Génétique des populations 46

2.17.1. ADN mitochondrial, cytochrome b

Les consensus des séquences obtenues pour chaque individu ont ensuite été alignés via le

logiciel ClustalW (Thompson et al., 1994), avec les options par défaut d'alignement multiple. Dans un premier temps, nous avons étudié les relations généalogiques entre les haplotypes mitochondriaux des insectes échantillonnés à l’aide de construction de réseaux via le logiciel TCS version 1.21 (Clément et al., 2000). Les résultats obtenus nous ont permis de détecter 18 haplotypes uniques qui ont ensuite été soumis aux méthodes de reconstitution phylogénétiques

La confirmation du statut spécifique de Rhodnius robustus s’est faite en comparant les 18 haplotypes obtenus avec les séquences publiées du complexe "robustus" (Lyman et al., 1999; Monteiro et al., 2003; Maia da Silva et al., 2007; Pavan & Monteiro, 2007; Harry et al., 2008; Justi et al., 2010). Afin de reconstruire les relations phylogéniques, nous avons utilisé l’inférence bayésienne sous MrBayes v3.1.2 (Huelsenbeck & Ronquist, 2001).

jModelTest 0.1.1 (Posada, 2005) a été utilisé a priori afin de déterminer le meilleur modèle de substitution des données en inférence bayésienne à l’aide de l’AIC (Akaike information criterion). Les analyses bayésiennes ont été effectuées avec 3 000 000 itérations consécutives via la méthode MCMC (Markov Chain Monte Carlo).

Les cartes de distribution spatiale des haplotypes par communauté ont été construites à l’aide du logiciel Adobe Illustrator CS5 afin de mettre en évidence la structure spatiale des populations de triatomes récoltées sur les palmiers.

47 2.17.2. Définition des groupes d’analyse

Premièrement, afin de nous affranchir du biais de consanguinité qui peut exister au sein d’une population issue d’un même palmier, nous avons considéré uniquement tous les adultes et un individu par palmier dans les palmiers où aucun adulte n’a été trouvé.

Deuxièmement, pour tester la différenciation génétique entre populations nous avons

considéré divers jeux de données: 1) Les phylogroupes qui ont été déterminés par les analyses généalogiques (réseau) et phylogénétiques (bayésien), 2) les communautés dans lesquelles les palmiers ont été disséqués, 3) les unités d’utilisation du sol dans lesquelles les palmiers ont été disséqués et 4) les ensembles d’unité d’utilisation du sol (patches) au sein des communautés.

2.17.3. Polymorphisme mitochondrial

Afin de déterminer la variation haplotypique au sein et entre les palmiers, certaines mesures de diversité haplotypique ont été calculées. Le nombre d’haplotypes, Nh (Nei, 1987), la diversité haplotypique, Hd2 (Nei, 1987), la diversité nucléotidique, Pi3 (π) (Tajima, 1983), l’estimateur theta4 (θs) (Tajima, 1983) et le nombre moyen de différences nucléotidiques k

(Tajima, 1983).

La différenciation génétique et les flux géniques ont été calculés avec les estimateurs Nst5 et Nm6 (Lynch & Crease, 1990), le nombre moyen de différences nucléotidiques avec Kxy (Tajima, 1983) et le nombre moyen de substitutions nucléotidiques par site avec Dxy (Nei, 1987). Tous les indices ont été calculés avec le logiciel DNAsp v5 (Librado & Rozas, 2009).

2 _{Diversité haplotypique Hd: probabilité que deux haplotypes tirés d’une population soient semblables}   3 _{Diversité nucléotidique Pi (π): nombre moyen de différences entre deux séquences.}  

4 _Theta(θ

s): nombre moyen de différences attendues entre deux séquences échantillonnées au hasard dans la population, paramètre populationnel permettant d’estimer Ne(taille efficace de la population) et µ (taux de mutations par site (S) et par génération.

5 _{Nst est une mesure de différenciation génétique basée sur la comparaison des différences moyennes entre les} séquences au sein de la sous-population et dans les sous-populations que l’on compare.

6 _{Nm est une estimation des taux de migration, l’indice compare les temps moyens de divergence entre les paires de} gènes/séquences au sein d’une population et entre les sous-populations comparées.  

2.17.4. Analyse démographique

Nous avons examiné la distribution du nombre de différences par paire de séquences (distribution “mismatch”) avec le logiciel DNAsp v5 (Librado & Rozas, 2009). La distribution “mismatch” est théoriquement lisse et unimodale pour les populations qui ont récemment subit une expansion démographique (Rogers & Harpending, 1992).

Les indices Fu’Fs (Fu, 1997) et D* (Fu & Li, 1993) permettent de tester pour chaque population l’hypothèse d’expansion démographique. Les statistiques Fs permettent de calculer la distribution des différences par paire de sites nucléotidiques (Rogers & Harpending, 1992) et détectent un excès d’allèles rares dans une population en croissance, par comparaison aux valeurs attendues sous une stabilité démographique. Le test de D* est basé sur la comparaison des différences du nombre de mutations uniques (“singletons“ ou variants rares) par rapport aux mutations totales (Fu & Li, 1993). Une valeur significativement négative de Fs associée à une valeur non significative de D* marque une expansion démographique, tandis qu’une valeur Fs non significative associée à une valeur de D* significative indique des phénomènes de sélection. La significativité des indices est testée à partir de 10’000 simulations de coalescence effectuées avec DNAsp v5 (Librado & Rozas, 2009).

Le test de neutralité (Tajima’s D) permet de tester si les mutations observées sont sélectivement neutres. Le test est basé sur les fréquences des mutations qui affectent de manière différente le nombre de sites polymorphes (S) et le nombre moyen de différences entre les séquences (π). Comme S est plus sensible aux allèles rares que π, un D négatif signifiera un excès de mutations rares pouvant être un signal de balayage sélectif ou d’expansion de population. Réciproquement π étant plus sensible aux mutations de fréquences intermédiaires, un D positif, signifiera un excès de mutations de fréquences intermédiaires pouvant être liées à un phénomène de sélection balancée ou de goulot d’étranglement (bottleneck).

Le test R2 _{(Ramos-Onsins & Rozas, 2002) est utilisé pour calculer la différence entre le}

nombre de mutations uniques par rapport à la moyenne du nombre de différences partagées par deux individus. Les expansions récentes sont généralement associées à des estimations faibles du paramètre R2.

La validité générale du modèle démographique a ensuite été évaluée à l’aide de l’"

Harpending Raggedness Index " de la distribution observée: Hri (Harpending, 1994) et de la

49 2000) à l’aide d’ARLEQUIN 3.5.1 (Excoffier et al., 2005). La distribution "mismatch " décrit les différences par paire d’haplotypes, alors que l’indice de Harpending (Hri) décrit la variation autour de cette courbe. Il est attendu des populations stationnaires une courbe de distribution erratique et irrégulière tandis que les populations ayant subi une expansion démographique démontrent des courbes régulières avec l’existence d’un pic (Rogers & Harpending, 1992). Une valeur non significative de Hri signifie une distribution conforme à l’hypothèse d’expansion (Harpending, 1994).

La significativité des indices Fs, R2, Hri et SSD a été testée avec une approche de

bootstraps entre les valeurs attendues et observées (10 000 réplicats, selon Schneider et al. 2000). Les temps de divergence entre les phylogroupes ont été calculés avec la formule τ = 2ut, τ est le paramètre de temps d’expansion en unité de mutation et u est le taux de mutation par génération. Nous avons utilisé un taux de mutation de 2.3% par million d’années (My), qui est généralement le taux de polymorphisme du gène mitochondrial chez les insectes (Bower, 1994) également utilisé par Monteiro et al. 2003 pour l’estimation des divergences au sein du clade "robustus" (Monteiro et al., 2003). Avec un temps moyen de génération en conditions de laboratoire de 6 mois (Rabinovich & Nieves, 2011), le nombre de générations par année a été estimé à deux pour Rhodnius spp. Le paramètre τ est estimé avec ARLEQUIN 3.5.1 (Excoffier et

al., 2005).