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4. DISCUSSION

4.4. Principes et intérêts du dépistage avant l’entrée en engraissement

 Détermination du statut individuel des veaux

Comme nous l’avons vu précédemment, un animal IPI est porteur du BVDV et ne développe pas d’anticorps contre le virus. Un animal IT développe une réponse immunitaire, notamment humorale, dans les deux semaines suivant l’infection et sa virémie dure généralement moins d’un mois.

Un animal IPI n’ayant pas reçu d’anticorps colostraux ou prélevé après la disparition de ceux-ci est donc viropositif et séronégatif. En l’absence d’anticorps colostraux, un animal IT est d’abord viropositif et séronégatif, puis viropositif et séropositif, puis vironégatif et séropositif.

Dans le cas des veaux de boucherie, leur jeune âge lors de l’entrée en engraissement rend non interprétable une analyse sérologique, les veaux étant potentiellement porteurs d’anticorps colostraux. La détermination précise du statut (IPI ou IT) des veaux viropositifs lors d’une prise de sang ne peut se faire que par la réalisation d’une seconde prise de sang au minimum 3 semaines après la première.

En pratique, si une première prise de sang est réalisée dans l’élevage naisseur ou lors de l’allotement, la seconde pourrait être effectuée lors du premier contrôle d’hématocrite.

 Détermination de l’intensité de la circulation virale du lot

Dans un lot d’animaux, la présence d’une séroconversion est signe d’une circulation virale. Une étude sur des jeunes bovins en engraissement a montré un taux de séroconversion moyenne de 91,7% dans les lots contenant un IPI contre 4,6% dans les lots sans IPI (il n’y avait pas d’animal IT à l’entrée en engraissement dans cette étude) (Chabalgoity, 2012).

Ainsi, les niveaux d’exposition vis-à-vis du BVDV de différents lots de veaux de boucherie pourraient être comparés en utilisant la séroprévalence en fin d’engraissement : bien que certains veaux puissent encore avoir des taux détectables d’anticorps colostraux à l’issue de cette période, la proportion de tels veaux est potentiellement assez proche d’un lot à l’autre.

Cependant, l’intensité de la circulation virale au sein d’un lot est difficile à déterminer à partir de la comparaison des séroprévalences à l’entrée et en fin d’engraissement :

- à l’entrée en engraissement, les veaux séropositifs le sont majoritairement en raison de la présence d’anticorps d’origine colostrale

- en fin d’engraissement, si ces veaux sont encore séropositifs, il est impossible de déterminer si leurs anticorps proviennent d’une persistance des anticorps colostraux ou d’une circulation virale.

4.4.2. Coûts du dépistage et de l’élimination

En France, un atelier de veaux de boucherie contient en moyenne 381 places d’engraissement (Martineau et al., 2018). Dans l’étude présente, la taille moyenne d’un lot d’engraissement est de 210 veaux.

Pour l’évaluation économique, on raisonnera par la suite sur un lot d’engraissement de 200 veaux.

Le tableau 22 ci-après présente les coûts du dépistage et de l’élimination des veaux viropositifs à l’entrée en engraissement. Plusieurs hypothèses ont été envisagées selon les coûts d’analyse, très variables d’un laboratoire à l’autre.

 Dépistage

Les coûts du matériel de prélèvement et de l’expédition au laboratoire sont les coûts effectifs pour la réalisation de cette étude, de même que le coût de l’analyse réalisée par le LDVA 88. Les coûts d’analyse des autres laboratoires sont disponibles en ligne (LVD38, 2016 ; LVD25, 2018).

Les coûts de dépistage sont dominés (83 à 88%) par le coût de l’analyse PCR. Selon l’hypothèse considérée, le coût de dépistage varie entre 891 et 1 271 € (4,5 à 6,4 € par veau).

 Élimination de tous les animaux viropositifs

Dans l’étude présente, 2,24% des veaux sont viropositifs à l’entrée en engraissement. Sur 200 veaux, cela représente environ 4 veaux. D’après l’étude de l’Idele, un veau abattu est rémunéré en moyenne 116 € (Martineau et al., 2018). L’élimination des veaux viropositifs représente donc un manque à gagner d’un peu plus de 460 €.

Tableau 22 : Coût du dépistage et de l’élimination des veaux viropositifs à l’entrée en engraissement

Le coût total du dépistage et de l’élimination des veaux viropositifs varie de 1 355 à 1 735 €, soit 6,9 à 8,9 € par veau entré. En considérant un taux de mortalité de 4% au cours de l’engraissement, cela représente un coût de 7,2 à 9,2 € par veau abattu.

Nature des coûts Coût unitaire HT (€) Quantité Coût total HT (€)

Dépistage

Main d’œuvre (1h) 11,2 (4h x 2 pers.) 8 89,6

Tubes de prélèvement (4 mL, EDTA, x 100) 12 2 24 Aiguilles de prélèvement (x100) 10,1 2 20,2 Expédition au laboratoire (Chronopost) 17,6 1 17,6 A nal ys e PC R Hypothèse moyenne (LDVA 88 – Vosges) 4,9 200 980 Hypothèse basse (LVD 38 – Isère) 3,7 200 740 Hypothèse haute (LVD 25 – Doubs) 5,6 200 1 120 T ot al dépis tage Hypothèse moyenne 1 131,4 Hypothèse basse 891,4 Hypothèse haute 1 271,4

Élimination des veaux viropositifs

2% de veaux non engraissés 116 4 464

Coût total

(Coût par veau restant – 196) (Coût par veau abattu – 188)

Hypothèse moyenne 1 595 (8,1) (8,5) Hypothèse basse 1 355 (6,9) (7,2) Hypothèse haute 1 735 (8,9) (9,2)

 Élimination des veaux IPI seulement

Une seconde option consiste à recontrôler les veaux viropositifs un mois après la première prise de sang et à n’éliminer, à ce moment-là, que ceux qui sont à nouveau viropositifs (les autres ayant été infectés de façon transitoire).

Cela représente un coût supplémentaire d’environ 30 € (une heure de travail et l’analyse de 4 veaux) mais un manque à gagner de seulement 232 € (élimination de 2 veaux IPI au lieu de 4 en considérant une prévalence d’IPI de 1%), soit un coût total de 1 155 à 1 535 € (6,1 à 8,1 € par veau abattu).

4.4.3. Évaluation coût/bénéfice

En considérant l’hypothèse la plus coûteuse, le coût du dépistage et de l’élimination des veaux viropositifs à l’entrée en engraissement est estimé à 9,2 € par veau abattu. Ce coût peut être compensé de deux manières :

- Par l’amélioration des performances sanitaires des élevages en l’absence de circulation virale de BVDV. Dans l’étude présente, les élevages ne contenant pas de veau à CT faible ont en moyenne des frais vétérinaires inférieurs de 12,8 € par veau comparés aux autres élevages (ainsi qu’un taux de mortalité plus faible). - Par l’amélioration des performances zootechniques des veaux restants dans les

élevages sans circulation virale (observée de manière générale dans les études précédentes mais non dans celle-ci). Le prix moyen pondéré au kilo de carcasse net pour les veaux clairs est d’environ 6,1 € (France AgriMer, 2018 et tableau 44 en annexe) ; une amélioration du poids carcasse de 1,5 kg serait nécessaire pour compenser le coût de l’élimination des veaux viropositifs.

Les coûts engendrés par le dépistage et l’élimination des veaux infectés semblent donc pouvoir être compensés par l’amélioration des performances sanitaires des élevages ainsi « assainis ». Cependant, cette amélioration nécessite d’être chiffrée de manière plus précise grâce à l’étude d’un plus grand nombre d’ateliers d’engraissement (permettant de s’affranchir statistiquement de l’effet « élevage »).

L’élimination des veaux IPI seulement, bien que moins coûteuse, semble peu pertinente car elle nécessiterait de conserver pendant un mois des veaux viropositifs à

CONCLUSIONS

Cette étude menée en 2015 rapporte une prévalence de l’infection par le virus de la BVD de 2,24% chez les animaux entrant en élevages d’engraissement de veaux de boucherie dans le centre et l’Est de la France.

Sur la population étudiée, des différences de prévalence entre départements ont été observées. Une étude plus poussée serait nécessaire pour déterminer précisément les prévalences d’infection à l’échelle départementale et pour en préciser les facteurs de risque (typologie des élevages, plans de maîtrise locaux, etc.).

De plus, il semblerait que les animaux de races allaitantes entrant en élevages de veaux de boucherie soient plus touchés par l’infection par le BVDV que les autres. Ces animaux étant aussi moins adaptés à ce système d’engraissement, il serait intéressant d’évaluer plus précisément leurs performances sanitaires, zootechniques et économiques afin de considérer l’intérêt ou non de les intégrer à cette filière.

Lors de l’engraissement, des différences de performances ont été mises en évidence entre les veaux infectés par le BVDV ou non infectés.

Sur une durée d’engraissement moyenne d’environ 157 jours (tous veaux considérés), les veaux infectés ont de moins bonnes performances zootechniques : poids de carcasse de 7% inférieur à celui des veaux non infectés, tendances à une moins bonne conformation et état d’engraissement de carcasse et allongement potentiel de la durée d’engraissement.

Au niveau sanitaire, la mortalité des veaux (4,96%), principalement due à des troubles digestifs et respiratoires, ne diffère pas entre veaux infectés et non infectés. Cependant, il semblerait que la morbidité des veaux infectés soit plus élevée (nombre de traitements plus important que pour les veaux non infectés).

Globalement, les performances zootechniques et sanitaires des veaux infectés sont d’autant plus dégradées que leur CT est faible.

Suite à l’allotement, chaque élevage de l’étude contenait au moins un veau viropositif, laissant suspecter une circulation virale dans tous les élevages. En fonction du statut (IPI ou IT) des veaux viropositifs à l’entrée en engraissement, la circulation virale pourrait être persistante, ou seulement transitoire. Cependant, la majorité des troubles sanitaires étant observée en début de la période d’engraissement, les animaux IPI et IT sont susceptibles d’y

Dans cette étude, les élevages contenant au moins un veau viropositif à CT faible (ayant une forte probabilité d’être IPI) ont des performances sanitaires dégradées par rapport aux élevages sans veau à CT faible.

Bien que les résultats nécessitent d’être confirmés, l’évaluation économique tend à montrer un intérêt de l’élimination des animaux viropositifs avant leur entrée en atelier d’engraissement.

Il serait pertinent de mener des études complémentaires afin d’objectiver précisément la circulation virale en engraissement par une détermination précise du statut des veaux viropositifs à l’entrée (recontrôle virologique un mois plus tard). La mise en évidence d’une circulation virale sur les autres veaux (contrôles sérologiques sur tout ou partie de l’effectif) semble difficile en raison de la persistance de potentiels anticorps colostraux plus de 6 mois après la naissance (donc jusqu’à la fin de la période d’engraissement).

Ceci permettrait de quantifier plus précisément l’impact du BVDV dans les élevages de veaux de boucherie, en prenant en compte à la fois la dégradation de performances des veaux infectés persistants et les conséquences de la circulation virale sur leurs congénères. À terme, cela conduirait à rationaliser la prise de décisions concernant la gestion de la BVDV dans ces élevages (éventuels dépistage et élimination des IPI avant l’entrée en engraissement).

RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES

ABUELZEIN EM, AL-KHALIYFA MA, GAMEEL AA (2011). Natural in utero infection of neonatal calves with bovine viral diarrhoea virus on a large dairy farm in Saudi Arabia. The Onderstepoort journal of veterinary research, 78, p. 318–321.

ADLER B, ADLER H, PFISTER H, JUNGI TW, PETERHANS E (1997). Macrophages infected with cytopathic bovine viral diarrhea virus release a factor(s) capable of priming uninfected macrophages for activation-induced apoptosis. Journal of Virology, 71, p. 3255– 3258.

AGAPOV EV, MURRAY CL, FROLOV I, QU L, MYERS TM, RICE CM (2004). Uncleaved NS2-3 is required for production of infectious bovine viral diarrhea virus. Journal of Virology, 78, p. 2414–2425.

ANSES (2018). Index des Médicaments vétérinaires autorisés en France [en ligne]. Disponible sur : http://www.ircp.anmv.anses.fr/ (consulté le 16 juillet 2018).

ASSIÉ S, SEEGERS H, OGIER DE BAULNY M, BEAUDEAU F (2004). Exposition aux agents pathogènes et incidence des troubles respiratoires des veaux Charolais non sevrés en Pays de la Loire. Rencontres autour des recherches sur les ruminants, p. 329–332.

BACHOFEN C, BOLLINGER B, PETERHANS E, STALDER H, SCHWEIZER M (2013). Diagnostic gap in Bovine viral diarrhea virus serology during the periparturient period in cattle. Journal of veterinary diagnostic investigation, 25, p. 655–661.

BACHOFEN C, BRAUN U, HILBE M, EHRENSPERGER F, STALDER H, PETERHANS E (2010). Clinical appearance and pathology of cattle persistently infected with bovine viral diarrhoea virus of different genetic subgroups. Veterinary Microbiology, 141, p. 258–267. BACHOFEN C, STALDER H, VOGT H-R, WEGMULLER M, SCHWEIZER M, ZANONI R, PETERHANS E (2013). Bovine viral diarrhea (BVD): from biology to control. Berliner und Munchener tierarztliche Wochenschrift, 126, p. 452–461.

BACHOFEN C, VOGT H-R, STALDER H, MATHYS T, ZANONI R, HILBE M, SCHWEIZER M, PETERHANS E (2013). Persistent infections after natural transmission of bovine viral diarrhoea virus from cattle to goats and among goats. Veterinary research, 44, p. 32–41.

BADMAN RT, MITCHELL G, JONES RT, WESTBURY HA (1981). Association of bovine viral diarrhoea virus infection to hydranencephaly and other central nervous system lesions in perinatal calves. Australian veterinary journal, 57, p. 306–307.

BAKER JC (1990). Clinical aspects of bovine virus diarrhoea virus infection. Revue scientifique et technique (International Office of Epizootics), 9, p. 25–41.

BAKER JC (1995). The clinical manifestations of bovine viral diarrhea infection. The Veterinary clinics of North America. Food animal practice, 11, p. 425–445.

BASTIAN M, HOLSTEG M, HANKE-ROBINSON H, DUCHOW K, CUSSLER K (2011). Bovine Neonatal Pancytopenia: is this alloimmune syndrome caused by vaccine-induced alloreactive antibodies? Vaccine, 29, p. 5267–5275.

BAUERMANN FV, FLORES EF, RIDPATH JF (2012). Antigenic relationships between Bovine viral diarrhea virus 1 and 2 and HoBi virus: possible impacts on diagnosis and control. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation, 24, p. 253–261.

BAXI M, MCRAE D, BAXI S, GREISER-WILKE I, VILCEK S, AMOAKO K, DEREGT D (2006). A one-step multiplex real-time RT-PCR for detection and typing of bovine viral diarrhea viruses. Veterinary Microbiology, 116, p. 37–44.

BERNARD E (2011). Les pestiviroses bovine et ovine : différences cliniques, épidémiologiques et barrière d’espèce. Thèse de doctorat vétérinaire, École Nationale Vétérinaire d’Alfort, 123 p.

BEZEK DM, STOFFREGEN D, POSSO M (1995). Effect of cytopathic bovine viral diarrhea virus (BVDV) superinfection on viral antigen association with platelets, viremia, and specific antibody levels in two heifers persistently infected with noncytopathic BVDV. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation, 7, p. 395–397.

BIELANSKI A, ALGIRE J, LALONDE A, GARCEAC A (2013). Embryos produced from fertilization with bovine viral diarrhea virus (BVDV)-infected semen and the risk of disease transmission to embryo transfer (ET) recipients and offspring. Theriogenology, 80, p. 451– 455.

BIELEFELDT OHMANN H, BLOCH B (1982). Electron microscopic studies of bovine viral diarrhea virus in tissues of diseased calves and in cell cultures. Archives of virology, 71, p. 57–74.

BILLINIS C, LEONTIDES L, AMIRIDIS GS, SPYROU V, KOSTOULAS P, SOFIA M (2005). Prevalence of BVDV infection in Greek dairy herds. Preventive Veterinary Medicine, 72, p. 75–79.

BOCK RE, RODWELL BJ, MCGOWAN M (1997). Detection of calves persistently infected with bovine pestivirus in a sample of dairy calves in south-eastern Queensland. Australian veterinary journal, 75, p. 656–659.

BOLIN SR, LIM A, GROTELUESCHEN DM, MCBETH WW, CORTESE VS (2009). Genetic characterization of bovine viral diarrhea viruses isolated from persistently infected calves born to dams vaccinated against bovine viral diarrhea virus before breeding. American journal of veterinary research, 70, p. 86–91.

BOOKER CW, ABUTARBUSH SM, MORLEY PS, GUICHON PT, WILDMAN BK, JIM GK, SCHUNICHT OC, PITTMAN TJ, PERRETT T, ELLIS JA, APPLEYARD G, HAINES DM (2008). The effect of bovine viral diarrhea virus infections on health and performance of feedlot cattle. The Canadian veterinary journal = La revue vétérinaire canadienne, 49, p. 253–260.

BOOTH RE, THOMAS CJ, EL-ATTAR LM, GUNN G, BROWNLIE J (2013). A phylogenetic analysis of Bovine Viral Diarrhoea Virus (BVDV) isolates from six different regions of the UK and links to animal movement data. Veterinary research, 44, p. 43–56.

BOURGASSER L, DUFOUR B, MILLEMANN Y (2018). Panorama européen des plans de lutte contre l’infection par le virus de la diarrhée virale bovine. Le Point Vétérinaire – Expert Rural, 389, p. 44–52.

BOURGASSER L, PETERMANN J, THOLONIAT C, DUFOUR B, MILLEMANN Y (2018). Appellations individuelles « BVD : bovin non IPI » et surveillance collective en allaitant : exemple du département de l’Indre. Le Point Vétérinaire – Expert Rural, 389, p. 54–58.

BRATCHER CL, WILBORN BS, FINEGAN HM, RODNING SP, GALIK PK, RIDDELL KP, MARLEY MS, ZHANG Y, BELL LN, GIVENS MD (2012). Inactivation at various temperatures of bovine viral diarrhea virus in beef derived from persistently infected cattle. Journal of Animal Science, 90, p. 635–641.

BROCK KV (2004). Strategies for the control and prevention of bovine viral diarrhea virus. Veterinary Clinics of North America: Food Animal Practice, 20, p. 171–180.

BROCK KV, GROOMS DL, RIDPATH J, BOLIN SR (1998). Changes in levels of viremia in cattle persistently infected with bovine viral diarrhea virus. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation, 10, p. 22–26.

BROWN TT, SCHULTZ RD, DUNCAN JR, BISTNER SI (1979). Serological response of the bovine fetus to bovine viral diarrhea virus. Infection and immunity, 25, p. 93–97.

BROWNLIE J, CLARKE MC (1993). Experimental and spontaneous mucosal disease of cattle: a validation of Koch’s postulates in the definition of pathogenesis. Intervirology, 35, p. 51–59.

BROWNLIE J, CLARKE MC, HOWARD CJ (1984). Experimental production of fatal mucosal disease in cattle. The Veterinary record, 114, p. 535–536.

BROWNLIE J, CLARKE MC, HOWARD CJ (1989). Experimental infection of cattle in early pregnancy with a cytopathic strain of bovine virus diarrhoea virus. Research in veterinary science, 46, p. 307–311.

BROWNLIE J, CLARKE MC, HOWARD CJ, POCOCK DH (1987). Pathogenesis and epidemiology of bovine virus diarrhoea virus infection of cattle. Annales de recherches vétérinaires. Annals of veterinary research, 18, p. 157–166.

BURGSTALLER J, OBRITZHAUSER W, KUCHLING S, KOPACKA I, PINIOR B, KOFER J (2016). The effect of bovine viral diarrhoea virus on fertility in dairy cows: two case-control studies in the province of Styria, Austria. Berliner und Munchener tierarztliche Wochenschrift, 129, p. 103–110.

BUSATO A, STEINER L, GOTTSTEIN B, GAILLARD C (1997). Frequency and etiology of calf losses and calf diseases in cow-calf farms. III. Seroprevalence of selected diseases and prevalence of endoparasites and weaning age. DTW. Deutsche tierarztliche Wochenschrift, 104, p. 191–195.

CALLENS N, BRÜGGER B, BONNAFOUS P, DROBECQ H, GERL MJ, KREY T, ROMAN-SOSA G, RÜMENAPF T, LAMBERT O, DUBUISSON J, ROUILLÉ Y (2016).

PLOS Pathogens [en ligne], 12. Disponible sur : http://dx.plos.org/10.1371/journal.ppat.1005476 (consulté le 29 août 2017).

CHABALGOITY S (2012). Caractéristiques de la circulation du virus BVD en centre d’engraissement de jeunes bovins de race Blonde d’Aquitaine du Sud-Ouest de la France. Thèse de doctorat vétérinaire, École Nationale Vétérinaire de Toulouse – ENVT, 84 p.

CHAMORRO MF, PASSLER T, GIVENS MD, EDMONDSON MA, WOLFE DF, WALZ PH (2011). Evaluation of transmission of bovine viral diarrhea virus (BVDV) between persistently infected and naive cattle by the horn fly (Haematobia irritans). Veterinary Research Communications, 35, p. 123–129.

CHASE CL, ELMOWALID G, YOUSIF AA (2004). The immune response to bovine viral diarrhea virus: a constantly changing picture. Veterinary Clinics of North America: Food Animal Practice, 20, p. 95–114.

CHILDS T (1946). X disease of cattle - Saskatchewan. Canadian Journal of Comparative Medicine, 10, p. 316–319.

CHU HJ, ZEE YC (1984). Morphology of bovine viral diarrhea virus. American journal of veterinary research, 45, p. 845–850.

COLLETT MS, ANDERSON DK, RETZEL E (1988). Comparisons of the pestivirus bovine viral diarrhoea virus with members of the Flaviviridae. Journal of general virology, 69, p. 2637–2643.

COLLETT MS, LARSON R, BELZER SK, RETZEL E (1988). Proteins encoded by bovine viral diarrhea virus: the genomic organization of a pestivirus. Virology, 165, p. 200–208. COLLETT MS, WISKERCHEN M, WELNIAK E, BELZER SK (1991). Bovine viral diarrhea virus genomic organization. Archives of virology. Supplementum, 3, p. 19–27. COLLINS ME, HEANEY J, THOMAS CJ, BROWNLIE J (2009). Infectivity of pestivirus following persistence of acute infection. Veterinary Microbiology, 138, p. 289–296.

CORAPI WV, FRENCH TW, DUBOVI EJ (1989). Severe thrombocytopenia in young calves experimentally infected with noncytopathic bovine viral diarrhea virus. Journal of Virology, 63, p. 3934–3943.

CORIA MF, MCCLURKIN AW (1978). Duration of active and colostrum-derived passive antibodies to bovine viral diarrhea virus in calves. Canadian Journal of Comparative Medicine, 42, p. 239–243.

CORTESE VS, WEST KH, HASSARD LE, CARMAN S, ELLIS JA (1998). Clinical and immunologic responses of vaccinated and unvaccinated calves to infection with a virulent type-II isolate of bovine viral diarrhea virus. Journal of the American Veterinary Medical Association, 213, p. 1312–1319.

DEREGT D, LOEWEN KG (1995). Bovine viral diarrhea virus: biotypes and disease. The Canadian Veterinary Journal, 36, p. 371–378.

DONE JT, TERLECKI S, RICHARDSON C, HARKNESS JW, SANDS JJ, PATTERSON DS, SWEASEY D, SHAW IG, WINKLER CE, DUFFELL SJ (1980). Bovine virus

diarrhoea-mucosal disease virus: pathogenicity for the fetal calf following maternal infection. The Veterinary record, 106, p. 473–479.

DOW N, CHERNICK A, ORSEL K, VAN MARLE G, VAN DER MEER F (2015). Genetic variability of bovine viral diarrhea virus and evidence for a possible genetic bottleneck during vertical transmission in persistently infected cattle. PLOS ONE [en ligne], 10. Disponible sur : http://dx.plos.org/10.1371/journal.pone.0131972 (consulté le 29 août 2017).

DUBOVI EJ (2013). Laboratory diagnosis of bovine viral diarrhea virus. Biologicals, 41, p. 8–13.

DUFOUR B, REPIQUET D, TOURATIER A (1999). Role of economic studies in animal health decisions: example of the cost-benefit ratio of eradication of bovine viral diarrhea in France. Revue scientifique et technique (International Office of Epizootics), 18, p. 520–532. ELAM NA, THOMSON DU, GLEGHORN JF (2008). Effects of long- or short-term exposure to a calf identified as persistently infected with bovine viral diarrhea virus on feedlot performance of freshly weaned, transport-stressed beef heifers. Journal of Animal Science, 86, p. 1917–1924.

ELBERS K, TAUTZ N, BECHER P, STOLL D, RÜMENAPF T, THIEL H-J (1996). Processing in the pestivirus E2-NS2 region: identification of proteins p7 and E2p7. Journal of virology, 70, p. 4131–4135.

FOUCRAS G, CORBIERE F, TASCA C, PICHEREAUX C, CAUBET C, TRUMEL C, LACROUX C, FRANCHI C, BURLET-SCHILTZ O, SCHELCHER F (2011). Alloantibodies against MHC Class I: a novel mechanism of neonatal pancytopenia linked to vaccination. The Journal of Immunology, 187, p. 6564–6570.

FOURICHON C, BEAUDEAU F, BAREILLE N, SEEGERS H (2005). Quantification of economic losses consecutive to infection of a dairy herd with bovine viral diarrhoea virus. Preventive Veterinary Medicine, 72, p. 177–181.

FRANCE AGRIMER (2018). Données économiques agricoles et alimentaires - Cotations des veaux de boucherie entrée abattoir (COT-VRO-VEAUX_BOUCH_SYNTHESE-A18-S46)

[en ligne]. Disponible sur :

https://visionet.franceagrimer.fr/Pages/Statistiques.aspx?sousmenu=productions%20animales (consulté le 25 novembre 2018).

FRAY MD, MANN GE, CLARKE MC, CHARLESTON B (1999). Bovine viral diarrhea virus: its effects on estradiol, progesterone and prostaglandin secretion in the cow. Theriogenology, 51, p. 1533–1546.

FREDRIKSEN B, SANDVIK T, LOKEN T, ODEGAARD SA (1999). Level and duration of serum antibodies in cattle infected experimentally and naturally with bovine virus diarrhoea virus. The Veterinary record, 144, p. 111–114.

FREY HR, DEPNER KR, GELFERT CC, LIESS B (1991). Bovine virus diarrhea (BVD): diagnostic determination of cattle with persistent BVD virus infection. DTW. Deutsche tierarztliche Wochenschrift, 98, p. 64–66.

FRITZEMEIER J, HAAS L, LIEBLER E, MOENNIG V, GREISER-WILKE I (1997). The development of early vs. late onset mucosal disease is a consequence of two different pathogenic mechanisms. Archives of virology, 142, p. 1335–1350.

FULTON RW, HESSMAN B, JOHNSON BJ, RIDPATH JF, SALIKI JT, BURGE LJ, SJEKLOCHA D, CONFER AW, FUNK RA, PAYTON ME (2006). Evaluation of diagnostic