Mesure de T ∗

2

et T

dans les poumons d’un rat

Nous avons mesuré T1 et T2∗ dans les poumons de rat. La connaissance de la valeur de T∗

2 est importante pour l’ajustement du temps d’acquisition par excitation. De la même

façon, la connaissance de T1 permet l’ajustement du temps de répétition. Puisque la valeur

de T1 présente de fortes variations en présence d’oxygène, il n’est pas possible d’estimer

sa valeur dans les poumons du rat sans mesure expérimentale in vivo. Les expériences ont été effectuées en utilisant le système RMN décrit dans l’annexe A en combinaison avec la sonde double-résonnante (cf. annexe B).

8.3.1

Système de respiration

Pendant les expériences, le rat a été ventilé mécaniquement à l’aide d’un cathéter placé dans la trachée (trachéotomie) afin de préserver l’étanchéité du système respiratoire. Un schéma du système est représenté dans la fig. 8.1.

T

vers hélium-3 vers

respirateur

zone sensible rf

Figure 8.1 – Système de respiration artificielle : Ce système permet de délivrer au choix un mélange air et halothane en respiration continue ou de l’hélium–3 pur après arrêt du respirateur (apnée pendant les mesures RMN). La pression maximale de l’hélium–3 peut être ajustée par le détendeur de la bouteille.

Une vanne T est directement raccordée au cathéter respiratoire permettant au choix l’administration de l’hélium–3 ou la respiration mécanique normale à l’aide du respirateur.

8.3 Mesure de T∗

2 et T1 dans les poumons d’un rat 93

La distance entre le cathéter et l’entrée de l’hélium a été choisie la plus courte possible afin de réduire le volume d’air. À l’entrée du respirateur, un système de mélange d’air, oxygène et halothane permet de régler les concentrations gazeuses du mélange délivré à l’animal. Le respirateur et la bouteille d’hélium–3 ont du être éloignés de l’aimant (plus de 2 m) en raison de la présence de pièces ferromagnétiques.

8.3.2

Préparation du rat

Le rat est maintenu sous anesthésie (halothane 1%). Après la trachéotomie et la connexion du cathéter au système de respiration, le rat est positionné dans la sonde rf et une dose de curare est administrée pour supprimer le mécanisme de respiration automatique de l’animal. La sonde est ensuite placée dans l’aimant. Grâce à une conception double–accord de la sonde rf (cf. Annexe B.1), le repérage anatomique des poumons peut être effectué en acquièrant des images protons. Nous avons utilisé une séquence d’écho de gradient avec les paramètres suivants :

TR TE FOV ∆z Nx x Ny

100 ms 11 ms 7 x 7cm2 _{5 mm 128 x 64}

À l’aide de ces images, le rat est positionné de façon à ce que ses poumons se trouvent au centre de l’aimant. Le signal de précession libre de protons est utilisé afin de déterminer la fréquence de résonance exacte des protons. À partir de cette valeur, la fréquence de résonance de l’hélium est calculée selon fHe = γ_γHe_H fH. Ensuite, la chaîne rf du

spectromètre est connectée à la partie 3_{He de la sonde qui est ensuite accordée à la}

fréquence de résonance de l’hélium–3 et adaptée à 50 Ω.

8.3.3

Méthodes de mesure

Afin de déterminer T∗

2 , un signal de précession libre de l’hélium–3 est acquis. La largeur

de la raie de résonance ∆f de l’hélium–3 est mesurée. Elle est liée au temps de relaxation

T∗

2 par la relation T2∗ = (π∆f)−1. T1 est déterminé par une méthode de saturation–

récupération.

8.3.4

Protocole expérimental

L’administration du gaz et les mesures RMN ont été effectuées selon le protocole suivant :

durée respiration mesures RMN

15 min air/halothane – 20 min O2 pur/halothane –

1 min 3_{He lavage 3 cycles –}

5 min 3_{He apnée mesure T}∗ 2, T1

8.3.5

Résultats

La figure 8.2 (a) montre un spectre typique d’hélium–3 dans les poumons de rat obtenu en une seule acquisition. La largeur de raie varie généralement entre 300 et 800 Hz. T∗ 2

est donc de l’ordre de 1 ms.

La figure 8.2 (b) montre les points expérimentaux acquis lors de la mesure de T1 ainsi

que l’ajustement par moindres carrées de la courbe S = S0[1 − exp (−T_TR1)] sur les points

expérimentaux. Nous avons trouvé des valeurs de T1 comprises entre 7 s et 40 s selon le

contenu en oxygène résiduel dans les poumons avant administration de l’hélium–3.

(a) (b)

Figure 8.2 – (a) Spectre typique de l’hélium–3 dans les poumons de rat. Le spectre a été obtenu en une seule acquisition. Sa largeur est typiquement entre 300 et 800 Hz. (b) Mesure de T1 dans

les poumons de rat. Le résultat de l’ajustement par moindres carrés (ligne continue) est pour cette expérience de T1 = 7 s. Triangles : Intensités des signaux mesurés.

8.3.6

Discussion

La valeur très courte de T∗

2 dans les poumons a deux conséquences :

1. Pour des séquences d’écho de gradient, le temps d’écho doit être court par rapport à T∗

2 afin d’éviter des pertes de signal importantes (cf. Ch. 7). En pratique, ceci est

difficile à réaliser à cause des temps de commutation du système de gradients et de sa puissance limitée. En effet, le système utilisé pour ces études possède un temps de commutation minimum de 400 µs. Une séquence d’écho de gradient nécessite au moins deux commutations entre l’impulsion et l’acquisition de l’écho. Le temps d’écho ne peut par conséquent être plus court que 800 µs. Le signal serait dans ce cas atténué de plus de 50% en début d’acquisition.

Par conséquent, il est préférable d’employer une séquence d’écho de spin, car dans ce cas les déphasages du signal induits par les inhomogénéités du champ principal sont refocalisés. Le temps d’écho doit cependant être ajusté en considérant l’atténuation du signal par diffusion.

2. Le temps d’acquisition (après excitation ou refocalisation par rf) doit être ajusté par rapport à T∗

2 . Avec T2∗ = 1 ms, le temps d’acquisition optimal serait 2,52 ms

dans le cas d’un écho de spin et 1,26 ms dans le cas d’un écho de gradient [Poh97]. Afin d’exploiter au mieux l’aimantation transversale créée par l’excitation, il est avantageux d’acquérir plusieurs échos de spin après excitation du système de spins car, compte tenu des fortes valeurs attendues pour T2, le signal peut être refocalisé