Le couplage transcription - épissage affecte l’épissage alternatif

Deux modèles, non exclusifs, ont été proposés pour expliquer les influences de la transcription sur la régulation de l’épissage alternatif.

Le modèle de recrutement, dans lequel il est proposé que l’ARN polymérase II interagit directement ou indirectement avec les composants du spliceosome pour favoriser ou défavoriser la réaction d’épissage.

Le modèle cinétique, met en jeu l’influence de l’élongation de la transcription sur l’inclusion d’exons alternatifs en perturbant la cinétique de recrutement du spliceosome et la synthèse de l’ARN naissant.

a. Le modèle de recrutement Les arguments supportant ce modèle sont : - Les promoteurs :

La modulation du contrôle de l’ARN polymérase II par différents promoteurs affecte l’épissage alternatif. L’équipe de A.R. Kornblihtt a montré que l’épissage de l’exon cassette EDI de la fibronectine est sujet à une régulation qui est dépendante du promoteur utilisé (Cramer et al., 1997). Les mêmes auteurs proposent aussi que les protéines SR, ASF/SF2 et 9G8, ont un recrutement différent sur l’exon EDI en fonction du promoteur (Cramer et al., 1999). Ces résultats supportent une connexion moléculaire entre le promoteur et l’exon alternatif EDI, et ces travaux suggèrent que les facteurs de transcription pourraient être un

- Les facteurs de transcription :

L’activité de facteurs de transcription influence l’épissage alternatif (Allemand et al., 2008; Kadener et al., 2001, 2002; Rosonina et al., 2003). Les hormones stéroïdes perturbent l’épissage de mini-gènes rapporteurs lorsque ces derniers sont sous contrôle d’un promoteur sensible à ces hormones (Auboeuf et al., 2002). Il a été proposé que ce mécanisme fait intervenir des co-activateurs de la transcription : CAPERα et CAPERβ (Dowhan et al., 2005). La sous-unité MED23 du complexe Médiateur a aussi été montré comme influençant l’épissage alternatif (Huang et al., 2012). MED23 interagît directement avec le facteur d'épissage hnRNP L et module la plupart des événements d'épissage alternatifs contrôlés par hnRNP L (Huang et al., 2012).

- L’ARN polymérase II :

Le développement d’un système in vitro de transcription et épissage a montré que l’ARN polymérase II participe à un couplage fonctionnel qui influence l’efficacité d’épissage (Das et al., 2006; Hicks et al., 2006). L’étude de ce couplage révèle que les protéines SR sont un élément essentiel et doivent être recrutées co-transcriptionnellement par l’ARN polymérase II (Das et al., 2007). La snRNP U1 est aussi proposée comme associée l’ARN polymérase II quand cette dernière est analysée par spectrométrie de masse (Das et al., 2007).

Le domaine carboxy-terminal (CTD) de la grande sous unité de l’ARN polymérase II a été suggéré comme un composant clef du couplage transcription - épissage. Chez l’homme, il est constitué de 52 répétitions de l’heptapeptide consensus YSPTSPS. L’évidence initiale de l’implication du CTD provient de l’observation qu’une version mutée de l’ARN polymérase II, sans CTD, n’est plus apte à épisser un ARN rapporteur (McCracken et al., 1997). Par ailleurs, le profil de phosphorylation du CTD affecte l’épissage (Hirose et al., 1999). La régulation du CTD affecte la régulation de l’épissage alternatif et cela semble se faire par l’intermédiaire de protéines SR (Muñoz et al., 2010; Rosonina and Blencowe, 2004). Des chromatographies d’affinité ont aussi mis en évidence que ce domaine interagit avec les protéines SR, U2AF, Prp40 (Hsin and Manley, 2012). Sur la base de ces observations, le domaine CTD est modélisé comme une plate-forme de recrutement de facteurs d’épissage. Néanmoins, le CTD, seul, n’est pas suffisant pour résumer les effet de l’ARN polymérase II sur l’épissage puisque couplé à la polymérase T7, il n’affecte pas l’épissage (Natalizio et al., 2009).

b. Le modèle cinétique Modèle :

Initialement, le modèle cinétique a été établi sur l’évidence qu’une l’élongation lente de la transcription favorise l’inclusion d’un exon alternatif. Une vitesse élevée de l’élongation de l’ARN polymérase II génère la coexistence possible de plusieurs sites d’épissage. Cette coexistence établie une compétition entre des sites d’épissage de « force » différente et il en résulte de l’épissage alternatif. A l’inverse, une vitesse d’élongation lente tend à laisser un temps suffisant au spliceosome pour catalyser l’élimination de l’intron et abolit la possibilité de compétition entre sites d’épissage. Sur la base de ce modèle, il a été proposé qu’un exon alternatif arborant des sites d’épissage faible soit plus fréquemment inclus quand la vitesse d’élongation est faible. (Figure 11A)

Les évidences en faveur de ce modèle :

Ce modèle cinétique est largement inspiré d’expériences réalisées à l’aide de mutants de l’ARN polymérase II dont les vitesses d’élongation sont différentes. Chez la drosophile, la mutation C4 du CTD engendre une diminution de la vitesse d’élongation d’environs 2 fois, in

vitro (Coulter and Greenleaf, 1985). Une analyse à grande échelle montre que l’épissage

co-transcriptionnel est augmenté dans les cellules S2 de drosophile exprimant le mutant C4 (Khodor et al., 2011). Chez l’homme, le mutant R749H de la sous unité Rbp1, qui génère une mutation équivalente à la mutation C4, provoque aussi une différence de taux d’élongation d’environ 2 fois, in vivo (Boireau et al., 2007). Les travaux du groupe de A.R. Kornblihtt montrent que l’expression de la version humaine du mutant C4 favorise l’inclusion de l’exon alternatif EDI de la fibronectine (FN1), et celui d’E1a de l’adénovirus (de la Mata et al., 2003). Ces données ne permettent pas cependant d’exclure que la modulation observée sur l’épissage alternatif ne soient pas la conséquence d’effets indirects (changement de l’expression des composants du spliceosome, des facteurs d’épissage, recrutement différents de facteurs via l’ARN polymérase II…). En revanche, l’utilisation de ces mutants ne semble pas physiologiquement aberrante. La caractérisation de la vitesse d’élongation de 9 gènes suggèrent que celle-ci pourraient varier jusqu’à un maximum de 6 fois (Singh and Padgett, 2009).

L’utilisation de drogues inhibitrices conforte aussi la corrélation proposée entre la réduction de la vitesse d’élongation et l’augmentation de l’inclusion des exons alternatifs (Ip

montrent une augmentation de l’inclusion de l’exon alternatif E2 de DYN2 avec des mutants « lents » de l’ARN polymérase II (Howe et al., 2003).

Figure 11. Modèle cinétique du couplage transcription - épissage. (Kornblihtt et al., 2013)

Exemples de facteurs protéiques modulant la vitesse d’élongation :

La protéine CTCF, une protéine qui se lie aux séquences d’ADN CCCTC, favorise l'inclusion de l'exon alternatif 5 du gène CD45. Il est proposé que l’interaction de CTCF dans l’exon 5 crée un « obstacle» induisant une pause de l’ARN polymérase II (Shukla et al., 2011).

Le complexe DBIRD, un co-facteur de l’ARN polymérase II, favorise l'exclusion d’exons contenant des séquences riches en A/T. Ces séquences sont particulièrement difficiles à transcrire et le complexe DBIRD est proposé pour faciliter l’élongation de la transcription sur ces séquences (Close et al., 2012).

Modèle revisité :

Le modèle évoqué jusqu’alors a récemment été revisité afin de proposer une corrélation entre la vitesse d’élongation et l’assemblage du spliceosome précoce. Ainsi, si un exon alternatif est régulé par un facteur répresseur, une élongation transcriptionnelle lente favorisera l’assemblage de complexe contenant ce répresseur (Figure 11B).