCR4, suggérant que CXCR4/CD26 forme une unité fonctionnelle (Herrera et al., 2001). L’hémoplexine C, une métalloprotéase matricielle
clive, à l’instar de la cathepsine G, les 4 premiers AA de CXCL12. Enfin, l’élastase, une Ser protéinase produite par les PNN et surexprimée en réponse au G-CSF, clive le motif Lys1-Pro2-Val3 de CXCL12, neutralisant l’activité de CXCL12 et ayant pour effet la mobilisation des leucocytes et des CSH dans le sang. (Petit et al., 2002; Valenzuela-Fernandez et al., 2002). Ces activités protéolytiques permettent donc une inactivation rapide de la présence de CXCL12 extracellulaire, facilitant un échappement prompt à son pouvoir chimioattracteur et à une mobilisation véloce des cellules exprimant CXCR4.
d- Régulation par les récepteurs atypiques
Le dernier mode de régulation de la disponibilité de CXCL12 pour CXCR4 se fait par la mise en compétition pour la fixation du ligand. En 2005, un récepteur orphelin, RDC-1, a été identifié comme capable de fixer CXCL12 avec une affinité 10 fois supérieure à CXCR4. Il a de même été montré qu’il signalisait de façon indépendante des protéines G après fixation de CXCL12 (Balabanian et al., 2005a). Ce récepteur, entré dans la classification des RCK sous l’acronyme CXCR7, montre la capacité à fixer le CXCL12 extracellulaire et à l’internaliser pour le mener vers la voie de la dégradation. Cette action de « leurre » (decoy) permet de diminuer la concentration de CXCL12 accessible par CXCR4, notamment par la cellule exprimant CXCR4 et ainsi, soit de moduler les réponses cellulaires induites par CXCR4 (effet « seuil »), soit de favoriser la formation du gradient de CXCL12 (Wang et al., 2012).
2- CXCR4
A- Historique
En 1993, le gène codant pour le récepteur sélectif de CXCL12 est cloné sous différentes appellations, dont la plus courante est FUSIN, co-récepteur de la fusion du VIH, avant d’être dénommé CXCR4 (Loetscher et al., 1994). La protéine CXCR4 présente un poids moléculaire de 40 kDa et appartient à la famille 1 des RCPG. CXCR4 présente la particularité de ne fixer qu’un seul ligand de nature chimiokinique : CXCL12.
La séquence promotrice de CXCR4, contrairement à CXCL12 ne présente pas de motif de liaison à NF-!B (Moriuchi et al., 1997), mais d’autres FT modulent son expression, à savoir NRF-1, NRF-2 , Foxc1, Foxc2, AP-1, Sp-1 ou Mash2 (Caruz et al., 1998; Hayashi
& Kume, 2008; Kury et al., 2002; Tsai et al., 2013; Wegner et al., 1998). Il existe un variant non épissé de CXCR4, CXCR4-Lo, qui produit une protéine fonctionnelle différant de CXCR4 au niveau des 9 AA N-terminaux en allongeant le RCK de 4 AA (Gupta & Pillarisetti, 1999).
En 1996, l’homologue murin, pre-B-cell-derived chemokine receptor (PB-CKR/Cxcr4), a été cloné et présente 91% d’identité de séquence avec la forme humaine (Nagasawa et al., 1996b). Deux isoformes existent, issues d’un épissage alternatif, Cxcr4-A et Cxcr4-B, ce dernier étant tronqué en N-terminal (délétion de Val6 et Ser7). Ces deux isoformes coexistent naturellement, fixent Cxcl12 sur les LB, LT, cellules péritonéales, macrophages et thymocytes (Heesen et al., 1997).
Au niveau structural, Cxcr4 diverge de la forme humaine au niveau des ectodomaines
(74% d’identité), principalement au niveau de la 2nde BEC (61% d’identité), présentant
une insertion de 7 AA (Q181-G187). Contrairement à la forme humaine qui possède 2 sites de glycosylation (Asn11, Asn176) (Berson et al., 1996), la protéine murine ne présente qu’un seul site de glycosylation, localisé en N-terminal. CXCR4 présente aussi trois sites de sulfatation Tyr7, Tyr12 et Tyr21, qui sont impliqués dans l’affinité de la fixation de CXCL12 sur le récepteur (Rapp et al., 2013).
La région N-terminale et la dernière BEC, importantes dans la fixation du ligand, présentent 80% d’identité de séquence, ce qui permet au CXCL12 humain de fixer la forme murine de Cxcr4, et Cxcl12 murin de fixer la forme humaine de CXCR4. Cette proximité structurale a permis la production d’antagonistes spécifiques de CXCR4 efficaces dans les deux espèces (AMD3100). Les domaines transmembranaires et intracytoplasmiques présentent quant à eux 96% d’identité de séquence, dont le motif DRYLAIV de fixation des protéines G, et les sites de phosphorylation en C-terminal
(Figure 13). Ce sont ces fortes identités inter-espèces qui permettent la modélisation de
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Figure 13 : Structure et séquence de CXCR4 (Bignon et al., 2011).
B- Expression ubiquitaire
CXCR4 possède un très large spectre d’expression d’après la base de données IUPhar
(http://www.iuphar-db.org/), notamment : intestin (Anton et al., 2000), cerveau (Sehgal et
al., 1998), podocytes rénaux (Huber et al., 2002), cellules médullaires stromales (Honczarenko et al., 2006), testicules (Habasque et al., 2002), cellules endothéliales (Gupta et al., 1998) et leucocytes (Bleul et al., 1996b).
Un rôle tout particulier dans l’embryogenèse a été souligné de par la létalité périnatale des souris invalidées pour le RCK ou le ligand, qui décèdent de malformations cardiaques (Nagasawa et al., 1996a; Tachibana et al., 1998), soulignant un rôle non substituable du couple dans l’organogenèse. CXCR4 est aussi étudié dans la formation des cancers, de par sa capacité à faire métastaser les cellules tumorales dans des sites de production de CXCL12. Le principal champ d’étude reste néanmoins l’hématopoïèse, où il est exprimé dans les CSH (Deichmann et al., 1997) et durant l’ontogénie des LT, LB, NK, PNN
m/s n° 4, vol. 27, avril 2011