2.1.1 Ligature de l’artère coronaire et administration de
l’AMD3100
Dans cette étude, des rats mâles Sprague Dawley âgés de 10 à 12 semaines ainsi que des souris mâles de 8 à 10 semaines (Charles River, St- Constant, QC, Canada) ont été divisés en 4 groupes soient : animaux témoins (témoin), animaux témoins traités avec de l’AMD3100 (AMD3100), animaux IM (IM) et finalement, animaux IM traités avec de l’AMD3100 (IM+AMD3100). Les animaux appartenant aux groupes IM ont subi une ligature complète de l’artère coronaire antérieure descendante gauche comme décrit dans le protocole de Nguyen (Nguyen et al, 2003). Les animaux sont anesthésiés avec un mélange d’isoflurane (CDMV) (rats : 3%, souris : 2,5%) et d’oxygène puis intubés avec un cathéter (rats : 18G; souris : 20G). À la suite de l’intubation, une dose préopératoire de buprénorphine est donnée aux animaux (TEMGESIC, Université McGill, rats : 0,01 mg/kg; souris : 0,05 mg/kg). La région d’intérêt est rasée et désinfectée avec de la chlorexidine 0,5% et une ouverture d’environ 1 cm est pratiquée sur le côté gauche du thorax à la hauteur du quatrième espace intercostal. Le pectoral transverse et le pectoral profond sont délicatement rétractés pour accéder au cœur. La ligature de l’artère est effectuée à l’aide d’un fil de soie noir tressé de taille 4-0 (JOHNSON & JOHNSON) pour les rats et un fil de nylon 10-0 pour les souris (JOHNSON & JOHNSON). Les côtes sont refermées à l’aide de fils 2-0 pour les rats et 4-0 pour les souris. Finalement, les muscles sont replacés et une suture de la peau est pratiquée avec des broches pour petits animaux (FISHER). À la suite de la chirurgie, la buprénorphine (rats : 0,01 mg/kg; souris : 0,05 mg/kg) est administrée aux 4 à 8 heures (maximum de 4 injections). Durant la récupération, les animaux ont un accès libre à la nourriture et à l’eau pendant 24 heures.
Par la suite, l’antagoniste sélectif du CXCR4, l’AMD3100 (SIGMA) est mélangé à la nourriture de rat à raison de 1 mg par kg d’animal pour une période de 6 jours. Quant aux souris, elles reçoivent la même dose d’AMD3100, mais de façon intrapéritonéale (IP). Tous les 2 jours, les animaux sont pesés et la dose d’AMD3100 est réajustée. Les animaux témoins subissent un traitement semblable, toutefois sans ligature de l’artère coronaire. L’AMD3100 a été administré 24 heures après l’occlusion complète de l’artère coronaire afin de mimer les conditions retrouvées en clinique où le patient est traité après avoir subi un IM.
Les doses d’AMD3100 utilisées ont été déterminées de façon expérimentale. Dans la littérature, plusieurs articles documentent une administration de l’AMD3100 à des doses variables. Les doses utilisées dépendent de la réponse physiologique à observer. La dose utilisée dans la présente étude est basée sur une étude de Rubin et al (2003).
Comme déjà mentionné, la méthode d’administration de l’AMD3100 diffère entre les rats et les souris. D’abord, chez le rat, il est plus facile d’administrer la drogue dans la nourriture (malgré la plus faible biodisponibilité) que de façon IP. De plus, le laboratoire du Dr Calderone a validé cette approche pour le traitement pharmacologique des maladies cardiovasculaires (Mercier et al, 2002). Cependant, des études comparatives ont été effectuées afin de confirmer qu’il n’y a pas de différence entre les deux voies d’administration. Ainsi, chez le rat, de l’AMD3100 a été administré de façon IP et dans la nourriture et les résultats montrent que malgré les différentes voies d’administration, la taille de la cicatrice est diminuée. De plus, l’effet est plus prononcé lorsque la drogue est administrée via la nourriture (nourriture : 48 ± 11% de diminution de la taille de la cicatrice, n = 9; IP : 24 ± 8% de diminution de la taille de la cicatrice, n = 7). Ainsi, toutes les études suivantes ont été faites chez des rats qui recevaient de l’AMD3100 par voie orale. Chez la souris, la dose de l’AMD3100 est trop élevée
comparativement à la quantité de nourriture consommée par les souris. Ainsi, l’administration par voie IP a été préférée. Indépendamment du mode d’administration de l’AMD3100, une diminution similaire de la taille de la cicatrice est observée dans chacune des espèces étudiées.
Le laboratoire du Dr Calderone s’intéresse principalement aux événements impliqués dans la formation de la cicatrice, et ce, dans la phase aiguë. Dans cette optique, la formation de la cicatrice a été observée à 7 jours. En effet, à 7 jours, la cicatrice est bien délimitée et elle est facile à reconnaître. De plus, la réponse fibrotique est déjà établie par l’augmentation de l’ARNm du collagène D1 Type 3 dans la région non ischémique du VG. Enfin, une étude par Pillarisetti et Gupta (2001) a montré que le SDF-1D reste élevé jusqu’à 6 semaines après un IM.
2.1.2 Mesure de la pression ventriculaire
Une semaine (7 jours) après l’IM, la pression ventriculaire est mesurée à l’aide d’un cathéter Millar (INTER V MEDICAL). Les rats sont anesthésiés avec un mélange de kétamine (50 mg/kg) et xylazine (10 mg/kg) alors que les souris sont anesthésiées à l’aide de somnotol 65 mg/kg (pentobarbital). Les pressions sont mesurées sur une période de 30 secondes. Le cathéter Millar est inséré dans l’artère carotide droite afin de déterminer la pression artérielle systémique. Il est ensuite poussé vers le VG, ce qui permet de mesurer la pression ventriculaire gauche. La dérivée première de la pression ventriculaire gauche en fonction du temps est obtenue à l’aide du logiciel IOX (EMKA). Les dP/dt positives et négatives (+ dP/dt et – dP/dt) sont ainsi obtenues.
2.1.3 Sacrifices
Sept jours après l’IM et à la suite de la mesure de la pression ventriculaire, les rats et les souris sont sacrifiés en accord avec un protocole qui respecte les règles du Conseil canadien de protection des animaux et qui est approuvé par le Comité de Soins aux Animaux de l’Institut de Cardiologie
de Montréal. Les animaux sont anesthésiés à l’aide d’une dose de kétamine
(50 mg/kg) et xylazine 10 mg/kg ou de somnotol (65 mg/kg) pour les rats et les souris respectivement. Après quoi les cœurs de rats sont prélevés et congelés dans l’azote liquide à -80qC (VITALAIR) en vue de l’homogénéisation ou congelés à -80qC dans le 2-méthylbutane (SIGMA) (coupes tissulaires au cryostat) pour les études tissulaires d’immunofluorescence. Avant la congélation dans l’azote liquide, les coeurs sont divisés (VGNI, cicatrice, septum, oreillettes, ventricule droit). En ce qui concerne les souris, les cœurs sont fixés dans la formaline 10% avant d’être coupés directement entre l’apex et la base pour les études d’immunohistochimie. Les deux morceaux ainsi obtenus sont conservés pour d’éventuelles coupes au microtome.