Mode d’action des néonicotinoïdes

1.7.2. Mode d’action des néonicotinoïdes.

Le système nerveux est constitué d’un réseau de neurones interconnectés par le

biais de jonctions spécifique : les synapses. Le message véhiculé au niveau d’une synapse peut être de nature électrique ou de nature chimique (neurotransmetteurs). Cependant, quelle que soit la nature du signal, la perception de l’information au niveau de la cellule post-synaptique provoque l’activation ou l’inhibition de récepteurs ou de canaux ioniques membranaires (Raymond-Delpech et al., 2005).

L’acétylcholine est le principal neurotransmetteur excitateur pour les transmissions

rapides dans le système nerveux central des insectes. Lors de l’influx nerveux, l’acétylcholine est relâchée par la membrane pré-synaptique et va interagir avec le récepteur nicotinique de l’acétylcholine (AChR). Ce récepteur forme un canal ionique dont l’ouverture dépend de la fixation de l’acétylcholine, ce qui entraîne un in-flux de Na+ extracellulaire et un efflux de K+ intracellulaire, déclenchant ainsi l’influx nerveux. La dégradation de l’acétylcholine par l’acétylcholinestérase stoppe le signal. La nicotine est un agoniste non hy-drolysable de l’acétylcholine, elle reste fixée au récepteur ce qui empêche sa fermeture, et ce qui perturbe le signal en créant une hyperpolarisation de la cellule (Antonio-Arreola et al., 2011; Jeschke et al., 2013; Ahmed 2015). Les récepteurs nicotiniques sont composés de cinq sous-unités qui forment un canal permettant le passage sélectif d’ions Na+

, Ca²⁺,et K⁺ (Efsa, 2014). Les néonicotinoïdes, insecticides

neurotoxique agissent spécifiquement sur les récepteurs de l’acétylcholine (nACHRs) comme inhibiteur compétiteur, c’est-à-dire qu’il bloque les transmissions des impulsions des membranes synaptiques des systèmes nerveux (Figure 05). Ce disfonctionnement cause éventuellement la tétanie (crises contractures musculaires), gérescence neuronale et puis la mort d’insecte (Buckinghamet al ., 1997). La majorité de ses insecticides sont á dualité d’action, agit par contact et ingestion à de très faibles doses (Matsuda et al., 2001

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Figure 5 : Représentation schématique d’une synapse cholinergique entre deux neurones avec

les cibles principales des néonicoténoides. ACh : acétylcholine ; AChE : acétylcholinestérase ; nAChR : récepteur cholinergique de type nicotinique; Na : canal sodium (Modifié d’après

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Chapitre 1 : Effets cancérigènes

1. Effets cancérigènes.

L'intoxication aiguë se manifeste en général immédiatement ou peu de temps après une exposition à un pesticide. Les signes symptomatiques les plus souvent rencontrés lors d’une intoxication aiguë sont les céphalées, les nausées, les vomissements, les étourdissements, la fatigue, la perte d’appétit et les irritations cutanée ou oculaire, difficultés respiratoires, convulsions et même coma (Samuel, 2000). Ces effets nocifs peuvent être réversibles ou irréversibles (Engel et al., 2005). Cependant l’intoxication

chronique survient généralement suite à l’absorption répétée de faibles doses de pesticides pendant une longue durée. Les principaux effets d’une exposition chronique aux pesticides sont des effets sur la reproduction, le développement, les systèmes immunitaires et endocriniens ainsi que des effets cancérigènes (Samuel, 2001).

1.1. Les effets cancérigènes des néonicotinoïdes sur la glande thyroïdienne.

La thyroïde est une glande endocrine située à la face antérieure du cou et régulant, chez les vertébrés, de nombreux systèmes hormonaux par la sécrétion de triodothyronine (T3), de thyroxine (T4) et de calcitonine. Les T3 et T4 fixent de l'iode sur une protéine, sous l'influence de la TSH, hormone régulant le fonctionnement de cette glande (Reynolds

et al., 2002). Dans la thyroïde, on trouve de nombreuses petites structures arrondies

ressemblant à des sacs que l’on appelle follicules. Les follicules produisent, emmagasinent et libèrent les hormones thyroïdiennes. La thyroïde est constituée de différents types de cellules. Les follicules sont tapissés de cellules folliculaires, les cellules C (aussi appelées cellules parafolliculaires) les quelles sont parsemées dans toute la thyroïde, y compris entre les follicules et dans leur revêtement. Parmi les autres cellules de la thyroïde, on compte des lymphocytes (un type de globule blanc) et des cellules graisseuses (appelées adipocytes) (Reynolds et al., 2002). (Figure 6).

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Figure 6 : histologie de la thyroïde 450x (http://cancerthyroide.blogspot.com).

L’impact des néonicotinoides sur cette glande à fait l’objet de plusieurs travaux. L’administration de thiamethoxam par voie oral a provoqué une hypertrophie de la glande thyroïde chez les lapins (Shalaby et al., 2010). Nicolle-Mir (2011) ont montré que

l’exposition des rats mâles à l’imidaclopride entraine une augmentation significative de la masse absolue de la thyroïde Tebourbi et al. (2010) ont indiqué que l’injection d’un autre composé l’acétamipride aux rats a provoqué une augmentation significative du poids relatif de la thyroïde. Cependant une atrophie de la glande thyroïde traduite par la diminution de sa masse absolue a été rapporter après le traitement des rats par d’autre néonicotinoides le fipronil et l’acétamipride (Surks et al., 2004 ; Johnson et al., 2009).

L’impact des néonicoinoides chez le rat reste mal élucidé. Les Travaux de Saadi et al.,

(2014) ont montré la toxicité d’un néonicotinoïde l’imidaclopride chez les rat wistar, après

l’administration de deux doses à 3.67 mg/kg/jour et 5.18 mg/kg/jour pendant 30 jours par voie oral. Les résultats obtenus ont révélé le dosage quantitative des hormones thyroïdiennes FT3 et FT4 (mesuré par la technique ELISA). Les résultats obtenus montrés dans le tableau 3 ne révèlent aucune déférence significative dans les FT3 et FT4 entre les séries témoins et les séries traitées.

Tableau 3 : Effet d’un néonicotinoïe l’imidaclopride administré à deux doses 3.67 et5.18

mg/kg/jour sur les hormones thyroïdiennes FT3 et FT4 chez le rat wistar (Saadi et al., 2014). Groupes FT3 (mol/l) FT4 (mol/l)

Control 6.81± 1.67 30.17 ± 4.76 Imidaclopride 3.67mg/kg/jour 6.01 ± 1.77 24.33 ± 7.55 Imidaclopride 5.18 mg/kg/jour 6.22 ± 1.32 27.33 ± 6.55

22 Cependant l’observation microscopique des coupes histologiques de la tyroïde réalisées par Martoga et Martoga, (1967), a montré une histopathologie chez les séries traitées comparativement aux séries témoins. La figure 7 : A et B montre que le tissu thyroïdien des séries témoins composé de nombreux follicules de diamètre variable et chacun est délimité par un épithélium simple composé de thyréocytes aux noyaux noir et ovoïdes, Ces cellules entourent un colloïde à grande lumière remplie. Le traitement par l’imidaclopride affecte la structure histologique de la thyroïde pour les deux doses testées. Ces altérations se traduisent par de nombreux changements dégénératifs de degrés variables dans de nombreuses régions de la thyroïde (figure 8 : C et E). En augmentons de ce fait le nombre de micro follicules, le nombre des cellules folliculaires et parafolliculaires en entrainant un cancer de la tyroïde. Une perte de colloïde et une présence des tissus nécrotiques sont également enregistrés (figure 8 : D et F) Sur la base de l'examen histopathologique et des résultats posologiques hormonaux Saadi et al.,

(2014) suggèrent que les deux doses testées de l’imidaclopride engendrent une

augmentation d’ un processus inflammatoire dans la glande thyroïde qui constituait un signe de toxicité chez des rats.

Figure 7 : Coupe histologique d’un tissu de la thyroïde des série témoins, (A)100 x , (B)

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Figure 08: Coupe histologique d’un tissu de la thyroïde, (C) 100x: série traitée par l’imidaclopride à 3.67 mg/kg/jour, (E) 100x: série traitée par l’imidaclopride à 5.18 mg/kg/jour chez les rat wistar, (D) et (F) image 400x montrant la perte de colloïde et la présence des tissus nécrotiques. (Saadi et al., 2014).

CC: Cellules C. Tn Tissue nécrotique

(*) Indiquelaperte de colloïde et l’augmentation des cellules folliculaire. Indique la présence des cellules mortes.

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