Effets des milieux conditionnés d’adipocytes sur l’expression de CD36

Nous avons voulu déterminer si les milieux conditionnés pouvaient avoir un effet différentiel sur l’expression de CD36 selon qu’ils soient issus d’adipocytes différenciés N ou T.

Les résultats obtenus (figure 21) montrent une augmentation du marquage CD36 dans les cellules MCF7 et SUM159 avec un pourcentage de cellules CD36 positives bien supérieur dans les SUM159. Nos résultats ne montrent cependant aucune différence significative dans l’expression de CD36 en fonction des milieux conditionnés, dans les deux lignées.

Figure 21 : Effets des milieux conditionnés d’adipocytes sur l’expression de CD36. L’expression à la membrane de CD36 a été analysée par cytométrie en flux dans les cellules MCF7 et SUM159 incubées pendant 48h dans milieu conditionné d’adipocytes différenciés à partir de patientes saines (N, gris) ou atteintes d’un cancer (T, jaune).

127 L’histogramme montre la moyenne ± SEM de trois expériences indépendantes. n.s : non significatif, * : p <0,05, ** : p <0,01, *** : p <0,005, **** p <0,0001.

128

129 L’objectif de cette thèse était d’étudier l’influence de l’adiposité dans les mécanismes d’initiation et de progression tumorale mammaire.

Le tissu adipeux a longtemps été considéré comme un organe de stockage d’énergie mais il est maintenant considéré comme un organe endocrine avec des activités sécrétoires. De nombreuses tumeurs solides croissent à proximité ou en contact direct avec le tissu adipeux ou vont se disséminer dans des sites riches en tissu adipeux. L’étude de la communication réciproque entre la tumeur et le tissu adipeux adjacent a été ces dernières années un large champ d’investigations.

Les tumeurs mammaires font partie des tumeurs qui présentent une très forte proximité avec le tissu adipeux, et il a été montré que l’adiposité mammaire peut être influencée par l’indice de masse corporelle (IMC), le statut ménopausique et la densité mammaire. Il est de plus rapporté que les niveaux d’adipokines, principalement sécrétées par les adipocytes sont modifiés en fonction de l’adiposité mammaire et sont des acteurs majeurs dans le risque de développement des cancers du sein et leurs progressions (Vona-Davis and Rose, 2007).

Plusieurs travaux ont étudié l’influence des adipocytes sur le phénotype des cellules tumorales mammaires (Choi et al., 2018; Duong et al., 2017). La plupart d’entre eux ont utilisé modèle adipocytaire correspondant à des lignées préadipocytaires murines, ou provenant du tissu humain adipeux sous-cutané abdominal, ou viscéral.

Dans ce travail de thèse, nous avons utilisé un modèle adipocytaire mammaire humain, pour lequel nous avons recruté 16 patientes saines et classées selon leur IMC (supérieur ou inférieur à 30), leur statut ménopausique (pré ou post) et leur densité mammaire (faible ou élevée). Nos résultats apportent des éléments montrant que le statut des patientes n’induit pas de variations majeures des sécrétions locales d’adipokines à l’exception de la leptine. Nous avons également démontré que ces sécrétions augmentent l’expression de CD36 dans les cellules tumorales et la captation d’acides gras d’une manière dépendante du phénotype cellulaire des cellules tumorales mammaires mais indépendantes du niveau d’adiposité.

Nos résultats suggèrent qu’au niveau mammaire, un excès d’adiposité (IMC supérieur à 30) n’a pas de corrélation avec les niveaux de leptine et d’adiponectine sécrétées, contrairement aux niveaux systémiques circulant. L’IMC ne semble donc pas pertinent au niveau local du tissu adipeux mammaire pour expliquer les résultats des études

130 épidémiologiques pointant l’excès d’adiposité comme facteur de risque dans le cancer du sein (Zhang et al., 2016). Le manque de pertinence de l’IMC comme reflet d’une situation métabolique nocive est critiqué (Choo, 2002; Pischon et al., 2008; Rimm et al., 1995). A l’échelle individuelle, la formule de calcul du BMI peut varier considérablement en fonction du sexe, de l’origine ethnique et informe peu sur la répartition du tissue adipeux dans le corps, surestimant souvent l’adiposité (Choo, 2002; Pasco et al., 2014; Pischon et al., 2008). Pour ces raisons, des mesures additionnelles d’adiposité telles que la mesure de la circonférence au niveau de la taille ou l’index d’adiposité (BAI; [circonférence au niveau des hanches (cm)/taille (m)1.5-18]) développé par Bergman et al., sont utilisés pour corréler l’adiposité au risque de développement de pathologies (Bergman et al., 2011).

Les adipocytes ont été montrés comme capable de stimuler et promouvoir la croissance tumorale. Nous avons donc étudié l’effet des milieux conditionnés issus de patientes saines sur la prolifération, la migration et l’invasion de lignées mammaires normales et tumorales. Nos résultats suggèrent que les milieux conditionnés issus de patientes saines, n’influencent ni la prolifération ni les capacités invasives des cellules normales. Par contre, la prolifération, l’invasion et la migration des cellules tumorales agressives SUM159 est augmentée ainsi que pour la lignée faiblement invasive MCF7 dans une moindre mesure, suggérant donc que le sous-type tumoral conditionnerait les interactions entre adipocytes et les cellules cancéreuses mammaires. Ces résultats sont en opposition avec les résultats obtenus avec des adipocytes humains abdominaux (Picon-Ruiz et al., 2016) ou un modèle pré-adipocytaire murin (Dirat et al., 2011). Ces résultats divergents sont probablement imputables à la différence d’espèces ainsi que de localisation. Rappelons d’abord que le tissu adipeux mammaire a été montré comme faisant partie du tissu adipeux blanc sous cutanée (TASC) (Wu et al., 2008; Zwick et al., 2018). Il possède cependant la particularité d’être soumis à des changements cycliques amenant à des phases de différenciations et dédifférenciations adipocytaires ainsi qu’à des interactions réciproques et constantes avec les cellules épithéliales de la glande mammaire. Nos résultats contradictoires avec ceux publiés par Dirat et al. peuvent s’expliquer de différentes façons. Leur travail a reposé sur la mise en place d’un système de coculture hétérologue utilisant une lignée préadipocytaire murine 3T3-F442A et des cellules tumorales humaines, or comme souligné par Chusyd et al., relativement peu d’études poussées ont évalué le

131 degré de similarités entre le tissu adipeux blanc murin et humain (Chusyd et al., 2016). De plus, la lignée 3T3-F442A n’est pas une lignée préadipocytaire murine établie à partir de de cultures primaires de préadipocytes, mais dérive par sélection clonale de la lignée fibroblastique murine 3T3 (Green and Kehinde, 1974, 1976; Todaro and Green, 1963), elle-même obtenue par la sélection des clones immortalisés spontanément. Enfin, cette lignée maintenue in vitro n’est pas issu d’un tissu adipeux mammaire ayant été en interaction avec la glande. Par conséquent, cette lignée n’est peut-être pas la plus appropriée pour étudier les interactions et les effets des sécrétions adipocytaires sur des cellules épithéliales mammaires normales et tumorales humaines.

Les différences observées avec les travaux publiés par Picon-Ruiz et al. (Picon-Ruiz et al., 2016) sont probablement dues au fait que leurs expériences ont été réalisées avec des cellules souches humaines dont des ASCs issus de tissu adipeux abdominal, des ASCs de tissu adipeux mammaire de patientes atteintes de cancer et des cellules souches dérivées de la moelle osseuse (MIAMI) or il a été montré que l’activité sécrétoire du tissu adipeux et sa qualité sont dépendants de sa localisation et de certaines pathologies (Gil et al., 2011).

Cette partie de ce travail de thèse travail a quant à lui été réalisé avec des adipocytes différenciés in vitro à partir d’ASCs mammaires issus de patientes saines et n’ont jamais été exposés à des cellules tumorales ou leurs sécrétions, suggérant par conséquent que ces adipocytes n’ont pas la capacité de promouvoir l’initiation tumorale mais pourraient promouvoir la migration et l’invasion des cellules tumorales mammaires agressives.

Les cellules tumorales possèdent un métabolisme des acides gras, afin de subvenir aux besoins engendrés par une prolifération accrue. Cette reprogrammation métabolique est désormais considérée comme un « hallmark » du cancer (Hanahan and A.Weinberg, 2011). Les acides gras peuvent être synthétisé par la cellule tumorale, ou être capté dans l’environnement. Nous montrons ici que le milieu conditionné d’adipocytes augmente le contenu lipidique intracellulaire et la captation des acides gras dans les cellules tumorales mammaires mais pas dans les cellules mammaires normales via une augmentation de l’expression de CD36, qui est un récepteur d’acides gras transmembranaire. Ces résultats sont concordant avec les travaux de plusieurs groupes montrant une captation d’acides gras via CD36 dans

132 différents types de cancers comme les carcinomes oraux (Pascual et al., 2017), les cancers de l’ovaire (Ladanyi et al., 2018) et les hépatocarcinomes (Nath et al., 2015). CD36 est un récepteur possédant une large variété de fonctions de signalisations selon le type de ligand.

Pascual et al. rapportent qu’un profil CD44+/CD36+ est associé à un phénotype métastatique dans les carcinomes oraux. La lignée SUM159 présente un niveau basal élevé de CD36 qui double après traitement par milieu conditionné d’adipocyte. De plus cette lignée est rapportée comme exprimant fortement CD44 (Gupta et al., 2011). Nos résultats suggèrent donc que l’acquisition du phénotype CD44+/CD36+ par cette lignée va être responsable de l’augmentation de ses capacités invasives. CD36 a été montré comme un gène induit par l’activation de la voie STAT3, ce qui est consistant avec nos résultats montrant une activation de la voie de signalisation STAT3 dans les SUM159 traitées par milieu conditionné. Nous n’avons cependant pas retrouvé d’influence de la densité mammaire ou de l’IMC sur la captation d’acides gras des cellules tumorales, ce qui témoigne, encore une fois, du manque de pertinence de l’IMC.

Ce premier travail a été réalisé à partir de cellules issues de patientes saines. Les données récentes indiquent cependant que les cellules tumorales sont capables de modifier le phénotype des adipocytes afin que ceux-ci soutiennent efficacement la progression au travers de leurs sécrétions (Dirat et al., 2011; Nieman et al., 2013; Picon-Ruiz et al., 2016). Le groupe d’Olivier de Wever a montré dans une large analyse des sécrétomes d’adipocytes mammaires associés aux tumeurs (CAA), que leurs sécrétions promouvaient la prolifération des cellules tumorales (Lapeire et al., 2017). Cependant ce travail n’incluait pas de comparaison entre la composition des sécrétomes de CAA et d’adipocytes mammaires issus de tissus adipeux mammaire sain, ainsi que leurs effets respectifs sur les cellules mammaires normales et tumorales. De manière à évaluer l’influence de cette adiposité dans un contexte physiologique ou pathologique, nous avons continué ce travail de thèse en comparant les effets de milieux conditionnés d’adipocytes différenciés à partir d’ASCs issu du tissu adipeux mammaire de femmes saines ou prélevés à proximité de la tumeur. Nos premiers résultats sur les sécrétions ne montrent pas de différences majeures entre les deux types de milieux. De plus nous n’avons pas observé d’influence supérieure du milieu conditionné obtenu à partir d’adipocytes provenant de cellules souches isolées à partir de tissu adipeux adjacent à une tumeur par rapport au milieu

133 conditionné des adipocytes sains sur la prolifération des cellules mammaires normales et tumorales.

Nos premiers résultats montrent des proliférations similaires quel que soit le milieu utilisé pour stimuler les lignées. En revanche les tests de migrations et d’invasions ont montré des capacités chemoattractives différentes selon le type de patientes et le type de lignée cellulaire mammaire. En effet, de façon inattendu, nous avons montré que les produits de sécrétion d’adipocytes provenant de patientes saines conféraient aux lignées tumorales les plus agressives (SUM159) des propriétés migratoires et invasives supérieures à celles observées en présence des produits de sécrétion d’adipocytes prélevés à proximité des tumeurs. De façon intéressante nous avons observé l’effet inverse lorsque ces milieux sont mis en présence de cellules mammaires non tumorales. Les lignées tumorales peu agressives (MCF7) ne montrent pas de différence de comportement en fonction des milieux utilisés. Ces premiers résultats suggèrent que la capacité des adipocytes à soutenir la prolifération tumorale est identique quel que soit le contexte. En revanche ils suggèrent également que le phénotype des cellules mammaires va influencer la réponse au milieu conditionné. Les SUM159 étant une lignée invasive, on peut supposer que le milieu conditionné issu d’adipocytes de patientes saines possède un pouvoir chemoattractant plus important sur ces cellules en ayant une signature caractérisant les tissus sains à envahir, contrairement au milieu conditionné d’adipocytes issus de patientes présentant des tumeurs, qui pourrait simuler un environnement tumoral pour la cellule, cette hypothèse serait à confirmer par une comparaison approfondie des sécrétomes. Ces premières données, qui restent à confirmer par une exploration fonctionnelle plus poussée, sont intéressantes dans le cadre de la reconstruction mammaire post tumorectomie ou mastectomie. Actuellement, parmi les techniques de reconstruction mammaire, la technique de lipofilling consiste à prélever du tissu adipeux sous cutané (abdominal, hanche …) pour le réinjecter dans le sein. Les différences minimes observées entre adipocytes de patientes saines et atteintes de cancer laissent imaginer la possibilité d’isoler les ASCs mammaires du tissu adipeux extrait ou au-delà des berges d’exérèse afin de les cultiver et différencier in vitro au sein de matrices 3D et constituer des implants mammaires biologiques.

Notre travail est pour le moment limité car il n’a permis que d’évaluer le pouvoir chemoattractant des milieux conditonnés mais pas celui d’influencer les capacités

134 migratoires et invasives intrinsèques des cellules mammaires au travers par exemple d’une augmentation de l’expression ou de l’activité de certaines MMPs permettant la dégradation de la MEC. Il faudra donc tester les capacités invasives de nos lignées après incubation dans les milieux conditionnés d’adipocytes de patientes saines ou malades afin d’établir si les sécrétions de ces adipocytes influencent différentiellement l’invasion des cellules tumorales.

Enfin nos travaux ont montré une augmentation de l’expression de CD36 dans les SUM159 et les MCF7 similaire quel que soit le milieu, suggérant que les adipocytes augmentent de manière similaire les capacités de captation des acides gras des cellules tumorales mammaires.

Toutefois, quelques nuances sont à prendre en considération. Tout d’abord, l’absence de différences majeures entre les différents statuts d’adipocytes ne reflète peut-être pas la réalité du tissu adipeux. En effet celui-ci est composé de nombreuses autres cellules comme les macrophages jouant également un rôle dans la progression tumorale au travers de la sécrétion de cytokines pro-inflammatoires. De façon intéressante, Lapeire et al. ont montré dans leur étude que la sécrétion des cytokines pro-inflammatoires IL6 et CCL22 étaient 5 et 4 fois plus forte dans la fraction stromale vasculaire du tissu adipeux que dans les adipocytes isolés (Lapeire et al., 2017). C’est d’ailleurs dans cette fraction stromale vasculaire que se trouve les ASCs. Plusieurs travaux récents tendent à montrer un rôle important des ASCs dans la progression tumorale (Eterno et al., 2014; Ritter et al., 2015; Sakurai et al., 2017) et nos résultats pourraient également indiquer que « l’empreinte » du statut des patientes, ou celle de l’exposition tumorale ne persiste pas une fois mis en culture in vitro ou après différenciation. Il serait donc extrêmement intéressant de comparer dans de futurs travaux l’influence des sécrétions des ASCs de patientes saines par rapport à celles des ASCs péritumoraux. Une autre perspective intéressante serait de réaliser des cocultures 3D d’adipocytes ou d’ASCs avec des cellules tumorales afin d’analyser les sécrétomes mais également les effets de la mise en place d’un dialogue entre les deux types cellulaires.

135

136 van ’t Veer, L.J., Dai, H., van de Vijver, M.J., He, Y.D., Hart, A.A.M., Mao, M., Peterse, H.L., van der Kooy, K., Marton, M.J., Witteveen, A.T., et al. (2002). Gene expression profiling predicts clinical outcome of breast cancer. Nature 415, 530–536.

Acharyya, S., Oskarsson, T., Vanharanta, S., Malladi, S., Kim, J., Morris, P.G., Manova-Todorova, K., Leversha, M., Hogg, N., Seshan, V.E., et al. (2012). A CXCL1 Paracrine Network Links Cancer Chemoresistance and Metastasis. Cell 150, 165–178. Almog, N., Henke, V., Flores, L., Hlatky, L., Kung, A.L., Wright, R.D., Berger, R., Hutchinson, L., Naumov, G.N., Bender, E., et al. (2006). Prolonged dormancy of human liposarcoma is associated with impaired tumor angiogenesis. FASEB J. 20, 947–949.

Alowami, S., Troup, S., Al-Haddad, S., Kirkpatrick, I., and Watson, P.H. (2003). Mammographic density is related to stroma and stromal proteoglycan expression. Breast Cancer Res. 5, R129.

Amadou, A., Hainaut, P., and Romieu, I. (2013). Role of obesity in the risk of breast cancer: Lessons from anthropometry. J. Oncol. 2013.

Amann, T., Maegdefrau, U., Hartmann, A., Agaimy, A., Marienhagen, J., Weiss, T.S., Stoeltzing, O., Warnecke, C., Schölmerich, J., Oefner, P.J., et al. (2009). GLUT1 Expression Is Increased in Hepatocellular Carcinoma and Promotes Tumorigenesis. Am. J. Pathol. 174, 1544–1552.

Anderson, W.F., Rosenberg, P.S., Prat, A., Perou, C.M., and Sherman, M.E. (2014). How Many Etiological Subtypes of Breast Cancer: Two, Three, Four, Or More? JNCI J. Natl. Cancer Inst. 106, dju165-dju165.

Angelucci, C., Maulucci, G., Lama, G., Proietti, G., Colabianchi, A., Papi, M., Maiorana, A., De Spirito, M., Micera, A., Balzamino, O.B., et al. (2012). Epithelial-Stromal Interactions in Human Breast Cancer: Effects on Adhesion, Plasma Membrane Fluidity and Migration Speed and Directness. PLoS One 7, e50804.

Antoniou, A., Pharoah, P.D.P., Narod, S., Risch, H.A., Eyfjord, J.E., Hopper, J.L., Loman, N., Olsson, H., Johannsson, O., Borg, Å., et al. (2003). Average Risks of Breast and Ovarian Cancer Associated with BRCA1 or BRCA2 Mutations Detected in Case Series Unselected for Family History: A Combined Analysis of 22 Studies. Am. J. Hum. Genet. 72, 1117–1130.

137 Armitageand, P., and Doll, R. (1954). the Age Distribution of Cancer and a Multi-Stage Theory of Carcinogenesis. VIII, 1–12.

Arpino, G., Weiss, H., Lee, A. V, Schiff, R., Placido, S. De, Osborne, C.K., and Elledge, R.M. (2005). Estrogen Receptor – Positive , Progesterone Receptor – Negative Breast Cancer : Association With Growth Factor Receptor Expression and Tamoxifen Resistance. 97.

Arvold, N.D., Taghian, A.G., Niemierko, A., Raad, R.F.A., Sreedhara, M., Nguyen, P.L., Bellon, J.R., Wong, J.S., Smith, B.L., and Harris, J.R. (2018). Age , Breast Cancer Subtype Approximation , and Local Recurrence After Breast-Conserving Therapy. 29, 7–10.

Badowska-Kozakiewicz, A.M., and Budzik, M.P. (2016). Immunohistochemical characteristics of basal-like breast cancer. Contemp. Oncol. (Poznan, Poland) 20, 436–443.

Baer, H.J., Tworoger, S.S., Hankinson, S.E., and Willett, W.C. (2010). Body fatness at young ages and risk of breast cancer throughout life. Am. J. Epidemiol. 171, 1183– 1194.

Balkwill, F., and Mantovani, A. (2001). Inflammation and cancer: back to Virchow? Lancet 357, 539–545.

Balmain, A. (2001). Cancer genetics: from Boveri and Mendel to microarrays. Nat. Rev. Cancer 1, 77–82.

Balmain, A., and Harris, C.C. (2000). Carcinogenesis in mouse and human cells: Parallels and paradoxes. Carcinogenesis 21, 371–377.

Bani, I.A., Williams, C.M., Boulter, P.S., and Dickerson, J.W. (1986). Plasma lipids and prolactin in patients with breast cancer. Br. J. Cancer 54, 439–446.

Banks, E., Beral, V., Bull, D., Reeves, G., Austoker, J., English, R., Patnick, J., Peto, R., Vessey, M., Wallis, M., et al. (2003). Breast cancer and hormone-replacement therapy in the Million Women Study. Lancet 362, 419–427.

Bardou, B.V., Arpino, G., Elledge, R.M., Osborne, C.K., and Clark, G.M. (2003). Prediction Over Estrogen Receptor Status Alone for Adjuvant Endocrine Therapy in Two Large Breast Cancer Databases. 21, 1973–1979.

138 Bareche, Y., Venet, D., Ignatiadis, M., Aftimos, P., Piccart, M., Rothe, F., and Sotiriou, C. (2018). Unravelling triple-negative breast cancer molecular heterogeneity using an integrative multiomic analysis. Ann. Oncol. 29, 895–902.

Barnard, M.E., Boeke, C.E., and Tamimi, R.M. (2015). Established breast cancer risk factors and risk of intrinsic tumor subtypes. Biochim. Biophys. Acta - Rev. Cancer 1856, 73–85.

Barthel, A., Okino, S.T., Liao, J., Nakatani, K., Li, J., Whitlock, J.P., and Roth, R.A. (1999). Regulation of GLUT1 gene transcription by the serine/threonine kinase Akt1. J. Biol. Chem. 274, 20281–20286.

Bauer, K.R., Brown, M., Cress, R.D., Parise, C.A., and Caggiano, V. (2007). Descriptive analysis of estrogen receptor (ER)-negative, progesterone receptor (PR)-negative, and HER2-negative invasive breast cancer, the so-called triple-negative phenotype. Cancer 109, 1721–1728.

Beckner, M.E., Fellows-Mayle, W., Zhang, Z., Agostino, N.R., Kant, J.A., Day, B.W., and Pollack, I.F. (2009). Identification of ATP citrate lyase as a positive regulator of glycolytic function in glioblastomas. Int. J. Cancer 126, NA-NA.

Bekes, E.M., Schweighofer, B., Kupriyanova, T.A., Zajac, E., Ardi, V.C., Quigley, J.P., and Deryugina, E.I. (2011). Tumor-Recruited Neutrophils and Neutrophil TIMP-Free MMP-9 Regulate Coordinately the Levels of Tumor Angiogenesis and Efficiency of Malignant Cell Intravasation. Am. J. Pathol. 179, 1455–1470.

Bellocq, A., Antoine, M., Flahault, A., Philippe, C., Crestani, B., Bernaudin, J.F., Mayaud, C., Milleron, B., Baud, L., and Cadranel, J. (1998). Neutrophil alveolitis in bronchioloalveolar carcinoma: induction by tumor-derived interleukin-8 and relation to clinical outcome. Am. J. Pathol. 152, 83–92.

Benjamin, C.L., and Ananthaswamy, H.N. (2007). P53 and the Pathogenesis of Skin Cancer. Toxicol. Appl. Pharmacol. 224, 241–248.

Bensaad, K., Favaro, E., Lewis, C.A., Peck, B., Lord, S., Collins, J.M., Pinnick, K.E., Wigfield, S., Buffa, F.M., Li, J.-L., et al. (2014). Fatty Acid Uptake and Lipid Storage Induced by HIF-1α Contribute to Cell Growth and Survival after Hypoxia-Reoxygenation. Cell Rep. 9, 349–365.

139 Beral, V., Bull, D., Doll, R., Peto, R., and Reeves, G. (2002). Breast cancer and breastfeeding: Collaborative reanalysis of individual data from 47 epidemiological studies in 30 countries, including 50 302 women with breast cancer and 96 973 women without the disease. Lancet 360, 187–195.

Berenblum, I., and Shubik, P. (1949). An experimental study of the initiating stage of carcinogenesis, and a re-examination of the somatic cell mutation theory of cancer. Br. J. Cancer 3, 109–118.

Berg, A.H., Combs, T.P., and Scherer, P.E. (2002). ACRP30/adiponectin: an adipokine regulating glucose and lipid metabolism. Trends Endocrinol. Metab. 13, 84–89.

Bergamaschi, A., Tagliabue, E., Sørlie, T., Naume, B., Triulzi, T., Orlandi, R., Russnes, H., Nesland, J., Tammi, R., Auvinen, P., et al. (2008). The role of nuclear organization in cancer. J. Pathol. 214, 357–367.

Bergman, R.N., Stefanovski, D., Buchanan, T.A., Sumner, A.E., Reynolds, J.C., Sebring, N.G., Xiang, A.H., and Watanabe, R.M. (2011). A Better Index of Body Adiposity. Obesity 19, 1083–1089.

Bertheau, P., Lehmann-che, J., Varna, M., Dumay, A., Poirot, B., Porcher, R., Turpin,