Matériels et méthodes :

-1°) population :

L’étude a porté sur sept chiennes Beagle âgées pesant 8.77 kg +/- 1.19 kg (minimum : 7.8 kg et maximum : 9.5 kg) : -chien A : 8.8 kg. -chien B : 8.9 kg. -chien C : 9.4 kg. -chien D : 8.3 kg. -chien E : 7.8 kg. -chien F : 9.5 kg. -chien G : 8.7 kg.

Toutes les chiennes étaient vaccinées (maladie de Carré, hépatite de Rubarth, parvovirose, leptospirose).

Pendant toute la durée de l’étude, les chiennes sont nourries exclusivement avec une alimentation sèche du commerce (Royal Canin Medium adult mature ®) à raison de 350 grammes de croquettes distribuées une fois par jour à midi. L’eau est donnée à volonté.

-2°) durée de l’étude :

Une semaine avant le début de l’étude, toutes les chiennes ont été vermifugées à l’aide de l’association pyrantel-fébentel-praziquantel (Drontal P ®, laboratoire Bayer santé animale) trois jours de suite.

Durant la première semaine de l’étude, un test d’absorption de sucres est réalisé ainsi qu’une évaluation de la vitesse de vidange gastrique au moyen d’un repas baryté et de cliché sériés jusqu’à ce que la vidange de l’estomac soit effective, dont les protocoles seront détaillés plus loin.

La semaine suivante toutes les gastropexies ont été réalisées par la même équipe (S.Palierne, D.Mathon et M.Crémoux) selon le protocole chirurgical qui sera décrit plus loin.

Le matin de l’intervention, après 12 heures de jeûne, des échantillons de sang total, de plasma et de sérum sont prélevés sur chaque chien en vue de réaliser les différents suivis nécessaires à l’évaluation de la technique (bilan biochimique et ionique, numération formule sanguine, protéine C réactive).

Six heures après l’intervention, un échantillon de sérum est prélevé pour la réalisation du suivi de la protéine C réactive, puis un bilan complet (biochimique dont protéine C réactive, et examen hématologique) est réalisé toutes les 24 heures pendant la première semaine, puis une fois par semaine pendant la durée l’étude.

Dix semaines après le début de l’étude, un test d’absorption de sucrose et un suivi radiologique de la vidange gastrique sont à nouveau réalisés.

conservée dans une solution isotonique de chlorure de sodium jusqu’à la réalisation d’un test de traction dans l’heure suivant l’euthanasie (presse électromécanique MTS 10/MH, MTS Corporation – Eden Prairie MN, USA). Parallèlement au test de traction réalisé pour objectiver la compétence mécanique des adhérences créées, la compétence mécanique de la paroi musculaire d’une part et de la paroi gastrique d’autre part sont également mesurées. La pièce musculaire de la paroi abdominale comprend les trois épaisseurs musculaires (oblique externe, oblique interne et transverse) mais pas la peau. La pièce gastrique est prélevée au niveau du corps de l’estomac selon une orientation longitudinale.

-3°) colonne de coelioscopie :

Elle comprend :

-une caméra TriCCD Storz mod. Endovision Tricam SL ®. -un écran Sony 51 cm.

-un numériseur d’image Sony DKR 700 ®.

-un magnétoscope DVD-HDD Panasonic DMR-E100H ®. -un insufflateur Lapfow 40 ®, Smith Nephew Dyonics.

-4°) procédure chirurgicale :

-a) préparation :

Chaque chienne est mise à jeun douze heures avant l’intervention et préparée avec une tonte chirurgicale de l’abdomen.

Le matin de l’intervention, un cathéter est mis en place au niveau d’une veine céphalique respectant les règles d’asepsie de rigueur.

-b) protocole anesthésique :

-α) prémédication et fluidothérapie per anesthésique :

Dès la prémédication, chaque animal reçoit une perfusion de Ringer lactate à un débit de 10 mL/kg/h.

Tous les animaux ont été prémédiqués au moyen d’acépromazine à 1% (Vétranquil ®, laboratoire CEVA santé animale) à raison de 0.05 mg/kg associée à du chlorhydrate de morphine (morphine Aguettant ®, laboratoire aguettant) à la posologie de 0.2 mg/kg par voie intraveineuse.

-β) induction de l’anesthésie :

Pour chaque animal, l’induction de l’anesthésie est réalisée au moyen de thiopental (Nesdonal ®, laboratoire Mérial) à la dose de 10mg/kg par voie intraveineuse. Dès la perte des réflexes laryngés, chaque animal est intubé et mis sous oxygène à un débit de 0.2 L/kg/min.

-γ) maintien de l’anesthésie :

L’anesthésie est poursuivie par l’administration d’isoflurane (Forène ® laboratoire Abott) additionné à l’oxygène. Nous avons choisi l’utilisation d’un circuit non ré-inhalatoire afin d’en minimiser la résistance et ainsi ne pas gêner les mouvements respiratoires, en plus du pneumoabdomen nécessaire à la réalisation de toute chirurgie abdominale sous laparoscopie. Bien que les animaux de l’étude aient été de petit format, il n’a pas été nécessaire de procéder à une ventilation assistée ou contrôlée.

-δ) analgésie :

La valence analgésique du protocole anesthésique est prise en charge par le chlorhydrate de morphine utilisé à 0.2 mg/kg en prémédication puis 0.1 mg/kg toutes les deux heures au cours de l’intervention si besoin, et toutes les 4 heures en période post-opératoire. Une évaluation régulière de la douleur régulière est également effectuée afin d’adapter le protocole analgésique si besoin.

-ε) antibioprophylaxie :

Dès le début de la procédure, chaque animal reçoit une injection de céfalexine (Rilexine ®, laboratoire Virbac) à raison de 30 mg/kg puis une nouvelle injection à la même posologie toutes les deux heures au cours de l’intervention, si nécessaire. Il n’est pas prévu d’en continuer l’administration en phase post-opératoire.

-ζ) monitoring per-anesthésique :

Pendant toutes la durée de la procédure, les animaux font l’objet d’une surveillance clinique (stéthoscope oesophagien, relâchement des muscles masticateurs, position du globe oculaire, couleur des muqueuses et temps de recoloration capillaire) complétée par une surveillance instrumentale permettant la surveillance de la température corporelle, une oxymétrie pulsée, une électrocardioscopie).

-c) temps chirurgical :

L’animal est placé en décubitus dorsal ; l’abdomen est désinfecté classiquement avec de la chlorhexidine (savon et solution, Hibitane ® laboratoire Astra Zenaca) en alternance avec une solution alcoolique à 70%, avant la mise en place des champs opératoires.

Le pneumopéritoine est créé grâce à une aiguille de Verrès introduite sur la ligne blanche caudalement à l’ombilic en direction caudale et vers la droite de l’animal afin de minimiser les risques de lacérations spléniques. Elle est ensuite reliée à l’insufflateur (Lapflow 40 ®, Smith Nephew Dyonics après vérification de la bonne position de l’aiguille de Verrès au moyen d’une seringue en verre. Le pneumopéritoine est créé classiquement par insufflation de CO2 et la pression d’insufflation est réglée à 12 mm de mercure.

Un canal optique de 11 mm (Storz) est ensuite mis en place au niveau de l’ombilic (diamètre de 11 mm, longueur de 10.5 cm, avec valve). Il est introduit dans la cavité abdominale au moyen d’un mandrin de Klemm à extrémité excentrée type « Zerocart ». Une inspection complète de la cavité péritonéale est réalisée, dans le but de diagnostiquer au plus vite d’éventuelles lésions organiques iatrogènes, comme des lacérations spléniques.

Deux canaux opérateurs de 6 mm (Storz) sont ensuite mis en place (10.5 cm de long, avec valve, mandrin de Klemm à extrémité excentrée type « Zerocart », le premier à la gauche du plan médian à travers le muscle droit de l’abdomen, environ 2 à 3 centimètres crânialement à l’ombilic, et le second à droite du plan médian, plus latéralement que le premier et à hauteur de l’ombilic.

Figure 37 : technique évaluée. Localisation des canaux opérateurs et du canal optique.

Une nouvelle inspection de la cavité péritonéale est réalisée avant de procéder au temps opératoire proprement dit.

Le ligament falciforme du foie est récliné dorsalement et latéralement à gauche au moyen d’une pince atraumatique introduite dans le canal opérateur situé à gauche de l’animal. En effet, celui-là a tendance à venir se coller sur l’extrémité de l’optique et à gêner la visualisation de la cavité péritonéale.

Moniteur

Laparoscope Forceps Forceps

L’antre pylorique est ensuite saisi au moyen d’une pince atraumatique introduite dans le canal opérateur situé à la droite de l’animal et amené crânialement au niveau de son site de pexie.

Photo 11 et figure 38 : technique évaluée. Préhension de l’antre pylorique. Légendes : AP : antre pylorique ; D : duodénum ; GC : grande courbure ; GO : grand omentum ; hs : hémorragie séreuse ; P : pancréas ; pc : petite courbure ; VB : vésicule biliaire

Foie (I) Foie (II) Foie (III) VB D P GO AP GC pc hs Photo 11 Figure 38

Photo 12 et figure 39 : technique évaluée. Traction de l’antre pylorique vers la zone de pexie. (après coagulation du péritoine pariétal)

Légendes : AP : antre pylorique ; M.Tr : muscle transverse ; P.coag : points de coagulation

Une fois ce site déterminé, une incision cutanée de 3 centimètres orientée parallèlement à

M.Tr P.coag.

AP Photo 12