Cycle de vie de T. gondii et diversité génétique

I.2.1.1. Cycle de vie de T. gondii et comparaison avec H. hammondi

T. gondii SUpVHQWHXQODUJHVSHFWUHG¶K{WHVFRQWUDLUHPHQWjEHDXFRXSG¶DXWUHV$SLFRPSOH[HV (Grigg and Sundar, 2009), avec les félidés comme hôtes définitifs et les homéothermes comme hôtes intermédiaires (Figure 3).

/DUHSURGXFWLRQVH[XpHDOLHXGDQVO¶pSLWKpOLXPLQWHVWLQDOdu Félidé. Il y a différentiation entre JDPqWHPkOHHWJDPqWHIHPHOOHIpFRQGDWLRQSXLVH[FUpWLRQG¶RRF\VWHVGDQVO¶HQYLURQQHPHQW YLD OHV IpFqV 8Q FKDW LQIHFWp SHXW H[FUpWHU GHV PLOOLRQV G¶RRF\VWHV (Dubey, 2001). Ces oocystes ne deviennent infectant TX¶DSUqVVSRUXODWLRQ,OVFRQWLHQQHQWDORUVVSRUR]RwWHVHW SHXYHQWVRXLOOHUO¶HDXOHVRORXOHVYpJpWDX[FHTXLSHUPHWOHXULQJHVWLRQSDUXQDXWUHK{WH Les sporozoïtes contenus dans les oocystes sont alors libérés et se convertissent en tachyzoïtes, qui se répliquent dans la vacuole parasitophore. Ils sortent ensuite activement de la cellule hôte en la détruisant et HQYDKLVVHQWGHQRXYHOOHVFHOOXOHV&HWWHVXFFHVVLRQG¶pWDSHV invasion, réplication, sortie constitue le cycle lytique du toxoplasme. Les tachyzoïtes sont les formes impliquées dans la dissémination rapide du parasite lors de la phase aigüe de O¶LQIHFWLRQ6RXVOHFRQWU{OHGHODUpSRQVHLPPXQLWDLUHGHO¶K{WHOHVWDFK\]RwWHVVHGLIIpUHQWLHQW ensuite en bradyzoïtes, formes dormantes, contenues dans des kystes tissulaires qui PDUTXHQWODSKDVHFKURQLTXHGHO¶LQIHFWLRQ&HVEUDG\]RwWHVRQWODSRVVLELOLWpGHVHWUDQVIRUPHU HQWDFK\]RwWHVQRWDPPHQWORUVG¶XQHIDLEOHVVHGXV\VWqPHLPPXQLWDLUHGHO¶K{WH&¶HVWFH processus qui explique la réactivatioQ GH O¶LQIHFWLRQ DFTXLVH GH IDoRQ DQWpULHXUH SDU OHV SHUVRQQHVLPPXQRGpSULPpHV/HVEUDG\]RwWHVSHXYHQWFRQGXLUHjXQHLQIHFWLRQORUVTX¶LOVVRQW ingérés par un autre hôte, définitif ou intermédiaire (Blader et al., 2015)/DWUDQVPLVVLRQG¶K{WH intermédiaire en hôte intermédiaire par carnivorisme est une particularité de T. gondii qui permet une propagation clonale du parasite. Lorsque O¶LQIHFWLRQHVWDFTXLVHDXFRXUVG¶XQH JURVVHVVHOHVWDFK\]RwWHVSHXYHQWDXVVLWUDYHUVHUOHSODFHQWDHWLQIHFWHUOHI°WXVHQFRXUVGH développement. Trois voies de contamination existent donc : celle par les oocystes de O¶HQYLURQQHPHQWFHOOHSDUOHVN\Vtes tissulaires et la transmission congénitale.

%LHQ TX¶LOV DLHQW GLYHUJp LO \ D HQYLURQ  0D T. gondii et H. hammondi sont PRUSKRORJLTXHPHQW SURFKHV HW MXVTX¶HQ  LOV RQW pWp FRQIRQGXV &HSHQGDQW GHV différences majeures existent dans leur cycle de vie (Figures 3 et 4). En ce qui concerne le VSHFWUH G¶K{WHV FHOXL G¶H. hammondi semble plus restreint bien que des incertitudes GHPHXUHQWSULQFLSDOHPHQWHQUDLVRQGXIDLEOHQRPEUHG¶pWXGHVVXUFHSDUDVLWH3DUH[HPSOH OHVK{WHVGpILQLWLIVVRQWOHVFKDWVHWSUREDEOHPHQWO¶HQVHPEOHGHVIpOLGpVFRPPHF¶HVWOHFDV pour T. gondii mais il est difficile de trouver une étude raSSRUWDQWODSUpVHQFHG¶H. hammondi chez des félidés sauvages. Toutefois, une étude portant sur 45 échantillons de fécès SURYHQDQW GH IpOLGpV VDXYDJHV HQ $PpULTXH &HQWUDOH D UDSSRUWp OD SUpVHQFH G¶RRF\VWHV ressemblant à ceux de T. gondii PDLVQ¶DSDVSXH[FOXUHODSRVVLELOLWpTX¶LOV¶DJLVVHHQIDLW G¶RRF\VWHVG¶H. hammondi par exemple (Patton et al., 1986). Les hôtes intermédiaires naturels trouvés sont les souris, les rats, les chevreuils et les chèvres (Dubey et al., 2013)'¶DXWUHV hôtes, testés de façon expérimentale, ont éWpGpWHUPLQpV,OV¶DJLWGHVFKLHQVGHVFRFKRQV des singes et des lapins mais contrairement à T. gondii les oiseaux ne font pas partie des

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K{WHVLQWHUPpGLDLUHVG¶H. hammondi (Dubey and Sreekumar, 2003). Une autre différence entre OHVGHX[SDUDVLWHVHVWTX¶H. hammondi a obligatoirement un cycle à deux hôtes. Les oocystes HW OHV WDFK\]RwWHV Q¶LQIHFWDQW SDV OHV FKDWV FHV GHUQLHUV QH SHXYHQW GRQF V¶LQIHFWHU TX¶HQ ingérant des proies présentant des kystes tissulaires contenant des bradyzoïtes d¶+ hammondi. En ce qui concerne les hôtes intermédiaires, seuls les oocystes peuvent les infecter. De plus, H. hammondi ne se transmet pas de façon congénitale. Ces caractéristiques UHQGHQWREOLJDWRLUHOHSDVVDJHSDUO¶K{WHGpILQLWLIHWSDUO¶K{WHLQWHUPpGLDLUHHWQHGRQQHQWSDV OD SRVVLELOLWp j FH SDUDVLWH GH VH SURSDJHU G¶K{WH LQWHUPpGLDLUH HQ K{WH LQWHUPpGLDLUH SDU FDUQLYRULVPHFRPPHF¶HVWOHFDVSRXUT. gondii. Chez le chDWLOQ¶\DSDVGHGpYHORSSHPHQW extra intestinal, et seuls des schizontes et des gamontes ont été détectés. Chez la souris contrairement à T. gondiiOHVN\VWHVG¶H. hammondi se forment préférentiellement au niveau des muscles et des poumons et non pas du cerveau. (Dubey and Sreekumar, 2003). Le faible QRPEUH G¶pWXGHV VXU H. hammondi V¶H[SOLTXH SULQFLSDOHPHQW SDU OH IDLW TX¶LO V¶DJLW G¶XQ organisme qui ne provoque pas de manifestations cliniques. Il est de plus, difficile à différentier de T. gondii(QFHTXLFRQFHUQHOHVH[DPHQVFRSURORJLTXHVOHVRRF\VWHVG¶H. hammondi et de T. gondii sont similaires. Il existe aussi des réactions croisées en sérologie mais aussi en biologie moléculaire selon les amorces utilisées (Dubey et al., 2013)/¶LQRFXODWLRQDX[VRXULV UHVWHGRQFO¶XQGHVPHLOOHXUVPR\HQVGHOHVGLIIpUHQFLHUHWFHFLHQUDLVRQGHVGLIIpUHQFHVGH leur cycle de vie. Les bradyzoïtes de T. gondii étant infectant pour les hôtes intermédiaires, ce parasite peut se maintenir indéfLQLPHQW FKH] OD VRXULV DORUV TX¶H. hammondi ne peut se PDLQWHQLUSOXVG¶XQSDVVDJH(Dubey and Sreekumar, 2003).

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Figure 3 : Cycle de vie de Toxoplasma gondii

Source : Mercier (2010)$YHFO¶DXWRULVDWLRQG¶$XUpOLHQ0HUFLHU

Figure 4 &\FOHGHYLHG¶Hammondia hammondi

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I.2.2. Diversité génétique de T. gondii

Plusieurs arguments biologiques, principalement des différences entre isolats de T. gondii concernant la virulence chez la souris, la cDSDFLWpGHSURGXFWLRQG¶RRF\VWHVHWODYLWHVVHGH UpSOLFDWLRQ HQ FXOWXUH FHOOXODLUH RQW IDLW VRXSoRQQHU O¶H[LVWHQFH G¶XQH FHUWDLQH GLYHUVLWp génétique dans la population du parasite (Dardé, 1997). Dans les années 1990, des WHFKQLTXHVSHUPHWWDQWO¶pWXGHGHODVWUXFWXUHGHSRSXODWLRQGHT. gondii se sont développées (Ferguson, 2009).

I.2.2.1. Marqueurs utilisés pour génotyper T. gondii

/¶REMHFWLI GHV PLVHV DX SRLQW GHV GLIIpUHQWHV PpWKRGHV GH JpQRW\SDJH HVW G¶DYRLU XQH résolution suffisamment élevée pour distinguer les différentes souches.

Les premières études ont utilisé les isoenzymes et la méthode de PCR-RFLP qui ont montré des résultats concordants (Dardé et al., 1992; Howe et al., 1997).

ActuellePHQWOHJpQRW\SDJHHVWSULQFLSDOHPHQWUpDOLVpjO¶DLGHGHWURLVPpWKRGHVPXOWLORFXV ODSULVHHQFRPSWHG¶XQVHXOORFXVQHSHUPHWWDQWSDVGHGpWHUPLQHUDYHFSUpFLVLRQOHJpQRW\SH G¶XQLVRODW

x /HVPLFURVDWHOOLWHVFRUUHVSRQGHQWjGHVUpSpWLWLRQVG¶XQFRXUWPRWLIQXFOpRWLGLTXHj 6 bp) et sont omniprésents dans les génomes eucaryotes. Ces répétitions entraînent des erreurs de la polymérase lors de la réplication, conduisant à un nombre de répétitions différents. Le polymorphisme de longueur induit est alors utilisé dans cette méthode pour différencier les souches (Ajzenberg et al., 2010).

x Polymerase chain reaction-restriction fragment length polymorphism (PCR-RFLP) : méthode basée sur des endonucléases qui reconnaissent des single nucleotide polymorphisms (SNPs) et coupent le produit PCR à cet endroit. Après cette digestion, les fragments sont révélés par électrophorèse sur JHOG¶DJDURVH,OV¶DJLWGRQFHQFRUH G¶XQSRO\PRUSKLVPHGHORQJXHXU(Su et al., 2009).

x Le séquençage de frDJPHQWVG¶$'1 FHWWHPpWKRGHSHUPHWG¶DYRLUDFFqVjO¶HQVHPEOH de la séquence et donc à différents types de polymorphismes : SNPs, insertions et délétions.

En général, le taux de mutation des microsatellites chez les eucaryotes est estimé entre 10-2

et 10-5 par locus par réplication (Su et al., 2009). Il est donc plus important que celui des SNPs identifiés avHF OHV GHX[ GHUQLqUHV PpWKRGHV TXL HVW G¶HQYLURQ -9 à 10-10 par position nucléotidique et par réplication. Ces différences dans les taux de mutations peuvent améliorer la résolution de la méthode basée sur les microsatellites, la rendant particulièrement utile pour différentier des isolats génétiquement très proches. Le séquençage est long et couteux mais HVWLQGLVSHQVDEOHHQFDVG¶pWXGHSK\ORJpQpWLTXH0DOJUpVRQIDLEOHSRXYRLUGLVFULPLQDWRLUHOD technique PCR-RFLP est la plus répandue dans les laboratoires en raison de son faible coût FDUHOOHQHQpFHVVLWHSDVG¶DSSDUHLOGHVpTXHQoDJH

La comparaison des résultats entre les différentes techniques est un problème car DFWXHOOHPHQWV\VWqPHVGHGpVLJQDWLRQGHJpQRW\SHVH[LVWHQWHQOLHQDYHFO¶XWLOLVDWLRQ de marqueurs précis pour les 3 méthodes ci-dessus.

Une méthode par microsatellite utilisant une seule PCR multiplex avec 15 marqueurs localisés sur 11 chromosomes différents (TUB2, W35, TgM-A, B18, B17, M33, IV.1, XI.1, M48, M102, N60, N82, AA, N61, N83) a été mise au point. Elle permet deux niveaux de discrimination des souches. Le premier, avec les 8 marqueurs TUB2, W35, TgM-A, B18, B17, M33, IV.1 et XI.1

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permet le typage des souches, en différenciant les 3 groupes clonaux majeurs I, II et III et les génotypes atypiques. Parmi ces génotypes atypiques, certains sont caractéristiques de régions géographiques et ont une dénomination qui rappelle cette origine, comme par exemple Africa 1±3, Caribbean 1±3 ou Chinese 1. Le deuxième niveau avec les marqueurs M48, M102, N60, N82, AA, N61, N83 permet une discrimination plus fine en différentiant des souches appartenant à la même lignée (Ajzenberg et al., 2010). La méthode par PCR-RFLP repose sur une PCR multiplex avec 10 marqueurs (SAG1, SAG2, SAG3, BTUB, GRA6, c22-8, c29-2, L358, PK1 et Apico). Pour résoudre le problème de la désignation de nombreux génotypes, ceux identifiés par PCR-RFLP sont désignés comme des génotypes « ToxoDB PCR-RFLP #»

VXLYLVG¶XQQRPEUHVSpFLILTXH/DOLVWHGHVJpQRW\SHVGpFULWVjO¶KHXUHDFWXHOOHSDU3&5-RFLP est disponible sur une base de données publique

(http://toxodb.org/toxo/showQuestion.do?questionFullName=RflpIsolateQuestions.ByGenoty peNumber, accédé le 17/10/2016). La désignation par haplogroupes est quant à elle basée sur la méthode du séquençage multilocus de 8 introns de 5 loci : UPRT (introns 1 et 7), MIC2 (introns 1 et 3), BTUB (introns 1 et 2), EF1 (intron1) et HP LQWURQ&HSHQGDQWG¶DXWUHV marqueurs peuvent être associés à ces introns comme des marqueurs PCR-RFLP (Su et al., 2012)'HSOXVO¶pYROXWLRQGHVPpWKRGHVGHVpTXHQoDJHDpJDOHPHQWFRQGXLWjXWLOLVHUOHV 613VSURYHQDQWGHJpQRPHVFRPSOHWVDILQG¶LGHQWLILHUOHVKDSORJURXSHV(Lorenzi et al., 2016). $O¶KHXUHDFWXHOOHKDSORJURXSHVRQWpWpGpFULWV

I.2.2.2. Principaux résultats

&HVPpWKRGHVGHJpQRW\SDJHSHUPHWWHQWG¶LGHQWLILHUGHQRXYHDX[JpQRW\SHVHWGHGpFULUHOHXU circulation dans les différentes régions. Cependant, il est difficile à partir de ces résultats de FRPSUHQGUH OHV OLHQV HQWUH OHV GLIIpUHQWHV VRXFKHV ,O IDXW VRXOLJQHU DXVVL O¶LPSRUWDQW ELDLV G¶pFKDQWLOORQQDJH GH WRXWHV OHV pWXGHV TXL SULYLOpJLHQW O¶LVROement de souches provenant G¶DQLPDX[GRPHVWLTXHVSRXOHWVFKDWVFKLHQVPRXWRQVHWFGDQVGHV]RQHVJpRJUDSKLTXHV accessibles. La collection de souches de T. gondii est difficile car le parasite est tissulaire, ce TXLQpFHVVLWHO¶LQRFXODWLRQGXSDUDVLWe encore vivant aux souris à partir de tissus frais et donc OD SUpVHQFH G¶XQH DQLPDOHULH HW G¶XQH ORJLVWLTXH GH WHUUDLQ SDUWLFXOLqUHPHQW HIILFDFH &HV OLPLWDWLRQV H[SOLTXHQW OD UDUHWp GHV VRXFKHV SURYHQDQW G¶DQLPDX[ VDXYDJHV RX G¶HQGURLWV GLIILFLOHVG¶DFFqs sans infrastructure adaptée. Quand on regarde la carte de provenance des souches de T. gondiiLOHVWFODLUTXHGHVUpJLRQVLPPHQVHVFRPPHO¶$IULTXHVXE-saharienne RX O¶$VLH VRQW ODUJHPHQW VRXV-échantillonnées, ce qui est un biais majeur dans notre connaissance de la diversité de ce parasite (Figure 5).

Les premières études réalisées tendaient à suggérer que T. gondii présentait une structure de SRSXODWLRQ FORQDOH DYHF  SULQFLSDX[ W\SHV FORQDX[ , ,, HW ,,, /¶XWLOLVDWLRQ GH PpWKRGHV FRPSUHQDQWXQQRPEUHFURLVVDQWGHPDUTXHXUVDLQVLTXHO¶DXJPHQWDWLRQGHO¶pFKDQWLOORQQDJH dans des zones reculées ont permis de mettre à jour une structure plus complexe. Les génotypes définis par les méthodes de PCR-RFLP et microsatellite ont permis de déterminer quels génotypes étaient présents et dominaient dans différentes régions géographiques. -XVTX¶HQOHW\SDJHSDU3&5-RFLP a permis de classer 1457 isolats en 189 génotypes et a révélé que la diversité génétique de T. gondii se structurait géographiquement. Un FRQWUDVWHH[LVWHHQWUHO¶$PpULTXHGX6XGHW&HQWUDOHHWOHVDXWUHVUpJLRQV(QHIIHWGDQVOD plupart des régions, un RXSOXVLHXUVJpQRW\SHVGRPLQHQW/¶$PpULTXHGX1RUGSUpVHQWHUDLW génotypes mais les génotypes ToxoDB PCR-RFLP #1, 2, 3, 4 et 5 prédomineraient. Le génotype #1 correspond au type clonal II, le #2 au type III, le #3 au type II variant, les #4 et #5

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au type 12 (E Keats Shwab, 2013)/HW\SHHVWXQJpQRW\SHFORQDOG¶DERUGGpWHFWpFKH] les loutres de Californie puis chez les animaux sauvages en Amérique du Nord (Khan et al., 2011a; Miller et al., 2004; Sundar et al., 2008). En Europe 9 génotypes ont été détectés mais OHV JpQRW\SHV   HW  SUpGRPLQHUDLHQW /¶$VLH SUpVHQWHUDLW  JpQRW\SHV DYHF XQH dominance des génotypes #9 et #10. Le génotype #10 correspond au type clonal I tandis que le génotype #9 correspond à Chinese 1. En Afrique où 13 génotypes ont été détectés, ce sont les génotypes #2 et 3 qui seraient majoritaires. En Amérique du Sud et Centrale, 156 génotypes étaient présents et aucun ne dominerait de façon claire. Contrairement aux autres UpJLRQV OHV W\SHV FORQDX[ , ,, HW ,,, V¶\ WURXYHraient en faible fréquence. Cependant, des contrastes existent entre les différentes zones, comme le montre la prédominance des types II et III au Chili, séparé de la plupart des autres pays par la cordillère des Andes (Figure 5). Les diversités intra-populationnelles ont montré une plus forte diversité en Amérique du Sud HW &HQWUDOH VXLYLHV SDU O¶$PpULTXH GX 1RUG /HV GLYHUJHQFHV HQWUH SRSXODWLRQV RQW pWp PHVXUpHVjO¶DLGHGHO¶LQGLFH)VW/HSOXVSHWLW)VWDpWpFDOFXOpHQWUHO¶$PpULTXHGX1RUGHW O¶(XURSH SRXU OHVTXHOOHV DXFXQH GLIIpUHQFH VLJQLILFDWLYH Q¶D pWp WURXYpH 'HV GLIIpUHQFHV significatives ont été trouvées entre toutes les autres populations, avec le plus fort Fst détecté HQWUHO¶$PpULTXHGX1RUGG¶XQHSDUWHWO¶$PpULTXHGX6XGHW&HQWUDOHG¶DXtre part (E Keats Shwab, 2013).

Figure 5 : Distribution géographique des génotypes de Toxoplasma gondii. Les chiffres autour des diagrammes en secteurs représentent les génotypes ToxoDB PCR-RFLP. Dans certains cas, pour les principaux génotypes, le nom alternatif a été donné en gras. La taille des diagrammes est corrélée au QRPEUH G¶pFKDQWLOORQV Q SULV HQ FRPSWH GDQV OD ]RQH /HV FRXOHXUV GLIIpUHQWHV UHSUpVHQWHQW GHV génotypes différents.

Source : Adapté de E Keats Shwab (2013)

Les analyses conduisant à la formation de réseaux, ont permis de définir des haplogroupes et des clades, qui donnent des indications basiques sur les relations entre les génotypes. /¶LGHQWLILFDWLRQ GHV KDSORJURXSHV pYROXH DYHF O¶DMRXW GH QRXYHOOHV VRXFKes. Onze

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KDSORJURXSHVRQWG¶DERUGpWpGpILQLVjSDUWLUGHVRXFKHVVXUODEDVHGHVLQWURQVGH locus. Parmi eux, les groupes 1 à 3 étaient prédominants en Europe et en Amérique du Nord, les haplogroupes 4, 5 et 8-10 rassemblaient essentiellement des sRXFKHVG¶$PpULTXHGX6XG Le groupe 6 était largement répandu (Europe, Amérique du Sud et Afrique) (Khan et al., 2007). /DSULVHHQFRPSWHG¶LVRODWVG¶$PpULTXHGX1RUGSURYHQDQWG¶K{WHVGRPHVWLTXHVPDLVDXVVL sauvages et ayant été génotypés en type X ou A, et en atypiques, a conduit à la détermination GHO¶KDSORJURXSHVXUODEDVHGHVLQWURQV&HWWHDQDO\VHDpWpFRQILUPpHSDUO¶XWLOLVDWLRQ de gènes codant pour un antigène de surface (SAG1) et pour des protéines de granules denses (GRA6 et GRA7) (Khan et al., 2011a)/¶DGGLWLRQGHVRXFKHVFKLQRLVHVHWDIULFDLQHVD permis ensuite de définir 2 nouveaux hDSORJURXSHV OH  HW OH  /¶KDSORJURXSH  HVW constitué de souches chinoises, dont le génotype avait déjà été défini par PCR-RFLP. /¶DQDO\VH GHV LQWURQV PRQWUH TXH FHV VRXFKHV IRUPHQW XQ KDSORJURXSH LQGpSHQGDQW /¶KDSORJURXSH  HVW FRQVWLWXp GH VRXFKHs génotypées comme Africa 3 SDU O¶DQDO\VH microsatellite (Khan et al., 2011b)/¶KDSORJURXSHIXWHQVXLWHGpILQL,OHVWIRUPpGHVRXFKHV brésiliennes, et est proche des haplogroupes 5 et 10 dont les souches ont été isolées en Guyane Française (Su et al., 2012)8QVHL]LqPHKDSORJURXSHDpWpSURSRVpjSDUWLUG¶XQH analyse sur les SNPs du génome (Figure 6). Certaines souches qui se groupaient avec les haplogroupes 4 et 8 se démarquent nettement dans cette analyse (Lorenzi et al., 2016). Cette GpVLJQDWLRQHQKDSORJURXSHVQ¶HVWGRQFSDVIL[HHWFKDQJHHQIRQFWLRQGHVPpWhodes et des souches utilisées.

Figure 6 : Structure de population de Toxoplasma gondii. Analyse en Neighbor-net, réalisée à partir de SNPs provenant de génomes complets. Les couleurs de fond avec les lettres correspondent aux principaux clades. Les haplogroupes sont indiqués par les chiffres en face des souches représentatives %DUUHG¶pFKHOOH : nombre de SNPs par site.

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I.2.2.3. Les moteurs de la diversité génétique de T. gondii

La complexité du cycle de T. gondii ainsi que les différentes études sur sa diversité génétique ont conduit à un débat sur la part de la propagation clonale et des recombinaisons génétiques dans la structure de population de ce pathogène (Wendte et al., 2011)&HGpEDWV¶pWHQGSOXV largement aux pathogènes protozoaires (Ramírez and Llewellyn, 2014; Tibayrenc and Ayala, 2014)/¶H[LVWHQFHG¶XQF\FOHVH[XpELHQGpILQLFKH]OHVIpOLGpVSHUPHWODFUpDWLRQGHGLYHUVLWp JpQpWLTXH/DIpFRQGDWLRQDOLHXHQWUHXQPLFURJDPqWHHWXQPDFURJDPqWHGDQVO¶K{WHGpILQLWLI et produit un zygote diploïde. La méiose intervient rapidement après cette fécondation, au VWDGH RRF\VWH UpWDEOLVVDQW O¶KDSORwGLH GH T. gondii. Au cours de cette méiose, les recombinaisons génétiques sont permises par deux mécanismes O¶DVVRUWLPHQWLQGpSHQGDQW correspondant à la séparation au hasard des chromosomes homologues et le crossing-over, FRUUHVSRQGDQWjO¶pFKDQJHGHPDWpULHOJpQpWLTXHSDUGHVFKURPDWLGHVQRQ-V°XUVGHGHX[ chromosomes homologues.

Cependant, dans le cas de T. gondii SOXVLHXUV IDFWHXUV PRGXOHQW O¶LPSRUWDQFH GH OD reproduction sexuée et de la production de diversité génétique, en favorisant une propagation clonale.

0rPHVLOHSDUDVLWHSDVVHSDUVRQK{WHGpILQLWLIHWTX¶LO\DUHSURGXFWLRQVH[XpHO¶LQIHFWLRQGHV félidés par une seule souche ne peut produire que des gamètes mâles et femelles génétiquement identiques, conduisant à une fécondation de type « self-mating ». Il a été montré que le « self-mating ªpWDLWXQHDGDSWDWLRQFOpSRXYDQWFRQGXLUHjO¶H[SDQVLRQFORQDOH GH WHOV JpQRW\SHV ORUV G¶XQH pSLGpPLH (Wendte et al., 2010) %LHQ TX¶LO V¶DJLVVH G¶XQH UHSURGXFWLRQ VH[XpH LO Q¶ \ D SDV GH QRXYHOOHV FRPELQDLVRQV DOOpOLTXHV GDQV OD SURJpQLH puisque les deux gamètes parentaux fournissent des allèles identiques (Sibley and Ajioka, 2008). Il faut donc que deux souches différentes soient ingérées par un Félidé (une proie infectée par dHX[VRXFKHVRXLQJHVWLRQGHGHX[SURLHVGLIIpUHQWHVjSHXGHWHPSVG¶LQWHUYDOOH SRXUTXHODUHFRPELQDLVRQSXLVVHFUpHUGHQRXYHOOHVFRPELQDLVRQVG¶DOOqOHVFHTXLVHPEOH rare chez T. gondii. Il semble donc que ce soit la propagation clonale qui soit favorisée chez ce parasite, cette dernière étant largement amplifiée par le fait que les kystes puissent infecter OHVK{WHVLQWHUPpGLDLUHVSDUFDUQLYRULVPHHWTX¶LO\DLWSRVVLELOLWpGHWUDQVPLVVLRQFRQJpQLWDOH (Grigg and Sundar, 2009). Les premières études sur la diversité de T. gondii suggéraient G¶DLOOHXUVTX¶LOSUpVHQWDLWXQHVWUXFWXUHGHSRSXODWLRQFORQDOHDYHFOHVWURLVSULQFLSDX[W\SHV, II et III. Cependant, le sur-échantillonnage de TXHOTXHVJpQRW\SHVQHSHUPHWSDVG¶H[FOXUH une structure sous-MDFHQWH FRPSUHQDQW GLYHUV JpQRW\SHV SUpVHQWDQW GHV WDX[ G¶pFKDQJHV JpQpWLTXHVpOHYpVFRPPHF¶HVWOHFDVSRXUOHVVWUXFWXUHVGHSRSXODWLRQpSLGpPLTXHV(Wendte et al., 2011). Les 3 prinFLSDX[W\SHVFORQDX[VHUDLHQWG¶DLOOHXUVGHVUHFRPELQDQWVVRXOLJQDQW O¶LPSRUWDQFHGXU{OHGHODUHSURGXFWLRQVH[XpHGDQVODSRSXODWLRQGHT. gondii (Boyle et al., 2006)/DGLYHUVLILFDWLRQGHO¶pFKDQWLOORQQDJHDpJDOHPHQWFRQGXLWjUHFRQVLGpUHUO¶K\SRWKqVH G¶XQH SRSXODWLRQ FORQDOH HQ PHWWDQW HQ pYLGHQFH OD SUpVHQFH G¶XQH GLYHUVLWp HW GH recombinaisons génétiques plus importantes que ce qui était pensé, dans certaines régions en particulier en Amérique du Sud (Pena et al., 2008; Vitaliano et al., 2014) mais aussi, dans une moindre mesure en Afrique (Bontell et al., 2009; Mercier et al., 2010) et en Asie (Dubey et al., 2007b, 2007a)/HVREVHUYDWLRQVIDLWHVjSDUWLUG¶DQLPDX[GRPHVWLTXHVHWG¶KXPDLQVQH VRQWSDVOHVPrPHVTXHFHOOHVIDLWHVjSDUWLUG¶DQLPDX[VDXYDJHV(Ajzenberg et al., 2004; Vitaliano et al., 2014), amenant à parler de O¶H[LVWHQFHG¶XQF\FOHGRPHVWLTXHHWG¶XQF\FOH sylvatique. Une étude réalisée en Guyane Française où un environnement anthropisé le long GHVF{WHVFRH[LVWHDYHFO¶HQYLURQQHPHQWVDXYDJHGHODIRUrWDPD]RQLHQQHDSHUPLVGHPHWWUH en évidence deux populations génétiquement distinctes. Par rapport à la population

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anthropisée, la population sauvage présenterait une diversité plus élevée, pas de déséquilibre GH OLDLVRQ HW Q¶pWDLW SDV VWUXFWXUpH /D ULFKHVVH HQ K{WHV LQWHUPpGLDLUHV HW OD SUpVHQFH GH plusieurs espèces de félidés dans la forêt amazonienne influenceraient les flux de gènes et la