Les dispositifs expérimentaux en microcosmes

3.1. Expérimentation 1 : Importance du choix de l’espèce végétale dans la phytoremédiation des sols contaminés par les PCCD/F (publication 1, partie 3).

Afin d’évaluer l’importance du choix de l’espèce végétale dans l’efficacité de la phytoremédiation assistée par les CMA du sol provenant du site de la ferme de Noir Pot, différentes espèces végétales ont été cultivées sur un sol stérilisé par ionisation aux rayons  et un sol non stérilisé. Cinq graines de luzerne (Medicago sativa L.), trèfle (Trifolium pratense L.), ray-grass (Lolium perenne L.), fétuque (Festuca arundinacea Schreb.), ont été semées par pot en condition végétalisée alors que le miscanthus (Miscanthus×giganteus) est cultivé à partir de rhizomes pré-germés prélevés sur une parcelle agricole à Linzeux (62). Des pots non végétalisés ont été utilisés comme des témoins. Ces plantes ont été cultivées dans des pots de 140 cm³ (10 cm de hauteur et 7,5 cm de diamètre) contenant 270 g de sol stérilisé ou non et 30 g d’inoculum mycorhizien Solrize® PRO autoclavé ou non (conditions non inoculée et inoculée). Le remplissage des pots s’est fait tout d’abord, par l’homogénéisation de 15 g de l’inoculum avec 135 g de sol avec une spatule, cette étape est refaite deux fois. En plus des

Partie – II – Matériels et Méthodes

43 cinq espèces citées ci-dessus, un mélange de plantes « Rusti’Flore » (Lavatera trimestris L.,

Gypsophila elegans Bieb., Centaurea cyanus L., Linum grandiflorum Desf., Calendula officinalis L., Agrostemma githago L., Cosmos bipinnatus Cav., Papaver rhoeas L. et 8

espèces confidentielles, NOVA-FLORE, Champigné, France) a été cultivé dans des barquettes contenant 1800 g de sol pollué stérilisé et 200 g d’inoculum mycorhizien. Les pots et les barquettes contenant un sol stérilisé ont été arrosés après le jour de lancement de culture avec 10 et 65 ml d’un filtrat contenant la microflore microbienne du sol respectivement. Ce filtrat a été obtenu après imbibition d’un sol non stérilisé avec de l’eau déminéralisée (2 kg/l), récupération et filtration (< 40 μm) de la solution du sol. L’expérimentation a été conduite en 5 réplicats pendant 20 semaines de culture à une température d’environ 20°C et une photopériode 12/12 (h). Les plantes ont été déplacées dans la salle de culture une fois par semaine afin de limiter les variations de croissance dues à des conditions d’éclairement différentes.

3.2. Expérimentation 2 : Influence de l’origine de l’inoculum mycorhizien sur la phytoremédiation des sols pollués par les PCDD/F (publication 2, partie 3).

Afin d’étudier l’influence de l’origine des inocula mycorrhiziens sur l’efficacité de la phytoremédiation des sols contaminés par les PCDD/F, deux inocula ont été testés. Le premier inoculum est un mélange (50/50, p/p) de deux inocula commerciaux FR140®

(Funneliformis mosseae, MycAgro Ltd., France) et Solrize® (Glomus sp. Agrauxine Ltd.,

France), chaque inoculum est composé d’un mélange de propagules (10 propagules/g) et d’un substrat solide granuleux inerte. Tandis que le second est un inoculum autochtone, obtenu par piégeage au laboratoire, en cultivant pendant 6 mois, du poireau (Allium porrum) sur le sol historiquement contaminés par les PCDD/F de la ferme de Noir Pot. Cet inoculum constitué de racines colonisées, de spores et de mycélium contient 4 espèces de CMA identifiées sur la base des critères morphologiques par le Dr Yolande Dalpé (CRECO, Ottawa) : Glomus

constrictum, Glomus lamellosum, Glomus geosporum et F. mosseae.

Sur le sol végétalisé, dix graines de luzerne (M. sativa L.) ou de fétuque (F. arundinacea Schreb.) ont été semées dans des pots de 140 cm³ (10 cm de hauteur et 7,5 cm de diamètre) contenant 270 g de sol pollué préalablement stérilisé par ionisation aux rayons  à 45 kGy et 30 g d’inoculum (commercial ou autochtone) autoclavé (non inoculé) ou non autoclavé (inoculé) en procédant comme précédemment décrit. L’expérimentation a été conduite en 5 réplicats pendant 24 semaines de culture à une température d’environ 20°C et une

44 photopériode 12/12 (h). L’ensemble des pots a été arrosé avec 10 ml d’un filtrat contenant la microflore microbienne du sol obtenu selon la méthode décrite précédemment. Les plantes ont été déplacées dans la salle de culture une fois par semaine afin de limiter les variations de croissance dues à des conditions d’éclairement différentes.

3.3. Expérimentation 3 : optimisation des conditions de phytoremédiation des sols pollués par les PCDD/F (publication 3, partie 3).

Afin d’essayer d’améliorer les taux de dissipation des PCDD/F grâce à la phytoremédiation assistée par les CMA, les différentes stratégies, citées ci-dessous, ont été mises en place :

 Introduction de la solution de rhamnolipides (rh) (AGAE Technologies, USA) par arrosage des sols deux jours après le lancement des cultures, de telle façon à obtenir une concentration finale de 100 mg/kg de sol.

 Introduction de la bactérie S. wittichii RW1 qui nous a été aimablement envoyée par M^me Hartmann Erica du laboratoire CEA de Marcoule. Préalablement isolée sur boite de Pétri, cette bactérie a été cultivée dans un milieu liquide LB pendant 48h à 37°C. Après centrifugation, le culot bactérien a été repris dans une solution de Bushnell-Haas. 5 ml de la suspension bactérienne à 3,2 10⁸ UCF/ml est répartie à la surface de chaque pot quatre jours après le lancement de la culture.

 Une extraction des PCDD/F a été effectuée à partir de 25 kg de sol broyé et tamisé à 2 mm. Cette extraction a été réalisée sous micro-ondes (Multiwave 3000, Anton Paar) pendant 25 min dans un mélange toluène/éthanol (10/1) à 50°C et à 20 bars. Les PCDD/F ont été repris dans de l’acétone et introduits dans le sol historiquement contaminée d’Halluin. Uniquement 1/10 de poids final de sol est dopé en ajoutant la solution des PCDD/F à hauteur de 1/0,6 (p/v). Le sol dopé est ensuite laissé une nuit sous une sorbonne afin d’éliminer l’acétone, puis mélangé au sol non dopé afin de préserver la microflore tellurique (Brinch et al., 2002). Ce dopage nous a permis d’augmenter la concentration en PCDD/F du sol d’environ 25% atteignant ainsi une concentration de 266 ng/kg dans le sol qui correspond à 26,15ng. TEQ/kg

Partie – II – Matériels et Méthodes