V.1. INTRODUCTION
Les interactions de complexes de métaux de transition contenant des ligands plans aromatiques en présence d’ADN ont été largement étudiées durant ces dix dernières années[l4l], [142]. Les
études menées en présence de Ru(phen)32+ ont mené à la mise au point de sondes permettant de
détecter certaines structures des acides nucléiques[l43], [I44], [145]; citons aussi leur rôle comme photonucléases artificielles[l3], [142], [14], [146], [147], comme sondes luminescentes lors de l’hybridation d’acides nucléiques [148], [6], [149], [150] ou encore, comme donneur ou accepteur d’électron dans différents systèmes de transferts d’électrons[l5l], [152], [153], [154], [155], [156], [157],
Notre laboratoire s’est plus particulièrement intéressé à l’étude des complexes du Ru(II) à base de ligands tap et hat en présence d’ADN[47], [il]. C’est ainsi que les recherches réalisées ont montré que les complexes ayant au moins deux ligands tap ou hat sont suffisamment oxydants à l’état excité pour provoquer une réaction par transfert d’électron. Celui-ci se fera préférentiellement avec la guanine car elle est la base la plus réductrice de rADN[l58], L’irradiation des complexes à base de ligands tap ou hat en présence d’ADN peut entraîner d’une part la photocoupure de l’ADN et d’autre part la formation d’un photoadduit du complexe sur la guanine de l’ADN[l5], [159].
Par contre, pour les complexes contenant au moins deux ligands bpy ou phen, la formation de photoadduit n’est pas détectée car ces complexes ne sont pas suffisamment oxydants pour arracher un électron aux bases de l’ADN. De plus leur efficacité de photocoupure de l’ADN est nettement plus faible que dans le cas des complexes plus oxydants[l42]. L’explication proposée dans ce cas, est la suivante. Le processus à l’origine du faible rendement de photocoupure correspond à un transfert d’énergie du complexe vers l’oxygène, ce qui produit l’oxygène à l’état singulet. Celui-ci est capable de diffuser le long de l’ADN et d’oxyder les bases avec induction de coupures du polynucléotide[89].
Les études photophysiques et photochimiques de l’Os(tap)32+ en présence de GMP présentées
dans les chapitres précédents, suggèrent que ce complexe serait potentiellement capable de provoquer un transfert d’électron photoinduit avec l’ADN et pourrait donc entraîner la formation de photoadduit et/ou l’apparition de photocoupures de l’ADN.
Par conséquent, dans ce chapitre, une première partie du travail est consacrée à la
photophysique de l’Os(tap)32+ en présence de polynucléotides par des mesures d’absorption,
d’intensité d’émission et de durées de vie de luminescence. Les résultats ont été comparés avec
avons également choisi les complexes correspondants du Ru(II), le Ru(phen)32+ et le
Ru(tap)32+, afin d’examiner l’effet de remplacement du métal central Ru(II) par Os(II). Enfin,
nous avons sélectionné le Ru(tap)2(phen)2+ comme composé de référence, car il possède le
même pouvoir oxydant à l’état excité que l’Os(tap)32+ (voir tableau 3 chap III).
Dans la deuxième partie de ce chapitre, nous avons examiné la photoréactivité des complexes en présence de polynucléotides, afin de vérifier si ces complexes sont capables de former des photoadduits (comme en présence de GMP) ou s’ils peuvent entraîner des photocoupures de l’ADN.
Les propriétés spectroscopiques des complexes polypyridiniques du Ru(II) et de l'Os(II) sont affectées par la présence d’acides nucléiques. Nous avons donc examiné l’effet de polynucléotides naturels (ADN de thymus de veau double brin et dénaturé) et de polynucléotides synthétiques (poly(d[A-T]) et poly(d[G-C])) sur les propriétés d’absorption et d’émission des complexes du Ru(II) et de l’Os(ll). Ensuite, nous avons examiné les photoréactions des complexes les plus oxydants en présence d’acides nucléiques et pour lesquels une photoréactivité avait été détectée en présence de GMP afin de mettre en évidence une éventuelle apparition de photocoupure ou une fomiation de photoadduit.
Toutes les solutions des complexes en présence d'ADN de thymus de veau et de polynucléotides synthétiques (poly(d[A-T]) et poly(d[G-C])) ont été préparées avec un tampon tris 10 mM à pH 7. Les mesures ont été effectuées dans l’eau à température ambiante. La concentration du complexe a été maintenue constante au cours de son titrage par les polynucléotides.
V.2. RESULTATS
V.2.1. Influence de l’addition de polynucléotides sur les spectres d’absorption visible
Les propriétés d'absorption des complexes du Ruthénium et de l'Osmium présentés ci-dessous sont perturbées en présence d'ADN de thymus de veau ou en présence de polynucléotides synthétiques. Les spectres d’absorption visible des complexes du Ru(II) et de l’Os(II) ont été relevés en absence et en présence de polynucléotides (P/C=0 et 80), à concentration totale constante en complexe. P/C représente le rapport de la concentration en polynucléotides, exprimée en nombre de moles de phosphates, et de la concentration en complexe. Les mesures
ont été effectuées à température ambiante dans l’eau, sous air, en présence de tampon tris 10
Lors de l’addition de polynucléotides, un effet hypochrome modéré et un très léger effet bathochrome sont observés au niveau de la bande d’absorption des complexes du Ru(II) et de l’Os(II) correspondant à la transition MLCT (de 400 à 480 nm).
300 350 400 450 500 550 600 650 700
X (nm)
Figure V.l: Spectre d'absorption visible de l'Os(tap)32''" en
absence et en présence d’ADN double brin (rapport de P/C = 80) en solution dans du tampon tris 10 mM à pH 7.
P/C désigne le rapport de la concentration en polynucléotide (exprimée en moles de phosphates) à la concentration en complexe ([complexe] = 2.5 10"^ M).
L'addition d'ADN double brin ou de poly(d[A-T]) entraîne une variation plus importante de l'absorbance dans le cas des complexes du Ru(II) que dans celui des complexes de l’Os(ll) à base des mêmes ligands. Par contre, en présence d'ADN dénaturé ou de poly(d[G-C]), l’effet hypochrome sur cette même bande est plus important dans le cas des complexes de l’Os(II) que dans celui des complexes du Ru(II) à base des mêmes ligands.________________________________
complexe ADN double brin ADN dénaturé poly(d[A-T]) poly(d[G-C])
Ru(phen)32+ 6 14 11 11
Ru(tap)2(phen)2+ 6 13 11 3
Ru(tap)32+ 5 2 18 5
Os(phen)32+ 3 17 9 21
Os(tap)32+ 4 7 3 11
Tableau V.l: Pourcentage d'hypochromicité d'absorption des complexes du Ru(II) et de l'Os(II) en présence de polynucléotides en solution dans du tampon tris 10 mM à pH 7 pour un rapport de P/C = 80 pour l’ADN et de P/C = 50 pour les polynucléotides synthétiques. Le pourcentage d’hypochromicité dans le cas de l’ADN est défini
DO(P/C=0) - DO(P/C=80)
comme --- DO(P/C~0)---' désigne le rapport de la concentration en polynucléotide (exprimée en moles de phosphates) à la concentration en complexe ([complexe] = 2.5 10'^ M).
V.2.2. Influence de l’addition de polynucléotides sur les
intensités d’émission des complexes du Ruthénium et de l’Osmium
L’effet de l’addition de polynucléotides sur la variation des intensités de luminescence des complexes du Ru(II) et de l’Os(II) a été examiné dans les mêmes conditions expérimentales. L’addition de polynucléotides entraîne un léger déplacement hypsochrome du maximum d’émission du complexe, ce qui avait déjà été observé pour d’autres complexes du Ru(II) en
présence d’ADN[l 1], Cependant, les intensités de luminescence de ces mêmes complexes sont
affectées de manière significative par l’addition de polynucléotides.
Dans un premier temps, nous avons examiné l'effet de l'addition d'ADN double brin de thymus de veau sur les émissions des différents complexes du Ruthénium et de l'Osmium. Les résultats sont présentés dans la figure V.2;
P/C
Figure V.2: Intensités d'émission relatives des complexes Ru(phen)3^'*',
Os(phen)3-"'', Ru(tap)32"'‘, Ru(tap)2(phen)^'*'et Os(tap)3^‘*'en présence
d'ADN double brin de thymus de veau. Les mesures ont été effectuées à température ambiante, dans l’eau (tampon tris 10 mM, pH 7), sous air.
I et Iq correspondent respectivement aux intensités d’émission en présence et
en absence de polynucléotides; P/C désigne le rapport de la concentration en polynucléotide (exprimée en moles de phosphates) à la concentration en complexe, cette dernière étant maintenue constante tout au long du titrage ([complexe] = 2.5 10"^ M).
Il faut distinguer deux types de comportements. Les complexes Ru(phen)32+ et Os(phen)32+ pour lesquels une addition d'ADN entraîne une augmentation de la luminescence seront classés
dans ce que nous appellerons la catégorie 1. Les complexes Ru(tap)32+, Ru(tap)2(phen)2+ et
Os(tap)32+ pour lesquels une addition d'ADN entraîne une diminution de la luminescence
seront classées dans la catégorie 2.
L'augmentation des intensités d'émission pour les complexes Ru(phen)32+ et Os(phen)32+ est
due à un effet de protection du complexe par le polynucléotide vis-à-vis de la solution aqueuse.
En fin de titrage (P/C=80), l’intensité d’émission augmente d’un facteur 3 pour le Ru(phen)32+
et environ 2 pour l’Os(phen)32+, indiquant donc une meilleure protection du complexe du
Ru(II) que celui de l'Os(II) vis-à-vis du milieu aqueux.
Par contre, la diminution des intensités d'émission pour le Ru(tap)32-l-, le Ru(tap)2(phen)2+ et
rOs(tap)3-+ est attribuée à l’inhibition de la luminescence de ces complexes par les guanines
des polynucléotides, due au transfert d'électron de la base vers l'état excité du complexe. Les
complexes de la catégorie 2 ont en effet un pouvoir oxydant à l'état excité suffisant pour oxyder
les guanines de l'ADN. Cet effet d'inhibition, en compétition avec les processus entraînant une augmentation de l’intensité d'émission, est probablement plus important et par con.séquent. la résultante se traduit par une diminution globale des intensités d'émission. D’autre part, la diminution des intensités d'émission par l’addition d’ADN aux complexes de la catégorie 2, est
la plus importante pour le Ru(tap)32-t-, ensuite pour le Ru(tap)2(phen)2+ et enfin pour
l'Os(tap)32-i-. En fin de titrage (P/C=80), cette inhibition de luminescence atteint près de 80%
pour le Ru(tap)32+, 70% pour le Ru(tap)2(phen)2-t- et seulement 25% pour l’Os(tap)32+ (voir
tableau V.3).
Dans un second temps, nous avons étudié l’effet de l’addition d’ADN dénaturé de thymus de veau sur la luminescence des complexes. A nouveau, nous devons distinguer deux comportements différents, ceux des complexes de la catégorie 1 et 2. Les résultats sont présentés dans la figure V.3.
Figure V.3; Inicnsités d'émission relatives des complexes Ru(phen)3^'*',
Os(phen)32+. Ru(tap)3^'''. Ru(tap)2(phen)^‘*' et Os(tap)3-+ en présence
d'ADN dénaturé de thymus de veau. Les mesures ont été elTectuécs à température ambiante, dans l'eau (tampon tris 10 mM, pH 7), sous air.
I et 1q correspondent respectivement aux intensités d’émission en présence et
en absence de polynucléotides; P/C désigne le rapport de la concentration en polynucléotide (exprimée en moles de phosphates) à la concentration en complexe, cette dernière étant maintenue constante tout au long du titrage ([complexe] = 2.5 10'^ M).
Dans le cas des complexes de la catégorie 1, la courbe de titrage de rOs(phen)32+ par l’ADN
dénaturé (I/Io=f(P/C)) est pour tous les rapports de P/C supérieure à celle du Ru(phen)32+ et
atteint une valeur plateau de 2 en fin de titrage (P/C=80) alors qu’elle ne vaut que 1.5 dans le
cas du Ru(phen)32+. Ceci suggère que c’est à présent l’Os(phen)32+ qui est mieux protégé de la
solution par l’ADN.
D’autre part, dans le cas des complexes de la catégorie 2, la diminution de l’intensité de luminescence semble être légèrement plus importante par l’addition d’ADN dénaturé que par
Nous avons aussi examiné le comportement des complexes en présence de poly(d[A-T]). ■ 2,5 - a- - K !.: P - . O - O P .i ❖ O 'I ? 2 0 l/I ....-■ ■■■'■ V ... 1,5 " ^ — «- ■■ ... ... * -9 A ♦ ■ ■ ■ v:* ^ ^ ^ 1 ^ -n s _______ 1_______ 1_______1_______ 1_______ L_ 0 10 20 30 40 50 60 P/C
Figure V.4: Intensités d'émission relatives des complexes Ru(phen)32'*',
Os(phen)3^''', Ru(tap)3-'*'. Ru(tap)2(phen)2+ et Os(tap)3^'’' en présence de
poly(d|A-Tj). Les mesures ont été effectuées à température ambiante, dans l’eau (tampon tris 10 mM, pH 7). sous air.
I et Iq correspondent respectivement aux intensités d’émission en présence et
en absence de polynuclcotides; P/C désigne le rapport de la concentration en polynucléotidc (exprimée en moles de phosphates) à la concentration en complexe, cette dernière étant maintenue constante tout au long du titrage ([complexe] = 2.5 10'^ M).
L'effet observé en présence de poly(d[A-T]) est par contre différent. En effet, dans ce cas, les
bases nucléotidiques peu réductrices ne se font pas facilement oxyder sauf par le Ru(tap)32+*
pour lequel un léger quenching de la luminescence a pu être mis en évidence en présence d'AMP. Par conséquent, le seul effet de polynucléotide qui peut être détecté pour les autres complexes est celui de leur protection vis-à-vis du milieu aqueux qui se manifeste par une augmentation de la luminescence. La comparaison des intensités d'émission relatives des différents complexes pour un rapport de P/C=50 met en évidence la meilleure protection des complexes du Ru(Il) par rapport à ceux de l'Os(II) par le poly(d[A-T]).
Nous avons aussi étudié le comportement de ces différents complexes en présence de poly(d[G- C]); les résultats sont rassemblés dans la figure V.5:
Figure V^5: Intensités d'émission relatives des complexes Ru(phcn)32+,
Os(phen)32+. Ru(tap)32+. Ru(tap)2(phen)2+ et Os(tap)32+ en présence de
poly(d[G-C]). Les mesures ont été effectuées à température ambiante, dans i’eau (tampon tris 10 niM, pH 7), sous air.
I et Iq correspondent respectivement aux intensités d’émission en présence et
en absence de polynucléotides; P/C désigne le rapport de la concentration en polynucléotide (exprimée en moles de phosphates) à la concentration en complexe, cette dernière étant maintenue constante tout au long du titrage ([complexe] = 2.5 10'^ M).
Le comportement des complexes de la catégorie 1 est comparable à celui observé en présence
d’ADN dénaturé, c’est-à-dire l’Os(phen)32+ est mieux protégé que le Ru(phen)32+ par le
poly(d[G-C]).
Pour les complexes de la deuxième catégorie, les courbes montrent qu’il apparaît un quenching
de la luminescence plus important pour le Ru(tap)32+ que pour l'Os(tap)32+. Cet effet peut être
corrélé avec les valeurs des constantes de quenching des complexes à l'état excité par la GMP (tableau 5 de l’article du chapitre III).
Les caractéristiques principales que nous avons déterminées à partir des mesures des intensités de luminescence en fonction de l’addition de polynucléotides sont rassemblées dans le tableau
V.3, c'est-à-dire les valeurs plateau de l’intensité d’émission relative (I/Iq), ainsi que le rapport
l’augmentation du rapport I/Iq est atteinte. Plus ce rapport est petit, plus la constante d'affinité du complexe pour le polynucléotide doit être importante.
complexe ADN double brin
I/Io (B/M) 1/2 ADN dénaturé I/Io (B/M) 1/2 poly(d[A-T]) I/Io (B/M) 1/2 poly(d[G-C]) I/Io (B/M) 1/2 Ru(phen)32+ 2.90 8 1.55 6 2.70 8 1.50 14 Ru(tap)2(phen)2+ 0.31 9 0.26 10 1.90 5 0.10 8 Ru(tap)32+ 0.23 14 0.26 15 1.80 3 0.15 10 Os(phen)32+ 1.85 6 2.14 6 1.55 5 2.60 6 Os(tap)32+ 0.75 10 0.62 5 1.35 18 0.41 10
Tableau V.2: Valeurs plateau et rapports de (B/M)i/2 pour les complexes de Ru(II) et de rOs(II) en présence de
polynuclcolides. obtenues à partir des figures V.2 à V.5.
Afin de comparer ces résultats aux valeurs des constantes d’affinité, nous avons tenté de déterminer, grâce au modèle de Mc Ghee Von Hippel, la constante d’affinité des complexes pour le poly(d[A-T]). Nous pré.sentons ci-dessous la démarche suivie.
L’interaction entre un complexe et l’ADN peut être représentée par l’équilibre suivant;
ML32+ + ADN --- ADN
M représente le métal et L un ligand.
La constante décrivant cet équilibre, c’est-à-dire la constante d’affinité vaut:
Kan = r --- V.2.1 Cf.CADNIibres
OÙ Cb et Cf sont les concentrations en complexes liés et libres et CADNiibres est la concentration
en sites d’interaction libres sur l’ADN à l’équilibre.
Au cours du titrage, la concentration en complexe est maintenue constante et on augmente la concentration en ADN. Par conséquent, l’équilibre défini par l’équation V.2.1 est déplacé vers la droite. La proportion de complexe lié à l’ADN croît jusqu’à ce que tout le complexe soit associé à l’ADN; c’est ce qu’on appelle la situation plateau.
L’intensité d’émission observée en présence d’ADN peut être décomposée en une contribution des entités luminescentes libres et liées[l64].
I = JoCf+JbCb V.2.2
Jo et Jb correspondent aux intensités d’émission molaires (en u.a.M"’) des entités libres et liées et Qot est la concentration totale en complexe.
Les intensités d’émission molaires .sont définies selon l’équation;
J — îincideni-£A,exc-l-4^cm V.2.4
Dans cette équation, lincidem ^st l’intensité incidente d’excitation, e7,exc coefficient
d’absorption molaire de l’espèce considérée à la longueur d’onde d’excitation, 1 la longueur du
trajet optique et (])em le rendement quantique de luminescence de l’entité correspondante.
On peut donc exprimer le rapport des intensités d’émission en présence et en absence d’ADN en fonction de la concentration en complexe lié
Cb-V.2.5
Dans la situation plateau, tout le complexe est lié à l’ADN: Cb =
Ctoi-Donc ^ où Ic« est l’intensité de luminescence correspondant à la situation de plateau.
En faisant l'hypothèse que le rapport ^ reste constant au cours du titrage, l’équation V.2.5 devient donc:
V.2.6
lo ^ I ' C,ot
La courbe de titr age du complexe par l’ADN pernrret de déteminer la concentration en complexe lié pour chaque rapport de P/C et par conséquent d’obtenir la constante d’affinité du complexe considéré, à partir du modèle de Mc Ghee et Von Hippel[l65].
L’expression analytique qui est utilisée dérive d’une théorie basée sur les probabilités conditionnelles:
^=K(l-nv)(. )
Cf 1 - (n-l)v
n-1 V.2.7
où V = Cb/pb, pb correspond à la concentration en paires de bases et n correspond à la taille de
site d’interaction dans l’hypothèse où l’ADN est considéré homogène sur toute sa longueur.
La représentation graphique de v/Cf en fonction de v, donnée dans la figure V.6 pour
rOs(tap)32+, devrait permettre de déterminer la constante d’affinité du complexe pour le
0,03 0,04 0,05 0,06 0,07 0,08 0,09 0,1 0,11
V
Figure V.6: Délermination de la constante d'affinité de rOs(tap)3^'*' pour
le poly(d[A-T]).
Les mesures ont été effectuées à température ambiante, dans l’eau (tampon tris 10 mM. pH 7), sous air.
Cette figure montre qu'il n'est pas possible à partir de ces données d'obtenir une valeur fiable de la constante d'affinité. L'ordre de grandeur de ces constantes est donnée dans le tableau V.3 pour les différents complexes.
complexe (B/M) 1/2 poly(d[A-T]) KaffdO^M-i) Ru(phen)32+ 8(8) 160±40 (100) [166] Ru(tap)2(phen)2+ 5 150±40 Ru(tap)32+ 3 130+40 Os(phen)32+ 5 160±40 Os(tap)32+ 18 89±40
Tableau V.3; Valeurs des constantes d’affinité des complexes du Ru(II) et de l’Os(II) vis-à- vis du poly(d[A-T]).
N,B: les valeurs entre parenthèses viennent de la référence [166], dans laquelle les mesures sont faites en présence de 12 mM en tampon phosphate
Ces données nous mènent à la conclusion qu’il faut considérer qu’une valeur de 5 ou de 8 pour
le rapport (B/M) 1/2 ne reflète pas une grande différence au niveau de la constante d’affinité. Il
semblerait que seule l’affinité de I’Os(tap)32+ vis-à-vis du poly(d[A-T]) soit un peu plus faible
V.2.3. Influence de l’addition de polynucléotides sur les durées de vie de luminescence des complexes
Les durées de vie de luminescence des complexes du Ruthénium et de l'Osmium ont été relevées en présence et en absence d'ADN de thymus de veau (double brin ou dénaturé) et de polynucléotides synthétiques (poly(d[A-T]) et poly(d[G'C])) par Single Photon Counting (SPC). Les mesures ont été effectuées à 25°C, sous air, en solution aqueuse tamponnée (tampon tris 10 mM, pH 7). Différents rapports de P/C ont été examinés: 10, 50 et 100 en présence d’ADN.
Les mesures en solution en absence de polynucléotides montrent que la décroissance de luminescence des complexes sous illumination pulsée est monoexponentielle, ce qui met ainsi en évidence la présence d’une seule espèce d’états excités en solution.
Par contre, les décroissances de luminescence en présence de polynucléotides n’ont pu être analy.sées de manière satisfaisante selon une cinétique monoexponentielle. En effet, en général elles correspondent à une biexponentielle et dans certains cas à une triexponentielle, ce qui signifie que, deux ou plusieurs espèces excitées contribuent à la luminescence observée.
Comme nous l’avons signalé précédemment (chapitre IV), lorsque l’ajustement des courbes expérimentales suivant le programme d’analyse fournit une décroissance triexponentielle, une certaine méfiance vis-à-vis de ces résultats doit être adoptée. En effet, il est facile de montrer que plus le nombre de décroissances est élevé, plus l’incertitude sur les valeurs de chaque durée de vie augmente. En outre, lorsque la contribution à la durée de vie est de l’ordre de 20% ou plus petit, l’emeur sur la durée de vie sera encore accme.
Dans le cas des complexes de la catégorie 2, c’est-à-dire les plus oxydants, nous avons vu dans la section précédente que l’intensité de luminescence est inhibée par les polynucléotides contenant des guanines. Ce quenching se manifeste également au niveau des durées de vie de luminescence. Il faut cependant noter qu’avec l’appareillage utilisé, les durées de vie les plus courtes (inférieures à la nanoseconde) ne peuvent être déterminées et proviennent de quenching
statique [167] .
Dans un premier temps, nous avons examiné l’effet de l’addition d’ADN double brin sur les durées de vie de luminescence des complexes du Ruthénium et de l’Osmium.
r< LvPîî Nn r.ri 700''-*)' N'o Ic^i:) !?*• 6 C
'• 2:4!îOSî. ^ 9te0?s T3 Sl'JcîüBîi
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T.
Figure V.7: Décroissance de luminescence de l’Os(lap)3^''' en
présence d’ADN double brin (P/C=I00). (solution aqueuse 2.5 10’^ M en complexe; 10 mM en tampon tris, pH 7). Les mesures ont été effectuées à 25°C, sous air.
Ru(phen)32+ P/C=0 P/C=10 P/C=50 P/C=100 X|/ns (A]/%) 450 490 (45) 672 (40) 605 (35) T2/ns (A2/%) t3/ns (A3/%) 1405 (55) 1492 (60) 1530 (65) Os(phen)32+ P/C=0 P/C=10 P/C=50 P/C=100 Tl/ns (A]/%) 74 90 (35) 102 (43) 125 (45) X2/ns (A2/%) X3/ns (A3/%) 150(65) 155 (57) 167 (55) Ru(tap)32+ P/C=0 O II O P/C=50 P/C=100 X)/ns (A)/%) 197 167(55) 16(40) 23(43) X2/ns (A2/%) 294 (45) 166 (45) 163(40) X3/ns (A3/%) 475 (15) 945 (17) Ru(tap)2(phen)2+ P/C=0 P/C=10 P/C=50 P/C=100 X|/ns (Ai/%) 671 62 (30) 66 (44) 59(50) X2/ns (A2/%) 535 (40) 460(30) 392(35) X3/ns (A3/%) 975(30) 1400 (26) 1427 (15) Os(tap)32+ P/C=0 P/C=10 P/C=50 P/C=100 Xj/ns (Ai/%) 120 41 (30) 21 (30) 27 (29) X2/ns (A2/%) 99 (53) 78 (55) 82(51) X3/ns (A3/%) 164(17) 190(15) 191 (20)
Tableau V.4; Durées de vie de luminescence et facteurs préexponentiels normalisés obtenus en présence d’ADN double brin de thymus de veau, pour les complexes des deux catégories (solution aqueuse 2.5 10"^ M en complexe; 10 mM en tampon tris, pH 7). Les mesures ont été effectuées à 25°C, sous air.
Les décroissances de luminescence, enregistrées au maximum d’émission, ont été analysées selon une cinétique
bi ou triexponentielle: lem(t)= aiexpf-t/T]) + a2exp(-t/T2) + 0C3exp(-t/T3); les facteurs préexponentiels
normalisés (Ai= aj/Xoti) représentent les contributions des différentes composantes au temps t=0.
Dans le cas des complexes de la catégorie 1, l’addition de l’ADN provoque l’apparition d’une décroissance biexponentielle qui fournit une première durée de vie dont la valeur est comparable (ou légèrement plus longue) à celle du complexe seul, et une deuxième durée de vie environ deux à trois fois plus longue. Pour un rapport de P/C=100, les contributions correspondantes
cas du Ru(phen)32+, il faut noter une prédominance de la composante lente, qui vaut environ 65% pour un rapport de P/C=100.
Pour les complexes de la catégorie 2, les décroissances de luminescence en présence d’ADN