Les porcs sont accueillis à 20 kg. Une période minimale de 7 jours d’adaptation est requise avant la chirurgie et de 10 jours en post chirurgie avant le début de l’essai. Lors de la période d’adaptation, les animaux sont conditionnés aux manipulations nécessaires (contacts physiques, prise de poids, température…).
La journée précédant la chirurgie : peser les porcs et donner les poids à la personne responsable de l’anesthésie. Un jeûne de 16 à 18 heures de nourriture et de 3 heures d’eau doit précéder la procédure chirurgicale.
Prémédication
• Injection d’un mélange Télazol/Xylazine 2,2+2,2 mg/kg IM au niveau des trapèzes ou de la cuisse (semi-membraneux/semi-tendineux) dans le parc de l’animal.
• Transport de l’animal vers la salle de chirurgie avec monitoring SPO2 et Fc. • Induction à l’Isoflurane au masque 2-3 % selon l’état de conscience de l’animal. • Appliquer de l’onguent ophtalmique.
• Injecter Buprénorphine 0,3 mg/ml au dosage de 0,03 mg/kg IM.
• Injecter l’Excede 200mg/ml (code CDMV 104704) au dosage de 5 mg/kg IM.
Mise en place de l’accès veineux (PNF AD-3) • Désinfecter le site pour l’accès veineux.
• Décoller le stylet du cathéter. Faire un garrot. Tenir d’une main oreille de l’animal et le cathéter de l’autre main, et avec un angle de 30 degrés, percer la peau et la paroi de la veine à l’aide du stylet.
• Lorsque le sang monte dans le cathéter, positionner le cathéter parallèlement à la veine et pousser délicatement le cathéter dans la veine (environ 1 cm) en s’assurant que le sang monte toujours.
• Tenir le stylet et le maintenir fixe pour glisser le cathéter totalement dans la veine. • Retirer le stylet et s’assurer que le sang monte bien.
• Poser la ligne (macrodrip 15 gouttes/ml) de fluide sur le cathéter et s’assurer qu’il est bien positionné dans la veine en ouvrant le débit, Lactate de Ringer réchauffé, 5-10 ml/kg/h • Fixer le cathéter à l’aide de diachylon en prenant soin de ne pas fixer la ligne de fluide.
115 Intubation de l’animal (PNF A-6)
• Une fois l’anesthésie induite, placer l’animal en décubitus sternal ou latéral.
• Vaporiser environ 0,1 ml (un spray) de Lidocaïne sur les aryténoïdes et attendre 1-2 minutes en remettant l’animal sous Isoflurane et en surveillant la SPO2.
• Choisir le tube endotrachéal de grandeur appropriée (le ballonnet doit avoir été préalablement testé pour s’assurer qu’il ne fuit pas). Pour des porcs de 25-30 kg, le tube est habituellement aux alentours de 5,5. Pour un poids de 45 kg, le tube est un 6,5.
• Lubrifier légèrement le tube à l’aide de gelée lubrifiante (ex. : K-Y).
• Intuber l’animal à l’aide du laryngoscope et fixer le tube en place à l’aide d’une bande extensible Kling sur le museau; ne pas serrer.
• Brancher le tube de l’appareil à anesthésie, ouvrir l’oxygène (150 ml/kg/min) et l’isoflurane (1 à 3 %). Gonfler le ballonnet. Vérifier pour des fuites et regonfler le ballonnet si nécessaire. Vérifier l’emplacement du tube endotrachéal : fermer la valve, presser doucement le ballon respiratoire en auscultant chacun des poumons de l’animal.
• Rouvrir la valve.
Rasage de la zone de chirurgie et nettoyage (PNF C-2)
• Mettre l’animale en décubitus latéral gauche. Effectuer le rasage de la zone de chirurgie (côté droit de l’animal, entre la dernière côte, la cuisse, l’abdomen et le muscle lombaire) en retirant les poils à l’aide d’un aspirateur (Figure A-1).
• Nettoyer le site avec une brosse de Chlorhexidine.
• Déplacer l’animal en salle de chirurgie et le placer à nouveau sur son flanc gauche en contact avec la plaque à cautériser entourée d’un linge vert humide
• Installer la ventilation assistée (10-15 ml/kg, 12 resp./min), Isoflurane 2 %, O2 50 ml/kg et le monitoring : température, SPO2, P/A.
116
Stérilisation du site chirurgical (PNF C-2)
À l’aide du kit de passage, effectuer, en alternance, trois passages alcool 70 % et d’iode 10 % au niveau de la zone rasée, en terminant toujours par l’Iode. Utiliser une gaze par passage et effectuer les passages de façon circulaire, du milieu du site vers la périphérie.
Matériel Chirurgie/ porc
Plateau comprenant :
- 2 grandes pinces à dissection avec griffe pour changer une fois l’intestin suturé - 1 grande pince à dissection sans griffe pour changer une fois l’intestin suturé - 2 Bistouris + lame #20
- 1 crayon électrocauter
- 2 Metzenbaums pour changer une fois l’intestin suturé - 1 Mayo
- 2 Porte-aiguille pour changer une fois l’intestin suturé - 1 babcok 6 pouces + 1 babcok 8 pouces
- 2 pinces Allis 6 pouces - 2 Halsted mosquito courbe - 1 Halsted mosquito droite - 4 pinces à champs Backaus - 1 cupule avec gaze 4X4 - 2 champs bleus 48X48
- 1 canule en T (les pièces de plastiques ainsi que le washer en métal seront - trempés dans une cupule stérile contenant de l’alcool et rincer avec le NaCl 0,9 %) - 1 écarteur Farabeuf
- 1 écarteur malléable abdominal
- 2 ou 1 poignée de lampe chirurgicale selon la station utilisée
• 1 kit de passage • 2 blouses de chirurgie • 1 Gant de chirurgie#7 SC • 1 gant de chirurgie #6,5 AP • 2 cupules stériles
• 2 Chlorure de sodium 0,9 % irrigation à l’étuve • 2 Seringue 10cc + 2 aiguilles 21G pour Lido/Bupi
• 2 fils à suture minimum : Vicryl 2-0, violet CT-1 code CDMV : 3145 • 1 fil à suture minimum : PDS 0, violet CP-1 code CDMV : 6173
117 Procédures
• Déposer les champs opératoires sur le corps et exposer le site de l’opération.
• Injecter l’anesthésique local au site d’incision et au site d’extériorisation de la canule. (Lidocaïne 1,5 mg/kg et Bupivacaïne 0,5 mg/kg)
• Avec un scalpel à lame épointée (#20), couper la peau et le gras sous-cutané sur une longueur de 10 cm (voir figure A-2, ligne) caudale à mi-chemin entre celle-ci et les mamelles de l’animal. Couper chaque couche musculaire individuellement si possible. Utiliser le crayon cauter au besoin.
• Une fois le péritoine atteint, faire une petite incision avec le scalpel et ensuite ouvrir sur toute la longueur de l’incision avec les ciseaux. Utiliser deux pinces à tissus Allis pour retenir le péritoine à chacune des extrémités de l’incision.
• Délicatement, saisir le gros intestin (bleuâtre), localiser le caecum et identifier la valve iléocaecale. Extérioriser l’iléon de 8-12 cm, repousser le caecum à l’intérieur et identifier le ligament.
• Effectuer une suture en bourse à 5 à 10 cm de la valvule iléo-caecale (à la fin du ligament) décrivant le positionnement et la longueur de l’incision au travers de la couche séreuse de l’intestin.
• Utiliser une lame de scalpel pour effectuer une incision parallèle entre les lignes de suture et épongez au besoin la plaie. Terminer l’ouverture à l’aide de ciseaux.
• Insérer la canule en T dans la lumière intestinale. Au besoin, compléter la suture bourse. Resserrer délicatement la suture autour de la canule en T.
• Environ à 2 mm de la première suture en bourse, effectuer une seconde suture en bourse autour de la base de la canule en prenant soin de mettre le noeud à l’opposé du premier. • Sur la canule, tailler une marque identifiant l’orientation de l’intestin.
• Changer les instruments et jeter le fil de suture afin d’éviter les risques de contamination. • Effectuer la deuxième incision avec le deuxième set d’instruments à mi-chemin entre la
dernière cote et le muscle de la cuisse (Figure A-2, cercle). Avec un scalpel à la lame épointée, faire juste assez d’espace dans la fistule pour que le canon de la canule puisse s’insérer serré à l’intérieur de la fistule.
• Figure A-2. Site de la première incision (ligne) et de l’extériorisation de la canule (cercle). • Une fois rendu au péritoine, le percer sur une longueur de 0,5 à 1 cm.
• Délicatement, passer le canon de la canule au travers de la fistule en extériorisant complètement le canon et s’assurer que les ailes sont appuyées contre la paroi de l’abdomen Figure A-2 : Site de la première incision (ligne) et de l’extériorisation du canon de la canule (cercle).
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et toujours dans la bonne orientation. Au besoin, faire un point afin de réduire la lumière du site d’extériorisation. Installer le premier anneau (en plastique).
• Appliquer une dose d’anesthésique local (Lidocaïne 1,5 mg/kg et Bupivacaïne 0,5 mg/kg) le long de l’incision avant de refermer les muscles.
• Avec un fil de suture Vicryl 2-0, violet CT-1 refermer : - Faire 1 point a/n de l’extériorisation de la canule - Péritoine : points simples continus
- Muscle (première couche) : points simples discontinus - Muscle (autres couches) : points simples continus - Sous-cutané : points simples continus
• Refermer la peau avec une suture sous-cutanée à l’aide de fils PDS 0, violet CP-1.
• Rincer le site chirurgical avec de l’eau stérile chaude, assécher à l’aide de gaz le site d’extériorisation, surtout sous les anneaux de la canule, vaporiser de l’Opsite pour protéger les plaies chirurgicales
• Visser fermement la rondelle de maintien de la canule sur le canon pour assurer l’immobilité de l’équipement. Insérer la tige de remplissage dans le canon de la canule et mettre ensuite le bouchon.
• À l’arrêt de l’Isoflurane, injecter l’analgésique Metacam 5mg/ml : 0,4 mg/kg IM Suivi postopératoire
• Transférer l’animal dans la salle postopératoire en suivant le monitoring de SPO2 et Fc, garder l’animal intuber le plus longtemps possible. Avoir un appareil à anesthésie dans la salle de réveil avec masque pour alimenter le porc en O2 au besoin, ainsi qu’une seringue de 20 cc pour dégonfler le ballonnet.
• Suite à l’opération, ne pas laisser l’animal anesthésié sans surveillance. Le suivi des signes vitaux doit se faire de manière continue dès la perte de conscience de l’animal, et ce, jusqu’au réveil complet.
• Le processus de réveil de l’animal doit se faire selon le PNF A-62. Antibiotique
• L’Excede utilisé le jour de la chirurgie est valide pour 5 jours. Analgésique
• Metacam 1,5 mg/ml : 0,2 mg/kg PO SID, 1 jour post-op ensuite au besoin selon recommandation du vétérinaire
• Burpénorphine 0,3 mg/ml : 0,03mg/kg IM au besoin seulement
• Suite à la pose de la canule, une période de rétablissement minimale de 10 jours est prévue avant de commencer la phase expérimentale.
• Pâte de Zinc (Oxyde de zinc) autour de la canule au besoin, selon les directives du vétérinaire.
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Références
Université Laval. 2015. Procédure normalisée de fonctionnement AD-3 – Pose de cathéters intraveineux périphériques temporaires. https://www.dsv.ulaval.ca/wp-
content/uploads/2015/03/ID-2-Tracabilit%C3%A9-des-porcs-V1.pdf (Page consultée le 20
avril 2017)
Université Laval. 2015. Procédure normalisée de fonctionnement C-2 – Chirurgie aseptique chez les grandes espèces de laboratoire https://www.dsv.ulaval.ca/wp-content/uploads/2015/09/C-2-
Chirurgie-aseptique-grandes-esp%C3%A8ces-V2.pdf (Page consultée le 20 avril 2017)
Université Laval. 2015. Procédure normalisée de fonctionnement ID-2 – Traçabilité des porcs.
https://www.dsv.ulaval.ca/wp-content/uploads/2015/03/ID-2-Tracabilit%C3%A9-des-porcs-
V1.pdf (Page consultée le 20 avril 2017)
Université Laval. 2016. Procédure normalisée de fonctionnement A-6 – Analgésie et anesthésie des porcs. https://www.dsv.ulaval.ca/wp-content/uploads/2016/07/A-6-Analg%C3%A9sie-et-