Modifications covalentes des histones

Les queues d’histones, particulièrement les queues N-terminales, non structurées et capables de se projeter en dehors du nucléosome, sont les cibles majeures des complexes de modification des histones et peuvent être par exemple acétylées, méthylées, phosphorylées, ubiquitinylées et sumoylées (Table 1.1) [104]. Parmi ces modifications, l’acétylation et la méthylation sont les plus nombreuses ; elles seront donc abordées plus en détail dans cette section. Les modifications covalentes des queues d’histones peuvent agir de deux manières non exclusives : en modifiant les propriétés physiques des nucléosomes ou en annotant la chromatine de manière à recruter ou affecter l’activité de certains complexes. La variété et la complexité des patrons de modification des histones ont donné lieu à la théorie de « code d’histones » énoncée pour la première fois par le groupe de David Allis [64, 65]. Les marques s’influencent les une les autres (crosstalk), la déposition d’une ou plusieurs marques pouvant en réguler d’autres [105, 106]. La localisation de nombreuses marques a permis leur association avec certains états de la chromatine. Ces marques ont été utilisées par les chercheurs afin d’annoter le génome dans un type cellulaire pour des conditions précises leur permettant d’obtenir une « photo » de l’état de transcription de chacune des zones du génome. Par exemple, la marque de méthylation H3K36 est généralement associée à l’activation des gènes (présente ou récente), H3K4me3 à l’initiation de la transcription, H3K9me à l’hétérochromatine (Table 1.1) [45, 67, 107-109]. En 2007, une nouvelle nomenclature d’une partie des enzymes de modification des histones fut proposée. Cette démarche ayant pour but de clarifier les inconsistances de nomenclature, dues à l’essor rapide des connaissances dans le domaine, prend aussi en compte l’activité de ces enzymes sur des substrats autres que les histones [110].

Table 1.1 : Liste, non exhaustive, des modifications d’histones.

Modification Histone Résidu Complexe(s) de déposition Fonction(s)

levure mammifère

méthylation H3 K4 Set1 MLL, ALL-1, Set9/7,

ALR-1/2, ALR, Set1

Transcription

K9 Suv39h, G9a, Eu-

HMTase I, ESET, SETBD1

Répression

K27 E(Z) Répression

K36 Set2 HYPB, Smyd2, NSD1 Transcription

K79 Dot1 Dot1L Transcription,

Maintien de l’euchromatine R2 CARM1 Transcription R17 CARM1 Transcription R26 CARM1 Transcription H4 K20 PR-Set7, SET8 SUV4-20H1 Répression Réparation de l’ADN R3 PRMT1 Transcription Acétylation H3 K56 Rtt109 P300 Réplication Réparation de l’ADN H4 K16 Sas2, NuA4 hMOF Maintien de l’euchromatine, Réparation de l’ADN

H2A.Z K14 NuA4 Transcription

Phosphorylation H3 S10 Snf1 Aurora B Transcription,

Mitose H2A.X S129/139 Mec1 Tel1 ATR ATM Réparation de l’ADN Ubiquitination H2B K120/123 Rad6, Bre1 UbcH6 Transcription

H2A K119 Ring1b Répression

Bien que la table n’indique qu’une ou deux fonctions, plusieurs de ces marques ont pu être reliées à de nombreux mécanismes nucléaires.

1.1.3.2.1 Acétylation

Les histones acétyltransférases (HAT) ou lysine acétyltransférases (KAT) catalysent l’ajout du groupe acétyle de l’acétyle CoA aux groupes ε-amino des résidus lysine des histones. Cette modification neutralise la charge positive des lysines, affaiblissant leur affinité pour l’ADN. L’acétylation des histones génère aussi une marque qui pourra être reconnue de manière spécifique par des complexes effecteurs [111]. On distingue deux groupes d'HAT selon leur localisation cellulaire et la nature de leur substrat. Les membres du groupe A acétylent les histones à la chromatine, alors que ceux du groupe B acétylent les histones libres dans le cytoplasme, avant leur incorporation. Le groupe B ne contient qu’une HAT, Hat1 (KAT1), alors que le groupe A est subdivisé en familles, dont GNAT (Gcn5-related N-acetyltransferase) et MYST (MOZ, Ybf2/Sas3, Sas2, Tip60) sont les mieux caractérisées [112]. Le groupe B est responsable de l’acétylation des histones avant leur incorporation à la chromatine par le complexe CAF1 [31]. Ces marques sont effacées peu de temps après la déposition des histones à la chromatine, afin de permettre la mise en place de nouveaux profils [113]. Si les HAT du groupe B ont une activité cytoplasmique caractéristique, elles ne sont cependant pas restreinte au cytoplasme des gènes [114].

Les groupements acétyles sont retirés par les histones déacétylases (HDAC) (non concernées par la nouvelle nomenclature). Les HDAC sont réparties en quatre classes (I à IV) suivant leur homologie [112]. Les membres des classes I, II et IV, catalysent la déacétylation selon un mécanisme dépendant d’un ion Zinc, alors que les membres de la classe III (famille des sirtuin), utilisent un mécanisme dépendant du NAD+ [112]. On peut noter que, chez la levure, Hda1 et Hos3, les seuls membres des familles II et III peuvent être regroupées au sein de la famille II, faisant ainsi descendre le nombre de classes à trois [115].

Les activités antagonistes des HAT et HDAC font de l’acétylation une marque dynamique, dont le niveau repose sur la balance entre ces deux activités. On observe dans le génome deux types d’activité HAT et HDAC : une activité non ciblée,

responsable du niveau global d’acétylation du génome, et une activité ciblée pour laquelle les HAT sont recrutées en des points précis du génome [116]. Les activateurs recrutent les HAT aux promoteurs des gènes, lors de leur induction ; l’acétylation des nucléosomes favorise l’ouverture du promoteur, l’éjection des chromosomes, et marque les promoteurs [117]. Chez la levure, NuA4 et SAGA, deux complexes contenant une activité acétyltransférase (par leur sous-unité Esa1 et Gcn5 respectivement) semblent être les principales HAT participant à l’activation des gènes [118-122]. Un sous-complexe de NuA4, picNuA4 (piccolo NuA4), formé des sous- unités Esa1, Epl1 et Yng2 est, quant à lui impliqué dans l’acétylation globale de la chromatine [123].

À l’inverse, les HDAC sont généralement recrutés aux promoteurs lors de la répression des gènes [117]. Lors de l’élongation, les histones sont acétylées de façon transitoire pour permettre le passage de la polymérase, puis déacétylées par la HDAC Rpd3, afin de reconstituer la structure de la chromatine dans le sillage de l’ARNPolII [124]. Les protéines Sir (silent information regulator), incluant la protéine HDAC Sir2, sont essentielles à la répression épigénétique des régions silencieuses par déacétylation de la marque d’histone H4K16 déposée par les HAT Sas2 (something about silencing 2) et Esa1 (essential Sas2-related acetyltransferase 1) [117].

1.1.3.2.2 Méthylation

La méthylation est une marque, somme toute, plus stable déposée sur les résidus lysines (lysine méthyl transférase KMT) ou arginines. Contrairement à l’acétylation, elle ne modifie pas la charge des histones et se retrouve sous trois formes (lysine mono-, di- et triméthylée) dont les conséquences peuvent être distinctes. La plus grande demi-vie des marques de méthylation est utile pour annoter des régions du génome plus stables et pour garder une mémoire des évènements qui ont abouti à leur déposition [125].

L’ajout de groupes méthyles est catalysé par des méthyltransférases et leur retrait par des déméthylases. Chez la levure, trois histones lysine méthytransférases sont présentes, Set1(KMT2) et Set2 (KMT3), caractérisées par un domaine SET, et Dot1 (disruptor of telomeric silencing, KMT4). Ces trois enzymes catalysent la

mono-, la di- et la triméthylation de leur substrat respectif. Étant impliquées dans la transcription, leur fonction fera l’objet d’une section ultérieure de l’introduction. On peut cependant noter ici la contribution de Dot1 dans la restriction de la propagation des régions silencieuses de la chromatine. La répression épigénétique des régions silencieuses se propage le long de la chromatine à partir d’une zone de nucléation ; la méthylation du résidu H3K79, en empêchant la fixation de la protéine Sir3, prévient l’action du complexe Sir (notamment la déacétylation par Sir2) et fonctionne comme une barrière à l’étalement des régions silencieuses [66].

Bien que considérée comme plus stable que l’acétylation, la méthylation est réversible. Toutefois les protéines aux activités histone déméthylases n’ont été identifiées que récemment, d’abord chez l’humain [126], puis chez la levure [127]. Les dernières études sur cette classe d’enzymes les relient au développement et aux maladies [128].