A infectividade do inóculo refere-se à capacidade dos propágulos em colonizar a raiz de hospedeiro susceptível (Plenchette et al. 1989), sendo característica importante na seleção de inoculantes para aplicação na agricultura (Abbott et al. 1994). Ensaios (Moorman & Reeves 1979; Sieverding 1991; Feldman & Idzack 1994) para determinar a qualidade do inóculo consistem na utilização de planta altamente micotrófica, geralmente o milho (Zea
mays), cultivada em substrato com proporções decrescentes do inóculo a ser testado; após 30
dias da emergência das plantas, as raízes são examinadas quanto à formação da micorriza, podendo-se estimar a colonização (INVAM 2001) ou simplesmente assinalar a presença de estruturas características da simbiose micorrízica arbuscular, para posterior determinação do número mais provável de propágulos infectivos de FMA no inóculo. Fatores como tipo de hospedeiro, substrato diluente e condições experimentais podem alterar os resultados obtidos no ensaio (Wilson & Trinick 1982). Além dos bioensaios de infectividade, pode-se fazer uso de corantes vitais, como o INT (iodonitrotetrazolium) para estimar a viabilidade de esporos de FMA (Walley & Germida 1995).
Para validação comercial de inóculo de FMA, cultiva-se o milho em substrato com 10% de inoculante. Trinta dias após o início do experimento, o inóculo que produzir pelo menos 25% de colonização nas raízes do hospedeiro é tido como viável para comercialização (Sylvia 2001; INVAM 2001).
Após o inóculo ter sido produzido, é necessário mantê-lo viável para fins de pesquisa ou aplicação na agricultura. Esse aspecto está relacionado à estocagem de inoculante de FMA, que tem sido pouco documentada (Sylvia 1999), especialmente em sistemas para produção desses fungos sem utilização de solo (INVAM 1994a).
Quando o inóculo é produzido de modo convencional, o solo ou a mistura específica utilizada como substrato para cultivo do fungo servem como veículo para armazenamento (INVAM 1994b). Após secagem, o substrato é comumente acondicionado em sacos de polietileno (Bagyaraj 1994) e armazenadao a 8-10 ºC (Sieverding 1991). Para eleger o método mais eficaz na preservação da viabilidade dos propágulos contidos no substrato, tanto para fins comerciais quanto na manutenção de bancos de germoplasmas de FMA (Kuszala et al. 2001), a umidade do meio e a temperatura de estocagem devem ser levadas em consideração. Por outro lado, o fungo multiplicado in vitro, com raízes transformadas, pode ser armazenado a 4 ºC (Plenchette et al. 1996) ou encapsulado em matriz de alginato de sódio, sem perder a capacidade de colonizar o hospedeiro (Declerck et al. 1996a; Jaizme-Veja et al. 2003).
Além dos fatores abióticos (temperatura e umidade do substrato) influenciarem na preservação do potencial infectivo (Bendavid-Val et al. 1997), o estádio do ciclo de vida do fungo pode afetar a infectividade do inóculo, visto que as hifas de alguns FMA são infectivas se a esporulação não tiver sido iniciada, como observado em Acaulospora laevis (Jasper et al. 1993). A maturidade e o tamanho dos esporos presentes no inóculo também podem influenciar a infectividade. Gazey et al. (1993) consideraram que esporos com maior diâmetro apresentam retardo na germinação e maior produção de hifas germinativas do que aqueles com dimensões menores, que germinam mais rápido, porém com menor comprimento micelial. Estes comportamentos devem ser considerados na certificação comercial de inoculantes.
O tipo de estrutura fúngica presente no inóculo de FMA influencia o potencial infectivo. Staddon & Fitter (2001) registraram que hifas perderam a infectividade após estocagem a 5 ºC por três semanas, enquanto a viabilidade das vesículas não foi alterada, indicando que essas estruturas são responsáveis pela infectividade, quando se utiliza raízes colonizadas e estocadas como fonte de inóculo.
Células auxiliares não são hábeis em colonizar o hospedeiro, não atuando como fonte de propagação desses fungos (Bierman & Linderman 1983; Sieverding 1991). Servem, por outro lado, como sítio temporário de estocagem de fontes de carbono (Mehrotra 2005), com o pico de produção dessas estruturas antecedendo a esporulação (INVAM 1993). Declerck et al. (2004) verificaram que houve recrescimento de hifas a partir de células auxiliares de
Scutellospora reticulata (Koske, Miller & Walker) Walker & Sanders; entretanto, o micélio
formado não foi hábil em colonizar raízes de alho (Allium porrum L.) e cenoura (Daucus
Esporos, além de serem a principal fonte de inóculo, são os propágulos com maior durabilidade na ausência de hospedeiro (Gazey et al. 1993). Quando presentes e quiescentes, garantem a infectividade do inóculo (Daft et al. 1987). Plenchette et al. (1996) verificaram que raízes de D. carota colonizadas por G. versiforme in vitro apresentaram maior infectividade em relação aos esporos.
A umidade do substrato no qual o inóculo foi produzido deve ser adequada para não acentuar a perda da infectividade com a estocagem, como enfatizado por Ruiz-Lozano & Azcón (1996), os quais registraram perda no potencial infectivo de inóculos de G. deserticola,
G. fasciculatum e G. mosseae em solo completamente seco após 6 meses de estocagem a 28-
32 ºC. Afek et al. (1994) observaram que não houve perda na infectividade de inóculos secos e armazenados a 24 ºC, enquanto aqueles úmidos foram melhor preservados quando armazenados a 9 ºC, temperatura que reduz a proliferação de microrganismos. Todavia, Menge (1984) menciona que o inóculo deve estar seco, com umidade de 1-10 %, antes de ser armazenado. Sieverding (1991) sugere que o armazenamento de inoculo úmido (5 % de umidade) favorece a proliferação de microrganismos, mesmo em baixas temperaturas (4-8 ºC).
As condições de produção de FMA podem afetar a viabilidade do inóculo (Tommerup 1988) e recomendações para manutenção do fungo nas condições em que foi produzido têm sido feitas (Daft et al. 1987; Nadarajah & Nawani 1987). Louis & Lim (1988b) observaram que um isolado de G. clarum de região tropical manteve a infectividade quando armazenado em temperaturas características de clima tropical (25-30 ºC).
A manutenção de inóculo de FMA em baixas temperaturas (4 ºC, por exemplo) é prática comum nos laboratórios de pesquisa com FMA (Filion et al. 2001; Plenchette & Strullu 2003; Mehrotra 2005). Esta recomendação tem sido feita devido à redução no metabolismo (Tommerup 1983a), na mortalidade (Juge et al. 2002), aumento na sincronização da germinação (Safir et al. 1990), quebra de dormência dos esporos (Tommerup 1983b; Gemma & Koske 1988; Kim et al. 2002), assim como à ativação de promotores ou inibição de bloqueadores da germinação dos esporos pelo frio (Tommerup 1987). Nemec (1987) registrou que o armazenamento por 175 dias, em baixas temperaturas (1,1 ºC, 4 ºC e 10 ºC), preservou a viabilidade do inóculo de G. intraradices em relação à estocagem a 16 ou 21 ºC. Por outro lado, Kuszala et al. (2001) observaram que inóculos de 20 espécies de FMA dos gêneros Acaulospora, Gigaspora, Glomus e Scutellospora mantiveram a capacidade de colonizar o hospedeiro, independentemente da temperatura em que foram armazenados (18-24 ºC, +4 ºC, -18 ºC, -80 ºC).
É desejável que o inóculo mantenha a infectividade por longos períodos (Nemec 1987), porém, estocagens prolongadas podem reduzir o potencial infectivo de FMA (Gould & Liberta 1981; Warner 1983; Hardie 1984; Plenchette & Strullu 2003). Tommerup (1984) mencionou que esporos germinados de A. laevis e Glomus caledonium podem manter a infectividade por até quatro meses de armazenamento.
Além dos métodos tradicionais para manutenção da viabilidade de propágulos de FMA, pode-se fazer uso da criopreservação. Hifas externas de FMA não associadas ao hospedeiro podem manter a infectividade depois de submetidas ao congelamento (Addy et al. 1994), sendo este benefício mais pronunciado quando os propágulos passam por pré- condicionamento ao frio antes de serem submetidos a temperaturas abaixo de -12 ºC (Addy et
al. 1998). Douds & Schenck (1990b) obtiveram resultados satisfatórios quando congelaram os
esporos de FMA no substrato em que foram propagados. Do mesmo modo, Nemec (1987) não registrou prejuízo na formação de micorriza por G. intraradices após o inóculo ter sido congelado por 62 h.
Tommerup (1988) mencionou que a utilização de “L-Drying”, que consiste na dessecação à vácuo (1,3 × 10-6 MPa), é eficiente na preservação do potencial germinativo de
A. laevis, G. caledonium, G. fasciculatum, Glomus monosporum Gerdemann & Trappe e Scutellospora calospora Nicolson & Gerdemann (Walker & Sanders), por 8 anos, podendo
ser utilizada na estocagem de FMA em larga escala. Outras técnicas utilizadas são a liofilização (Kuszala et al. 2001) e o encapsulamento em alginato (Strullu et al. 1991; Strullu & Plenchette 1991).
Conhecimento sobre a estocagem de inóculo de FMA é restrito aos fungos cultivados em solo (Douds & Schenck 1990a, por exemplo), em sistemas aeropônicos (Sylvia 1994) e in
vitro (Plenchette & Strullu 2003). Não foram determinadas as condições ideais de
armazenamento de FMA produzidos em substratos com resíduos orgânicos, que constitui metodologia viável e de baixo custo na produção de inoculante desses fungos (Douds et al. 2005).