4. Mise en place d’une POR fonctionnelle in planta
4.3 Localisation et organisation de POR dans les plastes
La distribution de POR dans les plastes varie selon l’état de différenciation de ces
derniers. Composante majoritaire de l’étioplaste au sein du stroma, la protéine POR s’associe
à la surface des membranes de l’enveloppe et des thylacoïdes sous éclairement, toujours sous
la forme de complexes ternaires POR-Pchlide-NADPH.
a. Au sein des étioplastes
Chez les plantes étiolées, POR s’accumule en de larges agrégats dénommées « corps
prolamellaires » (PLB pour prolamellar bodies) mais aussi dans les membranes des
pro-thylacoïdes, en faibles quantités (Dahlin et al., 1995; Barthélemy et al., 2000). Ces deux
structures constituent la majeure partie du contenu d’un étioplaste (Figure 12A), faisant de
POR la protéine majeure de ce dernier.
Les corps prolamellaires sont constitués d’un réseau de complexes ternaires
POR-Pchlide-NADPH étroitement liés entre eux par des galacto-sulfo lipides (Dehesh and Ryberg, 1985).
L’ensemble présente une structure paracristalline (Williams et al., 1998) (Figure 12-B) qui ne
peut se former en cas d’absence de POR. La Pchlide qui se trouve dans le complexe ternaire
est sous forme photoconvertible, c’est à dire capable d’être convertie en Chlide. En effet,
plusieurs formes spectrales de Pchlide existent. Une corrélation directe entre la formation de
ces structures et l’apparition de la Pchlide photoconvertible F655 a été établie (maximum de
fluorescence à 655nm) (Lebedev et al., 1995).
Introduction
31
PT PLB SA
B
PT PLB SA
B
Figure 12 : Ultrastructure d’étioplaste.
A. Coupe ultrafine de cotylédons d’Arabidopsis étiolé de 7 jours observée par microscopie
électronique à transmission. Echelle 1 µm. D’après (Frick et al., 2003). S : Stroma. PT :
Prothylacoïdes. PLB : corps prolamellaires (Prolamellar Body) B. Section transversale de corps
prolamellaires de Zea mais issus de plantules étiolées de 8-9 jours, observée par microscopie
électronique à transmission. Barre d’échelle 100 nm. D’après (Williams et al., 1998).
Les isoformes PORA et PORB s’exprimant fortement à l’obscurité, les corps
prolamellaires sont constitués à la fois de complexes PORA-Pchlide-NADPH et de complexes
PORB-Pchlide-NADPH dans un ratio PORA/PORB encore indéterminé. Un modèle a été
proposé à partir d’études réalisées chez l’orge. D’après ce modèle, un ensemble de 5
PORA-Pchlide-NADPH pour 1 PORB-PORA-Pchlide-NADPH constitue un complexe stable collecteur de
lumière (LHPP : Light Harvesting POR-Pchlide Complex) (Reinbothe et al., 1999; Reinbothe
et al., 2003a). Au sein de ce complexe, les deux isoformes ne présentent pas la même affinité
pour la Pchlide a ou b, avec une affinité forte de PORA pour la Pchlide b et inversement de
PORB pour la Pchlide a (Figure 13A). En se basant sur le fonctionnement du LHCII (Light
Harvesting Complex) où l’on peut observer un transfert d’énergie de la Chl b vers la Chl a,
l’hypothèse d’un transfert d’énergie de la Pchlide b vers la Pchlide a a été proposée au sein du
LHPP. Le rôle de PORA dans ce modèle est principalement un rôle d’antenne, via la Pchlide
b, plutôt que d’enzyme réductrice (Figure 13-B).
Dans ce cas, le rôle du LHPP serait double. Il permettrait une collecte d’énergie optimale
pour garantir une synthèse rapide de Chl a via un transfert d’énergie de la Pchlide b vers la
Pchlide a et ainsi permettre une mise en place rapide de l’appareil photosynthétique dès les
premiers photons perçus. L’activité photoréductrice de PORA ne serait existante que lors du
démantèlement des corps prolamellaires et serait donc très fugace du fait d’une dégradation de
l’enzyme à la lumière (Reinbothe et al., 1995a). Le second rôle du LHPP serait un rôle
photoprotecteur, sa structure permettant une dissipation de l’excès d’énergie, via la Pchlide b
par émission de fluorescence. A ce jour le LHPP n’a pas été identifié chez d’autres espèces et
son existence est controversée pour diverses raisons liées notamment à la difficulté de détecter
la Pchlide b in vivo (Armstrong et al., 2000). Il n’en reste pas moins que les corps
prolamellaires, organisés ou non sous forme d’un complexe de type LHPP, conservent leurs
rôles de collecte d’énergie et de photoprotection.
PORA-Pchlide b PORB-Pchlide a A B PORA-Pchlide b PORB-Pchlide a PORA-Pchlide b PORB-Pchlide a A B
Figure 13 : Modèle du LHPP (Light Harvesting POR-Protochlorophyllide complex).
A. Structure proposée du LHPP. Les complexes ternaires PORA-Pchlide b –NADHP et PORB-Pchlide
a –NADHP se trouvent dans un ratio 5 : 1, en association étroite avec des galacto-sulfo lipides. B.
Rôle du LHPP lors de la transformation d’un chloroplaste en étioplaste. D’après (Willows, 1999),
Figure construite à partir de (Reinbothe et al., 1999).
Lors de la transition à la lumière, la réaction de photoréduction de la Pchlide est catalysée
par POR au sein des corps prolamellaires. On observe alors une désagrégation rapide de
ceux-ci parallèlement à la mise en place des structures thylacoïdiennes. Une expérience
d’immunolocalisation chez le blé réalisée en condition de dé-étiolement (Ryberg and Dehesh,
1986) montre que POR, principalement localisée dans les corps prolamellaires des étioplastes,
se retrouve au niveau des prothylacoïdes 30 min après le début de l’exposition à la lumière.
b. Au sein des chloroplastes
Différentes études, dont celle de Ryberg et Dehesh, montrent via des approches
différentes que POR est localisée à la fois au niveau de l’enveloppe et des thylacoïdes du
chloroplaste.
Introduction
33
Des expériences d’immunoprécipitation révèlent la présence de POR au niveau de
l’enveloppe du chloroplaste (Joyard et al., 1990) où de la Pchlide et de la Chlide ont
également été détectées par fluorescence. De leur côté, Teakle et Griffiths ont réalisé des tests
d’import de pPOR sur des chloroplastes de pois suivis d’un fractionnement membranaire
(Teakle and Griffiths, 1993). Des deux fractions ‘stroma’ et ‘thylacoïde’, seule la fraction
correspondant aux ‘thylacoïdes’ contient la POR. De la trypsine a été ajoutée à la fraction
‘thylacoïdes’, et POR est devenue quasiment indétectable. Ce résultat indique que la protéine
se situe principalement à la surface des thylacoïdes. Aucune protéine de type récepteur, qui
pourrait jouer le rôle d’intermédiaire de liaison, n’est connue à ce jour. L’étude de la structure
secondaire de la protéine par dichroïsme circulaire (Birve et al., 1996) ainsi que des travaux
de mutagenèse (Dahlin et al., 1999) ont permis de déterminer que les acides aminés chargés
de la POR sont impliqués dans l’interaction avec les membranes thylacoïdiennes. De plus
trois résidus Tryptophane, situés au niveau C-terminal de la protéine et à la surface de la
structure secondaire de la protéine, seraient aussi impliqués dans l’ancrage de la POR à la
membrane des thylacoïdes (Birve et al., 1996). La stabilisation de la POR au niveau de la
membrane des thylacoïdes nécessite la présence de NADPH (Dahlin et al., 1999). Ce dernier
agit probablement sur la conformation de la protéine, favorisant l’interaction avec la
membrane.
La double localisation de la POR au niveau de l’enveloppe et des thylacoïdes pose le
problème de la discontinuité topologique de la synthèse de la chlorophylle. Comment la
chloropyllide synthétisée dans l’enveloppe peut-elle atteindre les thylacoïdes où les dernières
enzymes de la voie se trouvent ? Aucune continuité membranaire n’ayant été démontrée entre
l’enveloppe et les thylacoïdes, il est possible que des protéines intermédiaires jouent le rôle de
transporteur (Reinbothe et al., 2004a), ou que POR elle-même ait cette fonction, libérant la
Chlide au niveau des thylacoïdes lors de sa dégradation par la protéase.
En résumé, une fois importée dans le plaste, la protéine POR est redirigée soit vers les
corps prolamellaires soit vers la membrane des thylacoïdes à laquelle elle va se lier, en
présence de Pchlide et de NADPH. Le complexe une fois en place et en présence de lumière,
photoréduit la Pchlide en Chlide en quelques nanosecondes. Les dernières enzymes de la voie
se trouvant également dans les thylacoïdes, les molécules de Chl fraîchement synthétisées
sont donc directement disponibles pour une stabilisation des protéines de l’appareil
photosynthétique lors de sa mise en place (dé-étiolement) ou pour le turnover des pigments (à
la lumière).
Dans le document
In vivo study of the Protochorophyllide Oxydoreductase A function in Arabidopsis thaliana
(Page 39-43)