Mise en place de la plateforme de culture en laboratoire

En plus des milieux de culture et nutritif, les cultures microalgales nécessitent un contenant, de la lumière et de l’agitation. Une plateforme de culture, intégrant ces éléments, a été développée en début d’étude. Un schéma simplifié et une photo de cette plateforme sont proposés figure 4.1

Figure4.1– Schéma de la plateforme de culture composée de6 photobioréacteurs (PBR) de5L

4.4.1 Photobioréacteurs

La plateforme se compose de 6 emplacements dans lesquels peuvent se loger des PBR de 1 à

10 L. Les PBR utilisés sont de simples flacons de laboratoire en verre Schott Duran™. Les plus classiques ont un volume de2,5 ou5 Let une profondeur optique face à la source de lumière de

10 ou20 cm.

Les cultures réalisées au LISBP ne sont pas axéniques. Des trous sont pratiqués dans le bouchon supérieur de chaque PBR pour laisser passer, sondes, cannes de bullage, canne deCO₂ et canne de prélèvement. La culture est donc en contact avec l’environnement extérieur mais ce contact est limité. Il faut noter qu’aucune autre culture d’espèces différentes de microalgues ou d’autres microorganismes n’est pratiquée dans le bâtiment ce qui limite fortement les contaminations éventuelles.

4.4.2 Apport de lumière

L’apport de lumière est assuré par2tubes fluorescents « Daylight OSRAM FQ 965 Biolux » fixés sur une rampe. Ces tubes se caractérisent par un Indice de Rendu de Couleur supérieur à98%et une température de couleur de 6500K. Cette qualité est essentielle au bon développement de la biomasse. Les tubes doivent fournir un spectre de lumière proche de celui de la lumière solaire. Ceux de la classe « Daylight »sont connus pour être efficaces sur les cultures microalgales. Selon la concentration des cultures, il est possible d’ajouter2autres tubes fluorescents identiques pour encadrer les cultures de sources de lumière (photo 4.2). Ceci permet de repousser la limitation de croissance due à l’apport de lumière.

Un programmateur permet de simuler grossièrement (on/off, pas de variation progressive) un cycle jour/nuit. Bien qu’une illumination constante soit envisageable, il est considéré que l’alternance lumineuse a une influence sur le métabolisme des algues et donc potentiellement sur leur récolte. Sur cette plateforme de culture, l’objectif est de se rapprocher des conditions de culture rencontrées en extérieur sur le site Gruissan. Des cycles « 14h/nuit-10h » et « jour-16h/nuit-8h » ont été programmés. Ces cycles correspondent à ce qui est rencontré aux latitudes de Gruissan en période estivale de forte production microalgale.

Figure 4.2 – Photo de la plateforme de culture, avec la double rampe d’éclairage mais sans les dispositifs de limitation du pH.

4.4.3 Limitation du pH

Le pH d’une suspension de D. salina soumise à un éclairage jour/nuit varie de manière permanente. Les suivis pH de 4 cultures d’une souche Gruissan dans des eaux hypersalées IFREMER sont proposés figure 4.3. En journée, lorsque l’activité photosynthétique prédomine sur la respiration, le pH augmente du fait de la fixation du carbone inorganique dissous. La nuit, la photosynthèse s’interrompt mais la respiration est maintenue. Le dioxyde de carbone relargué induit une diminution du pH. L’amplitude des variations journalières atteint dans cet exemple1

à1,5unité pH. Sur plusieurs jours les amplitudes de variation du pH peuvent atteindre2unités. Pour maximiser la productivité des cultures, il est nécessaire de maintenir les cultures autour d’un pH optimal. Au LISBP, l’objectif n’est pas de maximiser cette productivité. Ceci étant, pour se rapprocher des conditions de culture sur le site de Gruissan, la possibilité de limiter le pH a été ajoutée sur la plateforme.

Dans certaines études proposées dans ce manuscrit, le pH est automatiquement limité par un contrôleur JBL pourvu d’une électrovanne qui permet ou non l’injection de CO₂ industriel gazeux. Ce contrôleur est relié à une sonde pH/température InPro™4800/120/P T1000 (Mettler-Toledo) calibrée dans la gamme de travail avec des étalons 7,01 et 10,01. Lorsque la valeur de

Figure4.3– Suivis pH de4cultures d’une souche Gruissan dans des eaux hypersalées IFREMER. Les zones jaunes (ou grisées) correspondent aux périodes d’éclairage.

pH relevée par cette sonde dépasse le pH limite programmé, l’électrovanne s’ouvre pour laisser buller le CO2 industriel dans la culture et abaisser le pH de cette dernière. On parle ici de limitation du pH et non de régulation. En effet, durant la phase respiratoire nocturne, malgré le dispositif utilisé le pH peut descendre bien en-deçà de la valeur programmée (figure 4.4). De plus, l’hystérèse du dispositif ne permet pas de régulation fine.

Sur la figure4.4on observe la phase de réglage et d’optimisation de la procédure de limitation du pH. Dans un premier temps, l’hystérèse de l’appareil JBL est réglée à0,1. Quelles que soient les conditions opératoires, l’amplitude des variations autour du pH cible est jugée trop importante. Lorsque l’hystérèse de l’appareil JBL est affinée à 0,05, on constate que l’agitation par bullage d’air semble rendre de meilleurs résultats sur la limitation du pH. Le fait de disposer le diffuseur de CO₂ dans une zone agitée, en l’occurrence dans la zone proche du point d’injection d’air comprimé, permet d’obtenir des amplitudes de variations légèrement plus importantes que pour un placement en zone morte, mais la fréquence de ces variations est diminuée.

Dans cette étude, l’hystérèse de l’appareil JBL est réglée à 0,05, le diffuseur de CO₂ est placé dans une zone agitée (à proximité de l’injection d’air comprimé) et l’agitation est réalisée par

(a) Les zones jaunes (ou grisées) correspondent aux périodes d’éclairage.

(b) Zoom sur la période de réglage des conditions de limitation du pH. Chaque zone colorée correspond à des conditions opératoires différentes, listées sur la figure.

Figure4.4– Suivi du pH d’une culture de souche Gruissan dans des eaux hypersalées IFREMER limitées à un pH 7,8. Optimisation de la procédure de limitation du pH.

4.4.4 Agitation

Comme avancé ci-dessus, les cultures sont agitées par bullage à l’air comprimé du réseau. Cet air est filtré à 0,2 µm, pour limiter les injections d’impuretés et d’hydrocarbures. L’injection séquentielle de CO₂ engendre aussi une légère agitation qui reste négligeable par rapport au bullage à l’air. Aucune agitation mécanique n’est ajoutée.