Principaux avantages et inconvénients de la technique de microdialyse couplée avec les tests de

Avantages Inconvénients

Principaux avantages et inconvénients de la technique de microdialyse couplée avec les tests de

En dehors des avantages et inconvénients de la microdialyse elle-même déjà analysé

ci-dessus (Tableau 5), le couplage de la microdialyse avec un test comportemental présente

quelques particularités :

• Permet de récupérer des

données neurochimiques et com-

portementales chez le même ani-

mal.

• Possible de corréler ces

données pour trouver quel neuro-

transmetteur assume quelle tâche

de comportement.

• Utile pour étudier l’effet

pharmacologique des antidépres-

seurs, ainsi que l’influence de l’ef-

fet de stress sur le comportement

(toujours comparés à des souris

témoins).

L’expérimentateur doit maîtriser les deux tech-

niques pour pouvoir les combiner.

Au moins 3 animaux par jour : un contrôle né-

gatif, un contrôle positif et une souris ayant reçu la mo-

lécule étudiée : ce qui exige un(e) expérimentateur ex-

périmenté(e)

Effet du stress peut perturber les concentra-

tions basales de neurotransmetteurs et par exemple la

valeur d’immobilité basale dans le FST.

Les cathéters de microdialyse peuvent pertur-

ber les mouvements des animaux : à surveiller.

1 seul expérimentateur dans la salle

Le test de NSF est plus difficile à réaliser car

l’implantation de la sonde de microdialyse et la mise à

jeun de l’animal se font en même temps, c’est-à-dire à

t24h dans notre étude. L’effet de la faim devient alors

plus important et sévère. L’effet de l’implantation des

sondes de microdialyse perturbe aussi la latence de la

souris à se nourrir (normalement maximum 10 mins)

jusqu’à 20 mins.

Tableau 6. Avantages et inconvénients de la technique de microdialyse couplée à un test

comportemental

108

Optogénétique

5.1

Principe

Pour définir les relations neuro-anatomiques et fonctionnelles entre le cerveau et le

comportement, les neurosciences ont traditionnellement reposé sur la lésion / ablation, la

stimulation électrique et l'activation / l'inactivation pharmacologiques. Bien qu'elles restent

essentielles, ces techniques présentent des limites notamment vis à vis de précision de la

structure cellulaire étudier (Stuber & Mason, 2013). Comprendre comment le cerveau génère

des comportements dépend non seulement de la région étudiée, mais aussi du type de

neurone qui la compose et enfin des circuits neuronaux qui s’y connectent. Les circuits

neuronaux sont constitués d'une grande diversité de types de neurones, dont chacun a un

type de connexion qui lui est propre. Il est ainsi essentiel de pouvoir analyser comment ces

différents types de neurones fonctionnent ensemble.

Francis Crick (Crick, 1999) a imaginé la possibilité d’utiliser des outils moléculaires

capables d’émettre de la ‘lumière’ pour activer et désactiver l’activité d'un ou plusieurs types

de neurones, ce qui nous permet d'étudier un type neuronal spécifique ainsi qu'un circuit dans

lequel ils envoient le signal. Cette utilisation de la ‘lumière’ nécessite de ce fait des types de

cellules sensibles à la lumière, autrement dit, photoactivés. Il a anticipé ainsi la naissance de

la discipline connue aujourd'hui sous le nom de “optogénétique”.

Le terme “optogénétique” a été inventé ultérieurement par Ed Boyden et Karl

Deisseroth à Stanford (Deisseroth et al., 2006). Ce terme désigne aujourd’hui l’utilisation

d’outils moléculaires qui peuvent être génétiquement ciblés pour l’observation et la

manipulation de structures ou fonctions cellulaires spécifiques à l’aide de la lumière (Dugue et

al., 2012), donc une combinaison de techniques d’optique et de génétique. L’optogénétique

permet donc de contrôler l’activité électrique d’une population de neurones spécifiques par

simple illumination laser, in vitro sur des coupes de cerveaux, ou in vivo chez l’animal en

situation comportementale. Cette technique possède des propriétés supérieures aux

méthodes conventionnelles, y compris (i) – la spécificité de type de cellule, (ii) – la spécificité

temporale (en milliseconde) et (iii) – la spécificité de la voie dans laquelle les synapses

fonctionnent, autrement dit, du circuit neuronal impliqué. Elle est ainsi considérée par les

neurobiologistes comme une révolution technologique majeure (Dugue & Tricoire, 2015).

109

Les réactifs clés utilisés en optogénétique sont des protéines sensibles à la lumière. Le

contrôle neuronal est réalisé en utilisant des protéines photosensibles, appelées activateurs

optogénétiques comme la channel-rhodopsine (ChR2, découverte par Nagel et al., 2002), ou

inhibiteurs optogénétiques comme l'halo-rhodopsine (NpHR, découverte par Matsuno-Yagi &

Mukohata, 1977) et l'archéo-rhodopsine (Arch, découverte par Sugiyama et al., 1989) – des

photorécepteurs sensoriels trouvés dans des algues vertes ou des micro-organismes

unicellulaires (Figure 15). L’obtention des animaux génétiquement modifiés pour exprimer ces