agrégés, présents par exemple dans la furine (Voorhees et al., 1995) ou la protéine Nef du VIH de type 1 (Lindwasser et al., 2008).
D’autres adaptateurs du manteau à clathrine sont impliqués dans la reconnaissance de modifications post-traductionnelles des cargos. Par exemple, EPS15 et les epsines 1 et 2 sont impliqués dans la reconnaissance de protéines ubiquitinylées à la membrane plasmique. De même, les β-arrestines 1 et 2 reconnaissent des motifs phosphorylés, notamment dans plusieurs récepteurs couplés aux protéines G (GPCR, pour G protein-coupled receptors) (Bonifacino et Traub, 2003). D’autres adaptateurs reconnaissent des régions bien plus spécifiques de certaines protéines ou familles de protéines. Par exemple, la protéine
PhosphatidylInositol-Binding Clathrin Assembly (PICALM) est capable de reconnaître les
domaines SNARE de VAMP2 (pour Vesicle-Associated Membrane Protein 2), VAMP3 et VAMP8 (Miller et al., 2011).
Il est aussi à noter qu’à l’inverse, des mécanismes pour exclure certains cargos des puits à clathrine existent, notamment en lien avec la taille des domaines transmembranaires (Mercanti et al., 2010).
3.2 La maturation des endosomes
À la différence de la voie de sécrétion, la porte d’entrée de la voie d’endocytose – le milieu extracellulaire – est très facilement manipulable. Il est ainsi plus facile de suivre des éléments qui voyagent le long de cette voie. Selon le type cellulaire, les éléments endocytés atteignent les endosomes précoces (Figure 16a, b) 1 à 5 min après endocytose, puis les endosomes tardifs (Figure 16c) après 10 à 30 min. Les compartiments lytiques (Figure 16d, e) sont finalement atteints environ 30 min après l’endocytose (Sachse, Ramm, et al., 2002).
La petite GTPase Rab5 est rapidement recrutée sur les vésicules d’endocytose et représente le régulateur principal de la dynamique des endosomes précoces (Wandinger-Ness et Zerial, 2014). Rab5, par sa présence et son interaction avec le complexe PI3K VPS34/p150, qui produit et maintient le PI3P sur les membranes des endosomes précoces (Christoforidis, Miaczynska, et al., 1999), permet de définir l’identité de ces compartiments. Fonctionnant comme des plateformes de tri, les endosomes précoces ont des morphologies hétérogènes constituées d’une vacuole centrale à partir de laquelle émergent des tubules (Figure 16a ; Klumperman et Raposo, 2015).
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Les endosomes précoces peuvent fusionner entre eux de façon dépendante de Rab5 (Gorvel et al., 1991; Rybin et al., 1996). La protéines d’amarrage EEA1 (Early Endosomal
Autoantigen 1), un effecteur de Rab5 (Simonsen et al., 1998; Christoforidis, McBride, et al.,
1999) recruté sur les membranes par le PI3P (Patki et al., 1997), permet l’amarrage des endosomes précoces. Il a été montré que, après amarrage de deux endosomes précoces, EEA1 s’effondre sur elle-même suite à l’interaction avec Rab5 et rapproche ainsi les deux compartiments pour initier la fusion (Murray et al., 2016). Il a aussi été montré que la protéine Rabénosyne 5, un autre effecteur de Rab5 capable de lier le PI3P via son domaine FYVE, recrute sur les endosomes précoces la protéine Vps45 (Nielsen et al., 2000). Cette protéine fait partie de la famille de protéines Sec1/Munc18 qui régulent l’activité des protéines SNARE et facilitent ainsi les événements de fusion (Rizo et Südhof, 2012). De plus, EEA1 est aussi capable d’interagir avec la protéine SNARE Syntaxine 13 (Mcbride et al., 1999), bien que la fonction de cette interaction ne soit pas très claire.
Un modèle explicatif de la maturation des endosomes précoces dit « en entonnoir » a été proposé (Foret et al., 2012). Selon ce modèle, les contenus endocytés convergent par fusion des endosomes qui, dans le même temps, migrent vers le centre cellulaire. Les endosomes précoces matureraient ainsi tout en évoluant en taille et en contenu (Figure 17).
Les endosomes précoces évoluent en endosomes tardifs (Stoorvogel et al., 1991). De façon marquante, cette maturation s’accompagne d’une conversion de la Rab dominante sur
Figure 16. Les principaux compartiments de la voie d’endocytose. (a) Image de microscopie électronique à balayage d’un endosome précoce, mettant en évidence la présence de tubules et de sous-domaines. Les points blancs correspondent à du LDL couplé à des billes d’or endocyté (les couleurs ont été inversées). Gruenberg, 2001. (b-e) Images de microscopie à transmission d’endosome précoce (b), d’endosome tardif (c), d’endolysosome (d) et de lysosome (e). Les flèches dans (b) pointent des manteaux à clathrine sur l’endosome précoce. Bars d’échelle : 100 nm. Adapté de Huotari et Helenius, 2011.
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les membranes du compartiment, passant de Rab5 à Rab7 en seulement quelques minutes (Figure 18 ; Rink et al., 2005; Vonderheit et Helenius, 2005). Rab5 est maintenue active sur les membranes grâce à sa GEF Rabex-5 (Horiuchi et al., 1997), elle-même positivement régulée par son interaction avec Rabaptin-5, effecteur de Rab5 (Christoforidis, McBride, et al., 1999; Lippe et al., 2001). Il en résulte une boucle d’activation positive recrutant et maintenant Rab5 sur la membrane des endosomes précoces, et dont le maintien est directement dépendant de Rabex-5. Ce sont les protéines SAND-1/Mon1a/b qui interviennent pour mettre fin à cette boucle et permettre la conversion. Une étude chez Caenorhabditis elegans a montré que SAND-1 (qui a deux homologues chez les vertébrés : Mon1a et Mon1b) s’associe à Rabex-5 et permet son retrait des endosomes précoces (Poteryaev et al., 2010). De plus, SAND-1 permettrait aussi le recrutement de Rab7 en liant Vps18 et Vps11, deux sous-unités du complexe d’amarrage HOPS (pour Homotypic fusion and vacuole Protein Sorting) qui comprend aussi Vps39 et Vps33, deux partenaires de Rab7 (Poteryaev et al., 2010; Spang, 2016). La régulation spatiotemporelle de l’activité de SAND-1/Mon1 n’est pas encore bien comprise.
La transition de Rab s’accompagne d’une modification des phosphoinositides de la
membrane de l’endosome : une partie du PI3P laisse sa place à du PI(3,5)P2 (Wang, Lo et
Figure 17. Modèle de maturation en entonnoir des endosomes précoces. Source : site web du laboratoire Principles of cell and tissue organization (Marino Zerial) ; http://zerial.mpi-cbg.de/.
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Haucke, 2019). Cette conversion est catalysée par PIKfyve (kinase de la position 5 de l’inositol), recrutée par le PI3P via son domaine FYVE (Hasegawa, Strunk et Weisman, 2017).
Les endosomes tardifs sont sujets à fusion homotypique. Rab7 n’est pas essentielle pour dans la formation des MVB (Vanlandingham et Ceresa, 2009) mais une fois ceux-ci formés, c’est Rab7 qui joue le rôle de chef d’orchestre (Wandinger-Ness et Zerial, 2014). Comme mentionné plus haut, Rab7 interagit avec le complexe d’amarrage HOPS via les sous-unités Vps39 et Vps33. Ce complexe, initialement identifié chez la levure, se composent de six sous-unités : Vps11, Vps16, Vps18, Vps33, Vps39 et Vps41 (Spang, 2016). Il est nécessaire pour la fusion homotypique des vacuoles en permettant un amarrage des compartiments via son interaction avec l’orthologue de Rab7, Ypt, via ses sous-unités Vps39 et Vps41 (Spang, 2016). Dans les cellules de mammifères, hVps41 et hVps39 ont aussi été impliquées dans la fusion homotypique des endosomes tardifs de même que pour la fusion de ceux-ci avec les lysosomes (Pols, Ten Brink, et al., 2013). Le complexe SNARE impliqué dans cette fusion homotypique a été identifié. Il se compose des Q-SNARE syntaxine 7, Vti1b et syntaxine 8 et de la R-SNARE VAMP8 (Luzio et al., 2017).
Finalement, les endosomes tardifs peuvent fusionner avec les lysosomes, formant ainsi un compartiment intermédiaire : l’endolysosome (Mullock et al., 1998), site de dégradation des éléments contenus dans la lumière (Bright, Davis et Luzio, 2016). La fusion totale des deux compartiments est généralement précédée d’événements de « kiss-and-run », permettant un premier échange de matériel (Bright, Gratian et Luzio, 2005). Le complexe SNARE pour la fusion des endosomes tardifs avec les lysosomes semble différer de celui impliqué dans la fusion homotypique des endosomes tardif que par la R-SNARE impliquée. La R-SNARE VAMP8 est remplacée par la R-SNARE Tetanus neurotoxin-Insensitive Vesicular-Associated Membrane
Figure 18. Conversion de la Rab majoritaire lors de la maturation des endosomes précoces en endosomes
tardifs. Images de fluorescence : suivi d’un endosome dans des cellules A431 exprimant GFP-Rab7 et mRFP-Rab5
et incubées avec du LDL fluorescent (DID-LDL). Les temps indiqués correspondent aux temps après ajout du LDL dans le milieu. Graphiques : Intensité des fluorescences sur ce même endosome. Rink et al., 2005.
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Protein (TI-VAMP)/VAMP7 (Ward et al., 2000; Pryor et al., 2004). Cependant, des souris
déplétées en VAMP7 sont viables et ne présentent pas de disfonctionnements importants (Sato et al., 2011; Danglot et al., 2012), suggérant que les fonctions de VAMP7 pourraient être achevées par d’autres facteurs, ou que des effets compensatoires se manifestent dans ces souris. La fusion des endosomes tardifs avec les lysosomes est aussi dépendante du complexe d’amarrage HOPS (Pols, Ten Brink, et al., 2013).
Alternativement, les endosomes tardifs peuvent aussi fusionner avec la membrane plasmique, menant à la sécrétion du contenu de la lumière et des vésicules intraluminales (Kowal, Tkach et Théry, 2014).
Le processus de maturation des endosomes, depuis les vésicules d’endocytose jusqu’aux endolysosomes, s’accompagne de plusieurs phénomènes. L’acidification de la lumière des compartiments est médiée par la pompe à proton V-ATPase (Mellman, Fuchs et Helenius, 1986). Le pH est d’environ 6,2 dans les endosomes précoces et progresse jusqu’à des valeurs proches de 4,0 dans les endosomes tardifs et endolysosomes. La maturation des endosomes s’accompagne aussi de la formation de vésicules intraluminales (ILV) (Figure 16b, c ; voir 3.3.4 L’incorporation des cargos dans les vésicules intraluminales) et d’une augmentation de la fréquence des contacts entre endosomes et réticulum endoplasmique (Friedman et al., 2013). Ces contacts jouent plusieurs rôles dans la biologie des endosomes, régulant notamment l’échange de lipides (van der Kant et Neefjes, 2014; Henne, 2019), l’échange de calcium (van der Kant et Neefjes, 2014; Patel, 2019), ou encore leur transport le long des microtubules et la fusion des MVB avec la membrane plasmique (Friedman et al., 2013; Raiborg et al., 2015 ; voir Eden, 2016 pour une revue générale sur les contacts RE-endosomes).